Summary
הפרוטוקול הנוכחי מתאר שלוש שיטות למתן חומרים טיפוליים קרדיואקטיביים במודל חזירי. נקבת החזיר קיבלה טיפול באמצעות: (1) הוראקוטומיה והזרקה טרנס-אפיקרדיאלית, (2) הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מבוססת צנתר, או (3) עירוי תוך ורידי באמצעות מיני-משאבה אוסמוטית של ורידים ג'וגולריים.
Abstract
אוטם שריר הלב הוא אחד הגורמים המובילים למוות ונכות ברחבי העולם, ויש צורך דחוף באסטרטגיות חדשניות להגנה על הלב או התחדשות. מרכיב חיוני בפיתוח תרופות הוא קביעת האופן שבו יינתן טיפול חדשני. מודלים רלוונטיים מבחינה פיזיולוגית של בעלי חיים גדולים הם בעלי חשיבות קריטית בהערכת ההיתכנות והיעילות של אסטרטגיות העברה טיפוליות שונות. בשל הדמיון שלהם לבני אדם בפיזיולוגיה של הלב וכלי הדם, באנטומיה של כלי הדם הכליליים וביחס משקל הלב למשקל הגוף, חזירים הם אחד המינים המועדפים בהערכה הפרה-קלינית של טיפולים חדשים לאוטם שריר הלב. הפרוטוקול הנוכחי מתאר שלוש שיטות למתן חומרים טיפוליים קרדיואקטיביים במודל חזירי. לאחר אוטם שריר הלב המושרה על ידי מלעורית, נקבת החזיר מגזע היבשה קיבלה טיפול בחומרים חדשניים באמצעות: (1) בית החזה והזרקת טרנס-אפיקרדיאלי, (2) הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מבוססת צנתר, או (3) עירוי תוך ורידי באמצעות מיני-משאבה אוסמוטית של ורידים ג'וגולריים. ההליכים המשמשים עבור כל טכניקה ניתנים לשחזור, וכתוצאה מכך אספקת תרופות קרדיואקטיבית אמינה. מודלים אלה יכולים להיות מותאמים בקלות כך שיתאימו לעיצובי מחקר בודדים, וניתן להשתמש בכל אחת מטכניקות המסירה הללו כדי לחקור מגוון התערבויות אפשריות. לכן, שיטות אלה הן כלי שימושי עבור מדענים תרגומיים המחפשים גישות ביולוגיות חדשניות בתיקון לב לאחר אוטם שריר הלב.
Introduction
מחלת לב כלילית (CAD) ואוטם שריר הלב הקשור לגובה ST (STEMI) הן סיבות המוות הבולטות ברחבי העולם. בשני העשורים האחרונים, הושגה התקדמות רבה בהפחתת התמותה בבית החולים של חולים המציגים STEMI, באמצעות הופעת התערבות כלילית מלעורית, טיפולים פיברינוליטיים, וסטנדרטיזציה של אלגוריתמים לטיפול כדי להבטיח כי רפרפוזיה מושגת בזמן 1,2,3. למרות זאת, התחלואה הקשורה ל- STEMI נותרה נטל משמעותי, ולכן נוצר צורך גדול בפיתוח טיפולים חדשניים להגנה על הלב ולהתחדשות 2,3. מרכיב חיוני בהתפתחות הטיפולית הוא הקביעה כיצד יינתן טיפול חדשני4. יש להתאים את הבטיחות, היעילות וההיתכנות של כל שיטה למאפייני הטיפול עצמו.
מודלים רלוונטיים מבחינה פיזיולוגית של בעלי חיים גדולים הם קריטיים בהערכת תכונות אלה של אסטרטגיות העברה טיפוליות שונות5. בשל הדמיון שלהם לבני אדם בפיזיולוגיה של הלב וכלי הדם, באנטומיה של כלי הדם הכליליים וביחס משקל הלב למשקל הגוף, חזירים הם אחד המינים המועדפים בהערכה פרה-קלינית של טיפולים חדשים לאוטם שריר הלב6. השתמשנו בעבר במודל STEMI חזירי כדי להדגים את יכולת התיקון של טיפול בחלבון רקומביננטי7, ואנו ממשיכים לחקור טיפולים פרמקולוגיים, תאיים וגנטיים חדשניים באמצעות מודל זה. כאן מתוארות שלוש טכניקות של ניהול טיפולי המשמשות במודלים של חזירים לאחר יצירת אוטם: בית החזה והזרקה טרנסאפיקרדיאלית, הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מלעורית והשתלת משאבה זעירה אוסמוטית ורידית ג'וגולרית. שתי השיטות הראשונות מאפשרות אספקת רקמות מקומית, הפחתת מינונים נדרשים, השפעות מחוץ למטרה, ומטבוליזם במעבר ראשון בכבד 8,9,10. המיני-משאבה האוסמוטית מאפשרת אספקה רציפה של תרופה בעלת זמן מחצית חיים קצר, ושוללת את ההסתמכות על משאבת עירוי וצינורית תוך ורידית פטנטית, שתיהן מאתגרות ליישום במודלים של בעלי חיים גדולים.
על ידי תיאור טכניקות אלה, יש לקוות כי מאמר זה יכול לסייע למדענים תרגומיים לחקור חומרים חדשניים להגנה על הלב או חומרים רגנרטיביים לאחר אוטם שריר הלב במודלים של בעלי חיים גדולים.
Protocol
כל הניסויים בוצעו בהתאם ל"קוד האוסטרלי לטיפול ושימוש בבעלי חיים למטרות מדעיות" ואושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים במחוז הבריאות המקומי של מערב סידני. במחקר הנוכחי נעשה שימוש בזימים לבנים גדולים מגזע היבשה, במשקל 18-20 ק"ג.
1. גידול בעלי חיים
- שכן את בעלי החיים על פי תקנות ועדת האתיקה המקומית לבעלי חיים.
הערה: בעלי החיים הכלולים בפרוטוקול זה שוכנים בנפרד כדי למנוע לחימה ופציעה ולהבטיח שאין תחרות על מזון. עם זאת, כל בעלי החיים יכלו לראות, לשמוע ולהריח פרטים. העטים שלהם כוללים ריצוף בטון כדי להקל על הניקוי, ויש להם חלק מוגן פנימי וחיצוני. חזירים מסופקים עם מצעי קש בחלק הפנימי ו'צעצועים' העשרה בחלק החיצוני.
2. הרגעה והרדמה כללית
- הרגעה
- ודא שבעל החיים היה בצום לפחות 12 שעות לפני תחילת כל טשטוש כבד או הרדמה כללית.
- אם לבעל החיים עדיין אין גישה וסקולרית בצורה של קו מרכזי, השתמש בפרוטוקול הרגעה תוך שרירי.
