Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Манипулирование ритмичным потреблением пищи у мышей с использованием специально разработанной системы кормления

Published: December 16, 2022 doi: 10.3791/64624
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2,3, 1,2,3
1Department of Biology, Texas A&M University, 2Center for Biological Clocks Research, Texas A&M University, 3Interdisciplinary Program of Genetics, Texas A&M University

Summary

Ограничение времени приема пищи стало многообещающим вмешательством для ослабления метаболических заболеваний, вызванных диетой. В этой рукописи подробно описывается создание и использование эффективной системы, встроенной в дом, для измерения и управления ритмичным потреблением пищи у мышей.

Abstract

Ритмическая экспрессия генов является отличительной чертой циркадного ритма и необходима для обеспечения ритмичности биологических функций в соответствующее время суток. Исследования, проведенные за последние несколько десятилетий, показали, что ритмичный прием пищи (т.е. время, в которое организмы едят пищу в течение 24 часов дня) вносит значительный вклад в ритмическую регуляцию экспрессии генов в различных органах и тканях по всему телу. С тех пор влияние ритмичного приема пищи на здоровье и физиологию широко изучалось и показало, что ограничение приема пищи в течение 8 ч во время активной фазы ослабляет метаболические заболевания, возникающие при различных диетах с ожирением. Эти исследования часто требуют использования контролируемых методов определения сроков доставки пищи животным. В этой рукописи описывается разработка и использование недорогой и эффективной системы, созданной собственными силами для измерения ежедневного потребления пищи, а также для управления ритмичным потреблением пищи у мышей. Эта система влечет за собой использование доступного сырья для создания клеток, подходящих для доставки продуктов питания, в соответствии с удобной процедурой обращения. Эта система может быть эффективно использована для кормления мышей на различных режимах кормления, таких как произвольный, ограниченный по времени или аритмичный график, и может включать диету с высоким содержанием жиров для изучения ее влияния на поведение, физиологию и ожирение. Приведено описание того, как мыши дикого типа (WT) адаптируются к различным режимам кормления.

Introduction

Циркадные часы встречаются повсеместно у разных видов и обеспечивают механизм хронометража, который помогает организмам адаптироваться к ритмически меняющейся среде. Главный циркадный кардиостимулятор расположен в супрахиазматическом ядре (SCN) гипоталамуса. SCN в первую очередь увлекается циклом света и темноты окружающей среды и синхронизирует периферические часы, присутствующие почти в каждой клетке тела, с помощью нескольких сигналов, включая нейронные и гормональные сигналы, питание и температуру тела 1,2,3,4,5,6,7,8 . У млекопитающих молекулярные циркадные часы опираются на гетеродимерный транскрипционный фактор CLOCK: BMAL1 9,10, который контролирует экспрессию генов основных часов, названных Period (Per1, Per2 и Per3) и Cryptochrome (Cry1 и Cry2), чтобы инициировать петлю транскрипционной обратной связи, которая имеет решающее значение для генерации циркадных ритмов 9,11,12 . Молекулярные часы также регулируют ритмическую транскрипцию тысяч генов, которые контролируют ритмичность практически каждой биологической функции13,14,15. Более 50% генома у млекопитающих ритмично экспрессируется по крайней мере в одной ткани типа 16,17,18, а в таких тканях, как печень у мышей, около 25%-30% их транскриптома экспрессируется ритмично18,19. Ритмичная экспрессия генов имеет решающее значение для активации важных биологических процессов, таких как контрольклеточного цикла 20, гомеостазглюкозы 21 и метаболизм аминокислот22 в нужное время суток, чтобы повысить физическую форму организма.

За последние несколько десятилетий появилось все больше доказательств того, что потребление пищи может выступать в качестве мощного синхронизирующего сигнала для синхронизации ритмов экспрессии генов во многих тканях, включая печень23,24. Важно отметить, что было показано, что кормление увлекает ритмы в печени независимо от SCN или цикла25 свет-темнота, а ритмичное питание может управлять ритмичной экспрессией генов без участия молекулярных часов 26,27,28,29,30,31. Кормление, ограниченное неактивным периодом мышей (дневное), инвертирует фазу экспрессии генов основных часов и многих ритмических генов31. Было показано, что кормление с ограничением по времени (TRF), которое представляет собой вмешательство в питание, при котором ежедневное потребление калорий ограничено периодом в 8-10 часов, защищает от ожирения, гиперинсулинемии, стеатоза печени и метаболического синдрома32,33. Все вышеперечисленные эксперименты, связанные с манипулированием приемом пищи, требуют от экспериментатора использования эффективных методов доставки пищи в нужное время суток.