- הרגעה תוך שרירית מורכבת מ-8 מ"ג/ק"ג קטמין, 0.3 מ"ג/ק"ג מידזולם, 0.2 מ"ג/ק"ג מתדון ו-10 מק"ג/ק"ג מדטומידין (ראו טבלת חומרים). לנהל תערובת זו לתוך השרירים epaxial של החיה עם מחט 21 גרם. בממוצע, לבעלי חיים לוקח 5-10 דקות להיות מורדמים בכבדות.
הערה: חזיר לחוץ עמיד יותר להרגעה; ודא שמטפל רגוע ובטוח מרגיע את בעל החיים ושהחיה אינה לחוצה יתר על המידה. אם בעל החיים נכנס ללחץ, עדיף להשאיר אותם לבד במשך 5-10 דקות ולנסות שוב. - לבצע טשטוש תוך ורידי אם יש קו מרכזי במקום ופטנט. הרגעה תוך ורידית מורכבת מ-2 מ"ג/ק"ג קטמין, 0.2 מ"ג/ק"ג מידזולם, 0.2 מ"ג/ק"ג מתדון ו-2 מק"ג/ק"ג מדטומידין.
- יש לשטוף תחילה את קו העירוי בעירוי עם 0.9% נתרן כלורי כדי להבטיח פטנט. לאחר מכן, לדחוף לאט מחצית מזרק מעורב דרך הקו סומק עם 0.9% נתרן כלורי.
- שימו לב לחיה, אשר חייב להיות מורדם מאוד בתוך 20-30 שניות. אם בעל החיים עדיין לא טשטש, שטפו את החצי הנותר של המזרק, כמתואר בשלב 2.1.5.
- גישה וסקולרית
- לאחר טשטוש מתאים, העבירו את החזיר לחדר הניתוח.
- יש לחמצן מראש את החזיר עם מסכת פנים וקצב זרימת חמצן של 5 ליטר/דקה. חבר מד דופק אוקסימטר לזנב החזיר, לאוזניים או ללשון כדי לפקח על בעל החיים לאורך כל הדרך.
- באמצעות צינורית 22 או 24 G, קבל גישה הן לוורידי האוזן השוליים השמאלית והן לוורידי האוזן הימנית, ואבטח באמצעות נייר דבק.
- הרדמה כללית
- מקמו את החזיר בשכיבה עצם החזה.
- יש לתת 1-3 מ"ג/ק"ג פרופופול (ראו טבלת חומרים) תוך ורידי בדחיפה איטית לתוצאה. בקש מעוזר להחזיק את הפה של החיה פתוח (הלסת צריכה להיות רפויה בשלב זה) ולהאריך את הצוואר.
- השתמש בלרינגוסקופ (ראה טבלת חומרים) כדי לדכא את בסיס הלשון ובאפיגלוטיס כדי לחשוף את הסחוסים האריטנואידים של הגרון.
- מעבירים צינור אנדוטרכאלי משומן (גודל 5.5 או 6.0; ראו טבלת חומרים) עם סטילט דרך הסחוסים האריטנואידים אל קנה הנשימה. לעיתים, התנגדות עשויה להיות מורגשת בעת מעבר דרך הגרון; זה יכול להיות נגד עם סיבוב עדין של צינור endotracheal. אם בעל החיים מתנגד לאינטובציה, יש לתת יותר פרופופול לווריד.
- הסר את הסטילט מהצינור האנדוטרכאלי. יש לנפח את שרוול הצינור האנדוטרכאלי עד לשביעות רצון שאין דליפות אוויר סביב הצינור. בדרך כלל, 4-6 מ"ל של אוויר נדרש, אם כי נפח יכול להשתנות בהתאם לגודל הצינור ואת החיה.
- אבטח את הצינור האנדוטרכאלי מאחורי אוזני החיה.
- חבר את בעל החיים למעגל הרדמה לנשימה מחדש עם פונקציית אוורור בקרת נפח. כאשר בעל החיים מחובר, כבו את מכונת ההנשמה.
הערה: ודא שבכל עת, שסתום הגבלת הלחץ המתכוונן (APL), או 'שסתום קופץ' פתוח. אי השארת המסתם פתוח עלולה לגרום לברוטראומה קטלנית לחיה. - הפחיתו את קצב זרימת החמצן במעגל ההרדמה ל-2 ליטר/דקה.
- הגדר את מאוורר הלחץ החיובי למצב 'בקרת עוצמת קול'. הגדר את נפח הגאות כ- 10 מ"ל / ק"ג ואת קצב הנשימה כ -20 נשימות / דקה. ודא שיחס ההשראה:תפוגה מוגדר על 1:2.
- לאורך כל ההליך, לתפעל את קצב הנשימה כדי להבטיח כי פחמן דו חמצני סוף הגאות טמון בין 35-50 מ"מ כספית.
הערה: לחץ השראתי לא יעלה על 20 ס"מ ג'2O. עלייה בלחץ השראתי מניעה חקירה עבור סטיות או חסימות אבובים. כדי להקל על לחצים מוגברים שאינם קשורים לצינובים, ניתן להפחית את יחס ההשראה:פקיעה ל-1:1.5, ולהקטין את נפח הגאות. - אם בעל החיים יציב המודינמית, יש לשמור עליו בהרדמה ממסים נדיפים. אם בעל החיים אינו יציב המודינמית, יש לשמור עליו בהרדמה תוך ורידית מלאה, כמתואר בשלב 2.3.14.
- אם יש לתת לבעל החיים הרדמה ממסים נדיפים, יש להתחיל עם 2.5% איזופלורן מרגע חיבור מעגל ההרדמה לראשונה.
- במהלך 30 הדקות הבאות, יש לגמול בהדרגה את בעל החיים ל-1.5% איזופלורן בשאיפה. שמור על בעל החיים על 1.5% isoflurane עד סוף ההליך.
- הערך את עומק ההרדמה כל 10 דקות על ידי בדיקת רפלקסים מוחשיים ובדיקת טונוס הלסת. התאימו את האיזופלורן לפי הצורך כדי לשמור על עומק ההרדמה.
- אם בעל החיים אינו יציב מבחינה המודינמית, שמור עליו עם הרדמה תוך ורידית מלאה, המאפשרת שליטה מעמיקה יותר בהרדמה ללא הסיבוכים הקרדיווסקולריים הקשורים לחומרי הרדמה נדיפים.
- הכינו משאבות מזרק או משאבות נוזל סטנדרטיות עם פרופופול, פנטניל ומידזולם. חברו אותם לבעל החיים באמצעות קו משותף.
הערה: פרופופול עשוי להיות מופעל ב 0.1-0.6 מ"ג / ק"ג / דקה, פנטניל יכול להיות מופעל ב 1-5 מיקרוגרם / ק"ג / שעה, ו midazolam יכול להיות מופעל ב 0.05-0.2 מ"ג / ק"ג / שעה. - בדומה להרדמה ממסים נדיפים, יש לבצע טיטרציה של תרופות אלה במהלך ההרדמה כדי לשמור על עומק הרדמה מתאים.
- הכינו משאבות מזרק או משאבות נוזל סטנדרטיות עם פרופופול, פנטניל ומידזולם. חברו אותם לבעל החיים באמצעות קו משותף.
- לספק תמיכה תוך ורידית נוזלים עם 0.9% נתרן כלורי או תמיסה של הרטמן (ראה רשימת חומרים) בקצב של 5 מ"ל/ק"ג/שעה.
- עקוב אחר בעל החיים באמצעות מדידות לחץ דם, קפנוגרפיה, ניטור גזי הרדמה, טמפרטורה, אוקסימטריה של הדופק ואלקטרוקרדיוגרפיה.
- במהלך כל הליך, לספק שיכוך כאבים נוסף בצורה של 0.2 מ"ג / ק"ג של מתדון תוך ורידי כל 4 שעות לאחר premedication.
הערה: שיכוך כאבים עשוי להינתן בפרקי זמן קצרים יותר אם בעל החיים מראה סימני כאב בזמן ההרדמה (טכיקרדיה, עומק הרדמה מוקל ללא שינויים בתרופות תחזוקה).
3. מיקום קו מרכזי
- מקמו את החזיר בשכיבה גבית כשהגפיים האחוריות מורחבות, הגפה הקדמית השמאלית מורחבת, והגפה הקדמית הימנית מכופפת ומאובטחת בעניבה.
- הכינו את צוואר החזיר, וכסו בשפשוף.
- השתמש בבדיקת אולטרסאונד ליניארית (ראה טבלת חומרים) עם כיסוי סטרילי כדי לאתר את הווריד הצווארי הימני. זה מושג בצורה הטובה ביותר עם הבדיקה מכוונת בניצב לקנה הנשימה ולאט לאט להזיז אותו לרוחב מן הגרון.
- הפעל את מצב דופלר הצבע כדי לסייע בזיהוי הווריד הצווארי. ניתן להבדיל בין וריד הצוואר לבין עורק התרדמה על ידי הפגנת יכולת התקפלות וזרימה רציפה ולא פועמת.
- השתמש במחט קוק 18 גרם (ראה טבלת חומרים) כדי לגשת לווריד תחת הנחיית אולטרסאונד. לאחר השגת גישה, העבר חוט J-tip בגודל 0.035 אינץ '(ראה טבלת חומרים) דרך המחט והשחיל אותו לתוך הכלי. הסר את המחט מעל החוט.
- משחילים קו מרכזי סמוק מראש מעל החוט ודוחפים דרך לתוך הווריד. ודא שהחוט נראה לעין כשהוא יוצא מהקצה הדיסטלי של הקו בכל עת.
הערה: צנתר ורידי מרכזי 5 Fr, שני לומן (ראה טבלת חומרים) שימש עבור נבדקים הזקוקים לגישה תוך ורידית במשך תקופה של 1-4 שבועות. - אם יש קושי לקדם את הקו דרך העור, השתמש באזמל מס '11 כדי ליצור חתך קטן, 2-4 מ"מ כדי להקל על המעבר של הקו מעל החוט. יש להפעיל לחץ שלילי ואחריו סומק על כל קו חיצוני כדי להבטיח פטנט. הדקו כל קו.
- חבר את העוגנים שסופקו לקווים החיצוניים וחבר אותם למקומם באמצעות 2-0 או 3-0 תפרים שאינם נמסים (ראה טבלת חומרים). הניחו תפרים נוספים כדי לאבטח את הקווים החיצוניים באופן דורסלי כדי למנוע מהחיה ללעוס אותם.
- חברו קווי הארכה סמוקים לקווי הצנתר החיצוניים ומהדקים.
- התאימו לבעל החיים מעיל חזיר מסחרי (ראו טבלת חומרים) ואבטחו את הקווים שבתוכו. אם עדיין לא בוצעו הליכים אחרים במהלך אותה הרדמה, התאימו את הז'קט ממש לפני התאוששות בעלי החיים.
4. אוטם שריר הלב
הערה: בעלי חיים ששימשו במודל זה קיבלו אוטם שריר הלב בעקבות שיטה7 שפורסמה בעבר.
- בצע אוטם שריר הלב שבועיים לפני הליכי הזרקה transepicardial ו transendocardial 8,9,10. השתלת משאבה זעירה אוסמוטית בוצעה מיד לאחר רפרפוזיה כלילית באותו הליך.
5. ניהול תרופות או תאים
- ניתוחי בית החזה והזרקת תאי אפיקרדיאלי
- מתן אנטיביוטיקה מניעתית תוך ורידית בצורה של 22 מ"ג / ק"ג של cefazolin (ראה טבלה של חומרים). יש להמשיך כל 90 דקות לאורך כל ההליך.
- מקם את בעל החיים במצב שכיבה צדדית ימנית.
- יש למרוח מדבקת פנטניל של 100 מיקרוגרם/שעה (ראו טבלת חומרים) על המישור השטוח מאחורי אוזני החזיר. מכסים בחבישה דבקה או בתפר 2-0.
הערה: תיקון זה נחשב 'פעיל' 12 שעות לאחר המיקום, ומספק שיכוך כאבים במשך 72 שעות. - הגדר את מערכת המיפוי האלקטרואנטומי כבלים ומדבקות בהתאם למפרטי המוצר (ראה טבלת חומרים).
- סמן קו אופקי של 10 ס"מ בין צלעות 4 ו -5 על החיה עם עפרון צבעוני או סמן כירורגי.
- הכינו תערובת של לידוקאין (2 מ"ג/ק"ג) ובופיוואקאין (1 מ"ג/ק"ג) במזרק יחיד עם מחט של 25 גרם.
- הכינו את אתר הניתוח ועטפו את החיה. בצע בלוק קו עורי באתר החתך המסומן על ידי החדרת המחט לעור בזווית רדודה, משיכת הבוכנה מעט כדי להבטיח שלא תהיה זרימה חוזרת של דם לתוך המזרק, והזרקה איטית של התמיסה כאשר המחט נשלפת מהעור. חזור על תהליך זה תוך כדי תנועה לאורך הקו.
הערה: יש להפעיל לחץ שלילי על המזרק בכל אתר הזרקה חדש כדי להבטיח כי bupivacaine אינו מנוהל תוך כלי הדם. bupivacaine intravascular יכול להיות קטלני במהירות. - בעזרת אזמל מס' 22 מבצעים חתך עור בקוטר 10 ס"מ לאורך הקו המסומן.
- באמצעות צריבה מונופולרית (ראו טבלת חומרים), יש להעמיק את החתך דרך שכבות השריר שמתחתיהן עד להגעה לשרירים הבין-קוסטליים.