Разработаны различные способы доставки пищи, имеющие ряд преимуществ и недостатков 29,34,35,36,37,38,39 (табл. 1). Некоторые автоматические кормушки были разработаны для работы на основе программного обеспечения, которое контролирует количество, продолжительность и время доступности пищи при регистрации кормления и добровольной активности бега на колесах у мышей34. Несколько других методов предполагают, что мышей помещают в разные клетки для разных условий кормления, при этом экспериментатор вручную добавляет пищевые гранулы в необходимое время38,39. В другой системе используется автоматизированная система подачи, управляемая компьютером, где экран с пневматическим приводом предотвращает доступ к пище и который может управляться либо временными интервалами, либо массой пищи35. Все эти методы либо требуют использования и настройки компьютеризированного программного обеспечения, которое может быть дорогостоящим и требует некоторого обучения для правильной работы прибора, либо являются трудоемкими, поскольку экспериментатор должен присутствовать в определенное время, чтобы вручную изменить условия кормления. Компьютеризированные системы также имеют свою долю проблем, включая неисправность рычагов или дверей, которые выпускают еду, застревание пищевых гранул в розетках и поломку программного обеспечения. Более того, звук, который может быть издан во время открытия дверей или рычагов, представляет риск того, что мыши будут ассоциировать их с доставкой пищи, тем самым ставя под угрозу интерпретацию эффектов манипуляций с едой как строго связанных с доступом к пище или из-за воздействия на другие поведенческие ритмы, такие как цикл сна / бодрствования. Общая цель этого исследования состояла в том, чтобы разработать доступную и эффективную систему управления долгосрочным ритмичным потреблением пищи, которая помогла бы облегчить многие из этих вышеупомянутых проблем. Прежде всего, устройство подачи, которое было разработано и описано ниже, может быть изготовлено с минимальными затратами по сравнению с автоматизированными машинами (таблица 2) и не требует сложного обучения обращению, эксплуатации и техническому обслуживанию. Во-вторых, система кормления производит только фоновый белый шум и не издает громких звуков во время подачи пищи, тем самым предотвращая павловское кондиционирование. В целом, эта система кормления экономична, более доступна и надежна для исследователей, но при этом эффективна в манипулировании ритмичным потреблением пищи.

Protocol

Все животные используются в соответствии с рекомендациями, изложенными Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Техасского университета A&M (AUP #2022-0050). Здесь используются как самцы, так и самки мышей C57BL / 6 в возрасте от 2 до 4 месяцев. Процедура построения системы подачи описана ниже, а сырье, необходимое для изготовления аппарата, указано в таблице материалов.

1. Построение системы кормления

  1. Строительство основы из поливинилхлорида (ПВХ)
    1. Закупите четыре куска 0,25-дюймовых листов ПВХ, нарезанных по следующим размерам: 4,875 дюйма x 4,5 дюйма; 4,875 дюйма x 2,125 дюйма; 9,5 дюйма x 2,125 дюйма (две части). Просверлите четыре отверстия в основании размером 4,875 x 4,5 дюйма для установки таймера на 24 часа, используя измерения, представленные на рисунке 1A. Склейте четыре куска ПВХ, чтобы получить основу, как показано на рисунке 1A.
  2. Закрепление таймера на основании из ПВХ
    1. Откройте таймер, чтобы вынуть вилку. Выполните подключение с помощью стандартного удлинителя/электрического шнура (рис. 1B).
    2. Поместите таймер на основание из ПВХ, чтобы выровнять его с отверстиями, просверленными на основании на шаге 1.1.1. Используйте 1.5-дюймовые винты, чтобы закрепить таймер на основании ПВХ. Убедитесь, что таймер лежит ровно и устойчиво стоит на основании из ПВХ.
    3. Просверлите четыре отверстия в верхней части таймера и закрепите 0.75-дюймовые винты, чтобы удерживать контейнер для пищевых продуктов с восемью отделениями (рис. 1B). Основа для системы завершена и выглядит так, как показано на рисунке 1C.
      ВНИМАНИЕ: Не сверлите отверстия до конца таймера.
  3. Настройка клетки
    1. Отрежьте 4-дюймовую трубку из ПВХ (внешний диаметр 4.5 дюйма) на высоте 3.125 дюйма. Просверлите отверстие около 0.5 дюйма в нижней части трубы, чтобы пропустить электрический кабель.
    2. Отшлифуйте верхнюю часть трубы (например, с помощью фрезера или вращающегося инструмента), чтобы крышку можно было легко снять при замене контейнера для пищевых продуктов.
    3. Используйте клетку для мыши шириной более 4.5 дюйма и вырежьте 4.5-дюймовое отверстие в нижней части клетки с помощью пилы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Расположение отверстия зависит от установки клетки (например, расположение верхней части клетки и бутылки с водой, добавление бегового колеса и т. Д.).
  4. Настройка контейнера для кормления
    1. Сделайте диспенсер для еды из 4-дюймового органайзера для ювелирных изделий с восемью отделениями, как показано на рисунке 1D. Обрежьте ободок емкости так, чтобы он хорошо входил в трубу.
    2. Используйте 4-дюймовую крышку из ПВХ и вырежьте отверстие, соответствующее размеру одного отсека дозатора (например, с помощью вращающегося инструмента), чтобы создать отверстие, которое одновременно открывает только один из восьми отсеков. По мере того, как таймер движется, отверстие открывает новый отсек каждые 3 часа. Теперь компоненты системы кормления готовы к использованию. После того, как все клетки установлены, окончательная настройка напоминает ту, что показана на рисунке 1E.
    3. Одновременная транспортировка большого количества пищевых контейнеров может быть громоздкой. Чтобы облегчить транспортировку, возьмите три куска 0,25-дюймовой трубы из ПВХ. Просверлите отверстие 0.625 дюйма в центре двух частей и склейте их вместе. Затем используйте узкую трубу из ПВХ диаметром 0,625 дюйма, которая вставляется в отверстие и проходит через центр чашек для еды, чтобы сложить чашки для еды, чтобы облегчить их транспортировку, как показано на рисунке 1F.
    4. Проверьте таймеры перед введением мышей, подключив установку к розеткам, поместив кусок гнезда в один отсек в записанное время и контролируя положение гнезда через 12 часов, чтобы убедиться, что таймер быстро поворачивается.