- הכינו מזרק סטרילי של 0.5 מ"ג / ק"ג של bupivacaine ו 1 מ"ג / ק"ג של ליגנוקאין, ולחבר מחט 25 גרם.
- הכנס את המחט בזווית רדודה בקצה הקאודלי של הצלע הרביעית. הפעל לחץ שלילי על הבוכנה כדי להבטיח שהמחט לא עברה דרך הווריד או העורק. הזריקו באיטיות רבע מנפח המזרק תוך שמירה על המחט נייחת.
- חזור על שלב 5.1.12 בשלושה מקומות נוספים, במרחק של 3-5 ס"מ זה מזה לאורך הקצה הקאודלי של הצלע הרביעית.
- השתמש מספריים Metzenbaum (ראה טבלה של חומרים) כדי לחתוך את השרירים intercostal בזהירות, ולאחר מכן לחתוך את הצדר לאחר אישור עם המרדים.
- כאשר הצדר נחתך, כבה את מכונת ההנשמה כדי לאפשר לריאות ליפול מהצדר. לאחר ביצוע החתך, הפעל מחדש את מכונת ההנשמה וכוונן את לחץ הסיום החיובי ל 4 ס"מ H2O.
- הניחו את מחזירי הצלעות השומרים את עצמם בין הצלעות ופתחו לאט כדי לחשוף את הלב. בעזרת מלקחיים יש לאחוז בעדינות בקרום הלב ולחתך במספריים של מצנבאום כדי שהלב יוכל לצאת החוצה.
הערה: במהלך שלב זה והצעדים הבאים, הפרעות קצב נפוצות. האק"ג צריך להיות במעקב צמוד, וכל מניפולציה לבבית חייבת להיעצר באופן זמני אם בעל החיים הופך להיות לא יציב המודינמית (לחץ עורקי ממוצע מתחת 55 מ"מ כספית). בולוסים תוך ורידיים של metaraminol (0.25 מ"ג) יינתנו לפי הצורך כדי לשפר את לחץ הדם. - הניחו תפרים זמניים של 2-0 בשני הקצוות והצדדים של החתך הקרום כדי לקבע אותו לדופן בית החזה וליצור באר קרום הלב. ודא את הצדדים של קרום הלב נתמכים כדי להפוך את קרום הלב גם רדוד ככל האפשר.
- השתמשו במקלונים לחים או בספוגי לפרוטומיה כדי לארוז את האזור שמסביב ללב. זה יסייע לשמור על יציבות הלב ולמנוע התייבשות של רקמות חשופות.
- להעביר את קודקוד הלב מתוך חלל קרום הלב עם אצבע מורה מאחורי החדר השמאלי. יש להקפיד למזער את דחיסת החדר השמאלי.
הערה: לב בריא יכול לפעום בנוחות כאשר הקודקוד מצביע אנכית, יושב על בסיסו עם תמיכה עדינה אך ללא דחיסה. יש ירידה ראשונית בלחץ הדם הקשורים מניפולציה, אבל זה חייב להתאושש לרמה מקובלת בהיעדר דחיסה החדר החיצוני.- אם לא מתרחשת התאוששות או איטית מאוד ב -15 שניות, להחזיר את הלב מיד לחלל קרום הלב ולנקוט בצעדים הדרושים כדי לשפר את הפרמטרים המודינמיים לפני נקע נוסף.
הערה: אם ניתן לנתק את החדר, ניתן לשמור על מיקום הקודקוד מחוץ לקרום הלב על ידי הצבת חבילות גזה בגודל מתאים בתוך קרום הלב כדי לתמוך בחדר. באופן דומה, מקלון מוארך ולח יכול להיות ממוקם מתחת לבסיס הלב, שם הוא פועל כ"קלע" שמנחה את קודקוד הלב כלפי מעלה לכיוון החתך (איור 1A).
- אם לא מתרחשת התאוששות או איטית מאוד ב -15 שניות, להחזיר את הלב מיד לחלל קרום הלב ולנקוט בצעדים הדרושים כדי לשפר את הפרמטרים המודינמיים לפני נקע נוסף.
- צרו מפת מתח אלקטרואנטומי של משטח אפיקרד החדר השמאלי באמצעות צנתר מיפוי אלקטרופיזיולוגי (איור 1B). זהה צלקת, גבול ואזורים מרוחקים על ידי ניתוקי מתח סטנדרטיים.
הערה: צלקת ואזור מרוחק הוגדרו עם חתכים דו-קוטביים של <0.5 mV או >1.5 mV, וחתכים חד-קוטביים של <3 mV או >8.3 mV, בהתאמה11,12. - כופפו את המחט של מזרק הלידה הטיפולית 27 G לזווית של 80-90 מעלות בערך.
- מקדמים את המחט לתוך רקמת המטרה בזווית רדודה ומפעילים לחץ על בוכנה המזרק כדי לפרוק 1/4 עד 1/3 מהנפח הכולל. יש לראות הלבנה של הרקמה (איור 1C). השתמשו בצנתר המיפוי האלקטרופיזיולוגי כדי להוסיף הערות למיקום אתר ההזרקה במפת המתח האפיקרדיאלי שנוצר (איור 1D).
הערה: הזרקות רכב המורכבות ממדיום תרבית התאים (RPMI 1640) שימשו למטרות הדגמה בפרוטוקול הווידאו. - למשוך חלקית את המחט ולהפנות אותו בתוך שריר הלב. פריקה עוד 1/4 עד 1/3 מנפח המזרק. ממשיכים עד שהמזרק מתרוקן.
- חזור על שלבים 5.1.20-5.1.24 עד למסירת המינון הרצוי.
- הסירו את המקלונים שאורזים את הלב, והסירו בעדינות את ה'קלע' מתחת ללב, כך שהוא יחזור למצב ניטרלי. הפרעות קצב שכיחות בשלב זה, ויש לנקוט משנה זהירות כמתואר בשלב 5.1.17.
- הסר את התפרים להישאר 2-0 מן קרום הלב. שחררו את המשחזר והוציאו אותו מבית החזה.
- השתמש בתפרים פולידיוקסאנון במידה 1 (PDS) עם מחט עגולה קהה כדי לסגור את בית החזה על ידי העברתו דרך הרווחים שבין צלעות 3 ו -4, וצלעות 5 ו -6.
הערה: שמונה תפרים צרים מספקים אפקט גלגלת לקירוב הצלעות. יש להשתמש בשניים או שלושה תפרים כאלה, בהתאם לגודל בעלי החיים. - לפני הידוק וקשירת התפרים הקרובים לצלעות, יש להכניס צינור סיליקון באורך קצר לקצה הגחוני של החתך.
- מניחים את הקצה החופשי של הצינור לתוך קערה של מלוחים סטריליים לניקוז אטום מתחת למים של חלל pleural.
- סגור את שכבות השרירים שמעל בתבנית רציפה פשוטה עם 2-0 תפרים נספגים. סגור את העור בתבנית פשוטה רציפה או משתלבת13 עם תפר 2-0 או 3-0 שאינו נספג.
- עם השלמת סגירת הפצע, לגרש את האוויר החופשי מבית החזה על ידי ההשפעה של אוורור לחץ חיובי.
- הפעל את מכונת ההנשמה למצב 'נשימה חופשית'. השתמש בשקית המאגר על מעגל הנשימה מחדש כדי לספק לחץ חיובי עקבי לדרכי הנשימה (לשמור על 20-30 ס"מ H2O).
- המשיכו בלחץ זה עד שכבר לא ניתן להבחין בבעבוע בקערת המלח, מה שמעיד על כך שאין אוויר חופשי בתוך בית החזה.
- הסירו את צינור הסיליקון.
- יש למרוח חבישה דביקה על אתר הניתוח, ולהניח תפרים פשוטים מפוזרים כדי לסייע בשמירה על החבישה במקומה.
- עם ההחלמה, יש לתת 0.3 מ"ג/ק"ג מתדון תת-עורי ו-0.2-0.5 מ"ג/ק"ג אונדנסטרון (ראו טבלת חומרים) לווריד.
- השתלת מיני-משאבה אוסמוטית של ורידים ג'וגולריים
- מקם את בעל החיים כמתואר בשלב 3.1. הכינו ועטפו את הצד הימני של צוואר החיה.
- באמצעות להב אזמל מס '22, לבצע חתך 8-10 ס"מ הנמשך גולגולתית מנקודה 2-3 ס"מ לרוחב עד עצם החזה. חתך זה חייב להיות מעט יותר רוחבי ככל שהוא נע באופן גולגולתי.
- השתמש מספריים Metzenbaum לנתח דרך שרירי קולי עור, sternohyoideus, ו sternocephalicus. השתמש בטכניקות דיסקציה קהה כדי להעמיק את החתך עד לגלוי הווריד הצווארי החיצוני.
- הניחו את החוזרים העצמיים בחתך ופתחו אותם כדי לשפר את הראות.
- בעזרת מלקחיים של רקמה חומה אדסון (ראו טבלת חומרים) ומספריים של מצנבאום, הסירו את הרקמה הרכה שמקיפה את הווריד הצווארי, מעל ומתחת (איור 2A). זהו צעד מכריע, שכן בשלבים מאוחרים יותר, רקמות רכות מעל כלי הדם יכולות לחסום את המעבר של צינורות המיני-משאבה.
- השתמש בתפר נספג 5-0 דרך הקצה החשוף הקאודלי של הווריד, כ 1 ס"מ גולגולת מהקצה הגלוי ביותר של כלי הדם. מעבירים את התפר ב'עקיצות' של 5 מ"מ באופן הבא: גולגולתי לקאודלי בצד ימין, מימין לשמאל וקאודלי לגולגולת בצד שמאל. התבנית המתקבלת חייבת להופיע כ'שלוש צלעות של ריבוע'. ודא שזנבות התפרים משני הקצוות שווים באורכם.
- הרכיבו את המיני-משאבה כמתואר במדריך הוראות המוצר (ראו טבלת חומרים).
- לולאת קשירה קשרי כלי דם אלסטיים סביב כלי הדם בשני הקצוות הגולגולתיים והקאודליים. שמור אותם רופפים בהתחלה. בקש מעוזר למקם מתח על קשרי כלי הדם כדי להסתיר את כלי השיט.
- באמצעות מחט 14 גרם, ליצור נקב בווריד במרכז "ריבוע תלת צדדי" שנוצר עם חומר תפר (שלב 5.2.7; איור 2B).
- השחילו את צינור המיני-משאבה לתוך הנקב. זה חייב לעבור בקלות לתוך כלי השיט. אם נתקלים בהתנגדות, אל תמשיכו לדחוף; במקום זאת, משכו את הצינור החוצה ונסו שוב.
- מקדמים את הצינור עד שנשאר 1-2 ס"מ מחוץ לכלי. הדקו את חומר התפר סביב צינור הצנתר וקשרו אותו בקשר פשוט וקטוע. בקש מהעוזר לשחרר ולהסיר את קשרי כלי הדם.
- יש לכרוך תפר 2-0 שאינו נספג סביב גוף המשאבה המיני מספר פעמים ולקשור כך שהתפר יהיה מאובטח על המשאבה. לאחר מכן, הדקו את המשאבה לרקמה הרכה הסמוכה באמצעות קשר פשוט שנקטע (איור 2C,D).
- הסר את המסירים מהחתך. סגור את החתך בסגירה רציפה פשוטה תלת שכבתית סטנדרטית.
- לנהל 0.2 מ"ג / ק"ג של meloxicam תת עורית במהלך ההתאוששות.
- הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מלעורית
- מקם את בעל החיים בשכיבה גבית עם גפיים קדמיות וגפיים אחוריות מורחבות, ומאובטח עם קשרים.
- להכין את הבטן הקאודלית ואת הירכיים המדיאליות של החיה. עטפו את בעל החיים בוילון אנגיוגרפיה פמורלית (ראו טבלת חומרים).
- הגדר את מערכת המיפוי האלקטרואנטומי כבלים ומדבקות בהתאם למפרטי המוצר (ראה טבלת חומרים).
- השתמש בבדיקת אולטרסאונד ליניארית כדי לזהות את עורק הירך. בהנחיית אולטרסאונד, נקב את עורק הירך עם מחט טבח והשחיל חוט מנחה בגודל 0.035 אינץ 'לתוך כלי הדם דרך המחט. הסר את המחט מעל החוט.
- יש להשחיל נדן עורקי 8 Fr ולהכניס אותו מעל חוט העורקים ולדחוף אותו עד שרק הרכזת נחשפת לעור. ודא שהחוט גלוי תמיד, ויוצא ממרכז הנדן.
הערה: מכיוון שמדובר בנדן גדול יותר, לעיתים, ייתכן שיהיה צורך באזמל מס' 11 כדי ליצור חתך עור קטן כדי להקל על המעבר. - הסר את מבוא הנדן והחוט. מתן הפרין תוך ורידי (100-200 יחידות לק"ג).
- יש להכניס את צנתר ההזרקה הטרנסאנדוקרדיאלי דרך הנדן ולהתקדם לחדר השמאלי באמצעות גישה אבי העורקים המדרדר.
- צור מפה אלקטרואנטומית של החדר השמאלי על ידי גרירה עדינה של הצנתר על פני המשטח האנדוקרדי. בצע סיבוב צירית ושינויים עדינים של כיפוף הקצה כדי להשיג מגע אנדוקרדיאלי טוב. זהה צלקת, גבול ואזורים מרוחקים על ידי ניתוקי מתח סטנדרטיים.
- כוונו את הצנתר בהנחיה פלואורוסקופית ואלקטרואנטומית למקום ההזרקה המועדף. בצע סיבוב ציר עדין עם סטייה של הקצה הדיסטלי כדי להפעיל ולשמור על מגע אנדוקר יציב.
- ודא את מיקום קצה הצנתר עם לפחות שתי תצוגות פלואורוסקופיות. מקדמים את צנתר הליבה בעדינות, ולאחר מכן מרחיבים את המחט לעומק תוך שריר הלב מבוקר (3.5 מ"מ להזרקה אפיקלית, 5 מ"מ להזרקת מחיצה).
- יש לשטוף 4-6 מ"ל של חומר ניגוד עם יוד (ראה טבלת חומרים) דרך צנתר ההזרקה עד לנראות בפלואורוסקופיה. התבוננו בניגודיות במשך 10-30 השניות הבאות כדי לוודא שהיא נשארת ברקמה (איור 3A).
- התבונן באק"ג מקרוב במהלך הרחבת המחט וההזרקה, שכן ריצות של אקטופיה חדרית נפוצות.
הערה: אקטופיה חדרית היא כאשר קצה המחט בא במגע עם שריר הלב. - אם הזרקת הניגוד מצליחה, יש לבצע הזרקה של חומר העניין. יש לשטוף זאת בניגודיות עד לצפייה פלואורוסקופית.
הערה: סוכן העניין הוא ספציפי למשתמש, תלוי איזה טיפול הם בודקים. - משוך את המחט. הסר את קטטר ההזרקה ממעטפת העורק.
- הסר את נדן העורקים והפעל לחץ על האתרים עד 20 דקות עד להשגת המוסטזיס.
6. התאוששות הרדמה כללית
- יש לכבות את השימוש במשאבות הרדמה ממסים נדיפים או בהרדמה תוך ורידית. להפחית את קצב הנשימה על מכונת ההנשמה ל 8-10 נשימות / דקה.
- לאחר 2-5 דקות, העבר את מכונת ההנשמה למצב 'נשימה חופשית' למשך לא יותר מ -30 שניות בכל פעם. התבוננו בחיה ובקפנוגרף לנשימה ספונטנית.
- אם התרחשה נשימה ספונטנית, השאר את מכונת ההנשמה כבויה. אם בעל החיים סובל מדום נשימה, הפעל מחדש את מכונת ההנשמה למשך 1-2 דקות נוספות ונסה שוב עד להשגת נשימה ספונטנית.
הערה: מסגרת הזמן להתאוששות משתנה בהתאם למאפיינים פרוצדורליים ובעלי חיים, אך עשויה לנוע בין 15 דקות לשעה. - ברגע שבעל החיים נושם בנוחות (קצב נשימה של 15-30 נשימות לדקה, פחמן דו חמצני בסוף הגאות פחות מ -60, SpO2 מעל 95%), נתק את החמצן והשאר ניטור אחר מחובר.
- הסר אתרים זמניים של גישה וסקולרית והפעל לחץ כדי למנוע היווצרות המטומה. אם בעל החיים נשאר יציב וממשיך לחמצן היטב במשך 5 הדקות הבאות, ניתן להעביר אותו לאזור ההתאוששות שלו.
- לאחר שלוש בליעות ספונטניות רצופות, יש לרוקן את השרוול של הצינור האנדוטרכאלי ולהסיר בעדינות את הצינור.
- יש לעקוב אחר בעל החיים לפחות 5 דקות נוספות כדי לוודא שהוא ממשיך לחמצן כראוי ואינו נתקל במצוקה נשימתית. יש להשתמש בחמצן זורם לפי הצורך אם בעל חיים יורד לאחר אקסטובציה.
Representative Results
ניתוחי בית החזה והזרקת תאי אפיקרדיאלי
מתוך 29 בעלי חיים שעברו הזרקת בית חזה ואפיקרדיאלית, 26 שרדו. ניתוח היסטולוגי אישר את קליטת התאים האנושיים בשיטה זו בכל החיות ששרדו (איור 1E). חיה אחת חוותה הפרעות קצב קטלניות במהלך הזרקת התאים ולא ניתן היה לבצע בה החייאה. אחר חווה פעילות חשמלית ללא דופק במהלך הסגר והפעלה ממושכת של לחץ חיובי על דרכי הנשימה ולא הצליח להתאושש. חיה שלישית גם הקיאה וגם נכנסה לדום נשימה עם האקסטובציה. לא ניתן היה לבצע החייאה בחיה זו.
שני בעלי חיים חוו סיבוכים קשים אך הצליחו להתאושש. בעל חיים אחד פיתח פרפור חדרים במהלך הזרקה תוך שריר הלב והצליח לעבור החייאה באמצעות משוטים פנימיים ועיסוי לב. החיה השנייה הקיאה עם אקסטובציה ועברה דום נשימה קצר, אך הצליחה לעבור אינטובציה מחדש במהירות ולהתאושש היטב. כל האירועים הללו התרחשו במהלך ניסויים מוקדמים, עם תופעות לוואי מופחתות ככל שחוויית הצוות עם הפרוטוקול גדלה (טבלה 1).
השתלת מיני-משאבה אוסמוטית של ורידים ג'וגולריים
לא דווח על תמותה או סיבוכים משמעותיים הקשורים להשתלת משאבה זעירה אוסמוטית ג'וגולרית. רוב שבעת בעלי החיים חוו נפיחות קלה באתר הניתוח במהלך 24 השעות הראשונות, אשר נפתרה ללא התערבות. ELISA שבוצעה בסרום ביום השלישי לאחר השתלת המשאבה הדגימה את יעילות המשאבה, והשיגה ריכוז משמעותי בדם של גורם גדילה שמקורו בטסיות דם - AB אנושי (PDGF-AB) בהשוואה לקבוצת ביקורת7 (איור 2E).
הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מלעורית
בסך הכל 22 בעלי חיים קיבלו זריקות אנדוקרדיאליות. מבין הזריקות האלה, 17 נחשבו "מוצלחות", שנקבעו על-ידי פלואורסצנטיות או כתמי דיו שנצפו ברקמת המטרה לאחר המוות (איור 3B). לא היו מקרי תמותה הקשורים להליך זה. בעל חיים אחד פיתח שפך קרום הלב בנפח קטן מנקב החדר הימני. זה היה מגביל את עצמו ולא הביא לפגיעה קרדיווסקולרית. אותה חיה אכן מתה; עם זאת, זה היה מהליך נוסף שאינו קשור לאחר הזרקת תוך שריר הלב.
איור 1: הזרקת קרדיומיוציטים טרנס-אפיקרדיאליים מאפשרת הדמיה ישירה של הלב ומשיגה שיעור גבוה של תאים בני קיימא המועברים לשריר הלב. (A) קודקוד הלב נחשף דרך קלע גזה לח מונחה מתחת לבסיס הלב. (B) צנתר מיפוי אפיקרדיאלי תוחם צלקות ואזורי גבול ומבאר את אתרי ההזרקה. (C) מחט 31 גרם משמשת להזרקת תאים טרנסאפיקרדיאליים לתוך שריר הלב. (D) מפת מתח אפיקרדיאלית עם ביאור אתר הזרקה. סגול: מתח תקין, שריר לב בריא; אדום: מתח חריג, שריר לב חולה; נקודות אפורות: אתרי הזרקה. לאחר ההקרבה, הלב נאסף ומקובע פורמלין להערכה היסטולוגית במורד הזרם. ב-(E), תאים אנושיים מושתלים מזוהים על ידי צביעה חיסונית עבור הנוגדן האנטי-גרעיני האנושי, Ku80, ונוגדן אנטי-GFP. סרגל קנה מידה = 200 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: החדרת מיני-משאבה של ורידים Jugular מספקת שיטה בטוחה ואמינה להעברת PDGF במשך פרק זמן של 7 ימים . (A) וריד הצוואר הימני נחשף, והרקמה הרכה מנוקה מכלי הדם. (B) קשרי כלי דם חוסמים את כלי הדם בעוד מחט 14 G משמשת ליצירת נקב, שדרכו מושחל צינור המיני-משאבה. (C) צינור המיני-משאבה מתקדם לתוך הווריד, וגוף המיני-משאבה מאובטח לרקמה רכה סמוכה. (D) גוף המיני-משאבה והצנרת לפני ההשתלה. (E) ריכוז הסרום של החלבון הרקומביננטי המועבר באמצעות המיני-משאבה וה-PDGF-AB נמדד באמצעות ELISA מכל חיה ביום השלישי לאחר ההשתלה. הוכח כי לבעלי חיים שקיבלו PDGF-AB יש ריכוז גבוה משמעותית של PDGF-AB בדם מאשר לחיות ביקורת, מה שאישר את היעילות של שיטת מתן המשאבה האוסמוטית הזעירה. **מציין הבדל מובהק סטטיסטית בין קבוצות (p = 0.005, מבחן Mann-Whitney U) אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: הזרקה תוך אנדוקרדיאלית תוך שריר הלב מאפשרת שיטת מתן טיפול זעיר פולשנית. (A) תמונה פלואורוסקופית אלכסונית ימנית קדמית המדגימה את צנתר ההזרקה (חץ לבן) המעניק חומר ניגוד (חץ צהוב) לתוך שריר הלב. הזרקת חומר הניגוד קודמת להזרקה הטיפולית ולאחריה, כך שניתן לאשר את מיקום המחט בתוך שריר הלב. (B) הווקטור המוזרק ביטא חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) כך שהחומר המוזרק יפלוט עם איסוף הרקמות, ובכך יאשר את הצלחת ההזרקה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
| הזרקה טרנסאפיקרדיאלית (n = 29) | הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית (n = 22) | מיני-משאבה אוסמוטית (n = 7) | |
| התמותה | 3 | 0 | 0 |
| הקאות לאחר הניתוח ודום נשימה | 1 | 0 | 0 |
| פרפור חדרים בזמן ההזרקה | 1 | 0 | 0 |
| פעילות חשמלית ללא פולסים במהלך סגירת החזה | 1 | 0 | 0 |
| תחלואה | 0 | 1 | 0 |
| דלקת ריאות | 0 | 0 | 0 |
| התפשטות פלאורלית | 0 | 0 | 0 |
| ניקוב חדר הלב | 0 | 1 | 0 |
| דימום | 0 | 0 | 0 |
טבלה 1: רשימת סיבוכים.
Discussion
הזרקה תוך שריר הלב Transepicardial
הליך זה יש את היתרון של הדמיה ישירה הלב הוכח לספק שימור מקומי גדול יותר של טיפולים מאשר שיטות ניהול מערכתי 9,10,14. עם זאת, בית החזה הוא פולשני, דורש מיומנות טכנית רבה, ומהווה סיכון גבוה יותר לתחלואה ותמותה מאשר שיטות אחרות שנדונו10,15. הכרת השלבים הקריטיים והמסוכנים של ההליך יכולה לסייע בתיווך סיכון מוגבר זה.
יש לנקוט בזהירות רבה בעת מניפולציה של הלב כדי לחשוף את קודקוד הלב בשל הסיכון הגבוה להפרעות קצב ופשרה המודינמית הקשורה. ניטור לחץ דם פולשני מתמשך ואלקטרוקרדיוגרפיה מאפשרים זיהוי מהיר של לחץ דם נמוך או הפרעות קצב לא יציבות, ומאפשרים התערבות ותיקון מיידיים. לחץ דם חולף יכול להיות מטופל בדרך כלל עם boluses metaraminol. לחץ דם מתמשך יכול להיות זמני על ידי הפחתת הרדמה ממסים נדיפים (ניטור זהיר של עומק ההרדמה) והתחלת עירוי vasopressor, תוך קביעת הגורם לשינוי המודינמיקה. הפרעות קצב לא יציבות, כגון טכיקרדיה חדרית או פרפור חדרים, ניתן לטפל על ידי קרדיוversion חשמלי עם או בלי antiarrhythmics תוך ורידי.
לא פחות חשוב להישרדות בעלי חיים הוא הסרה מוצלחת של גז חופשי מחלל pleural לפני סגירת החזה. כישלון לעשות זאת יכול להגיע לשיאו בפיתוח דלקת ריאות, מה שמשאיר את בעל החיים בסיכון גבוה לפגיעה נשימתית ומוות ברגע שהוא מנותק ממכונת ההנשמה המכנית בעת ההתאוששות. לחץ חיובי בדרכי הנשימה חייב להישמר לפחות 30 שניות עד שכבר לא נצפה בעבוע. צינורות הסיליקון מוסרים מיד עם הפסקת הבעבוע, ואז בית החזה נסגר במהירות. ניתן גם להניח בניתוח צינור thoracostomy בסגירה, המאפשר אוויר ידני והסרת נוזלים דלקתיים במהלך 24-72 השעות הבאות. עם זאת, קשה לשמור על ניקיון ושלמות, במיוחד אם בעלי חיים שוכנים יחד. נזק או זיהום של הצינור יכול להוביל pyothorax, pneumothorax, או אלח דם. מניסיוננו, אין צורך בהחדרת ניקוז חזה זמני אם מוציאים כראוי גז חופשי לפני סגירת החזה.
הזרקה תוך שריר הלב transendocardial מלעורית
לשיטה זו של מתן טיפולי יש את היתרון בכך שהיא מאפשרת אספקת רקמות מקומית עם סיכון נמוך יותר בשל אופייה הפחות פולשני בהשוואה לגישה כירורגית10,14. טכניקה זו כבר משמשת במחקרים גדולים בבעלי חיים, עם פלואורוסקופיה ומיפוי אלקטרומכני כמדריך בהיעדר הדמיה ישירה10,16,17.
בהתחשב בכך שהלב אינו תחת ראייה ישירה, זה נבון עבור פרוצדורליסט להשתמש בדעות פלואורוסקופיות אורתוגונליות בעת בחירת אתר הזרקה. יתר על כן, הזרקת יוד מדולל ניגודיות לפני ומתן הטיפול הוא בעל ערך רב באישור מגע שריר הלב. מגע מתאים יכול להיות מאושר על ידי התבוננות אופייני "סומק שריר הלב", אשר עשוי להיות אחד הסמנים היחידים של הצלחת הזרקה לפני קצירת רקמות. בשל הסיכון של ניקוב החדר, עובי דופן שריר הלב באתר ההזרקה שנבחר מומלץ גם להיות גדול מ 9 מ"מ14,16.
מיני-משאבה אוסמוטית ורידי Jugular
המיני-משאבה האוסמוטית היא מכשיר פופולרי המשמש בדרך כלל במחקרים בבעלי חיים קטנים. ישנה התעניינות גוברת בשימוש במכשיר זה במודלים גדולים של בעלי חיים 7,18,19, לאור היתרון הייחודי שלושל מתן חומר טיפולי בקצב עקבי לאורך פרק זמן מוגדר. מגבלה אפשרית של שיטה זו היא חוסר היכולת לשנות או להפסיק את שיעורי העירוי של התרופה מבלי להחליף או להסיר את המשאבה. יש לשקול זאת לפני התנסות בטיפול באופן זה.
מחקר זה הראה כי ניתן לבצע שיטה זו עם אחוזי הצלחה גבוהים בחזירים, עם תחלואה ותמותה נמוכות. יש לציין כי מבנים חיוניים רבים סמוכים לאתר הניתוח, כולל בלוטות הלימפה, בלוטת התימוס ועורק התרדמה. הקפדה על השיטה, והתייעצות עם טקסטים אנטומיים20, מומלץ מאוד למנוע נזק בשוגג לכל אחד מהמבנים הללו. הסיבוך המדאיג ביותר של שיטה זו הוא הלם דימומי עקב פגיעה בשוגג בווריד הצוואר או במבנה שמסביב. לכן קריטי להסיר בזהירות את הרקמה הרכה המקיפה את הווריד הצווארי. אי השלמת שלב זה כראוי עלולה להוביל לקושי בהנחת צינור המיני-משאבה או בשליטה על דימום בשוגג.
מאמר זה תיאר שלוש שיטות למתן טיפולים קרדיואקטיביים. למרות ההצלחה המדווחת של כל טכניקה, ישנן מגבלות מובנות שיש לקחת בחשבון. הליכים פולשניים (הזרקה transepicardial) מאפשרים דיוק מוגבר של מתן טיפולי; עם זאת, הם מביאים סיכון גדול יותר של סיבוכים קטלניים פוטנציאליים. יתר על כן, משלוח פולשני יש דרישה גדולה יותר עבור מיומנויות טכניות כדי למזער את הסיכון של סיבוכים. באופן דומה, הזרקה טרנסאנדוקרדיאלית מונחית פלואורוסקופית דורשת מידה מסוימת של מיומנות טכנית לצנתור ומניפולציה של חומרה. אם שיטה זו מבוצעת בצורה לא נכונה, כישלון הזרקה וסיבוכים קטלניים אפשריים.
שיטות ההזרקה הישירות המתוארות מאפשרות מתן חד פעמי של טיפול ברקמת המטרה. המיני-משאבה האוסמוטית הוורידית הצווארית מאפשרת מתן סיסטמי של טיפול במשך 7 ימים. באופן יחסי, שיטה זו פשוטה יותר וקשורה בפחות סיכון, עם זאת, היא מסתמכת על טיפול מערכתי המוצא את דרכו לשריר הלב. בנוסף, ברגע שהמשאבה נמצאת במקומה, לא ניתן להפסיק את מתן המשאבה או לשנות את קצב המינון מבלי להרדים מחדש את בעל החיים ולהסיר את המשאבה.
כל השיטות המתוארות במאמר זה בוצעו על בעלי חיים ביום או שבועיים לאחר אוטם שריר הלב. לכן, עבודה זו אינה יכולה לדווח על הצלחתן של שיטות שהוזכרו בבעלי חיים בריאים או בבעלי חיים הנתונים לפתולוגיה לבבית חלופית. לבסוף, יש לשקול בזהירות את הפרמקולוגיה והביוטכנולוגיה של כל סוכן מיועד, שכן זה יהיה קשור באופן אינהרנטי ליעילות של מסלול המסירה שנבחר. דיון מפורט בכך חורג מתחום כתב יד זה.
תיאורים מקיפים של שיטות פרה-קליניות מועילים לרווחת בעלי החיים ולקהילה המדעית הרחבה יותר. כתוצאה מכך, יכולת השחזור המשופרת של הליכים ותוצאות מובילה לפחות סיבוכים בריאותיים של בעלי חיים, למספר מופחת של בעלי חיים הנדרשים כדי להפיק תוצאות משמעותיות, ולאמון רב יותר בתוצאות הניסוי21,22. שלוש שיטות לניהול טיפולים חדשניים מתוארים במאמר זה לטיפול באוטם שריר הלב במודל חזירי. על ידי פירוט הטכניקות המשמשות וניסוח היתרונות והסיכונים של כל אחת מהן, צפוי כי החוקרים יוכלו ליצור בנוחות מודלים פרה-קליניים עקביים ואמינים המתאימים למטרות המחקר שלהם.
Disclosures
למחברים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו מומנה על ידי מענקים מהמועצה הלאומית לבריאות ומחקר רפואי APP1194139/APP1126276 (JC), הקרן הלאומית לתאי גזע של אוסטרליה ומשרד הבריאות והמחקר הרפואי של ממשלת ניו סאות' ויילס (JC). DS נתמך על ידי המכללה המלכותית האוסטרלית לרופאים, המכון לפתולוגיה קלינית ומחקר רפואי, ותוכנית הכשרת המחקר של ממשלת אוסטרליה. TD נתמך על ידי המכון לפתולוגיה קלינית ומחקר רפואי, מלגת משפחת פנפולדס, המועצה הלאומית לבריאות ומחקר רפואי (APP2002783) וקרן הלב הלאומית של אוסטרליה (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
- Vogel, B., et al.
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483 (2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y.
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392 (2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897 (2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