2. Применение системы кормления

  1. Непрерывное измерение потребления пищи у мышей
    1. Перенесите мышей в экспериментальную комнату и акклиматизируйте их к циклу свет-темнота (LD), установленному в помещении, не менее 1 недели, и в течение 2 недель, если цикл свет-темнота сдвинут более чем на 3 часа. Для этого эксперимента были собраны данные от самцов и самок мышей C57BL/6 в возрасте от 2 до 4 месяцев, подвергшихся воздействию LD 12:12 (n = 7 самцов и 4 самок).
    2. Записывайте вес мышей перед индивидуальным размещением их в клетках для кормления (вес регистрировался в 15:00, т.е. в момент смены корма). Убедитесь, что у мышей есть свободный доступ к воде и достаточное количество подстилки и птенцов.
    3. Добавьте 1,5 г корма (обычно используется 45 мг беспыльных прецизионных гранул) во все восемь отделений кормушки. Поставьте чашку кормушки на таймер. Затем наденьте крышку на чашку кормушки так, чтобы был открыт только один отсек, и обратите внимание на время подачи пищи. Четыре отсека представляют ночные точки, а остальные четыре — дневные.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за накопления, наблюдаемого при избыточном представлении пищи, 1,5 г был оптимизирован в качестве исходного веса пищи. Мыши, как правило, копят гранулы либо поверх крышек пищевых стаканов, либо в подстилке внутри клетки. Это искажает данные, что приводит к их неправильной интерпретации. Самцы мышей не накапливают гранулы при кормлении 1,5 г или менее на отсек. Самки, как правило, накапливают пищу больше, чем самцы, но это специфично для мышей и может быть ослаблено, если обеспечить 1 г гранул на отсек.
    4. Меняйте еду каждый день в одно и то же время и подсчитывайте количество гранул, оставшихся в каждом отсеке, чтобы рассчитать количество потребляемой пищи. Наблюдайте за профилем кормления в течение недели, чтобы получить базовый профиль кормления мышей, которых кормили вволю.
    5. Основываясь на пище, потребляемой в каждом отсеке, рассчитайте среднесуточное потребление пищи для каждой мыши (рис. 2).
  2. Лечение диетой с высоким содержанием жиров (HFD)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта система кормления также может быть использована для изучения влияния HFD на метаболические заболевания и в конечном итоге может быть использована для ограниченных по времени графиков кормления. HFD не коммерчески доступен в виде гранул точного размера и веса, а гранулы для кормления обычно закупаются в виде 0,5-дюймовых гранул.
    1. Поместите гранулы HFD на чистую поверхность или прозрачную пленку и разрежьте их на 6-7 небольших кусочков одинакового размера с помощью бритвенного лезвия. Нарежьте гранулы достаточно мелко, чтобы они напоминали обычные гранулы чау-чау, используемые в разделе 2.1 выше.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши, как правило, накапливают большие гранулы в своих клетках, что приводит к неправильному расчету потребляемой пищи.
    2. Взвесьте 1,5 г нарезанных кусочков HFD и поместите в каждый из 8 отсеков для продуктов. Для смены пищи через день достаточно 1,5 г HFD на отделение.
    3. Меняйте корм каждый день или через день в соответствии с экспериментальными потребностями и записывайте вес оставшейся пищи.
    4. Рассчитайте количество потребляемой пищи, вычитая оставшийся вес пищи из первоначального количества выданной пищи. Повторяйте этот процесс в течение 1 недели, чтобы получить базовый уровень потребления HFD (рис. 2).
  3. Акклиматизация самцов мышей к ночной диете (NR)
    1. Выполните шаги 2.1.1-2.1.4, чтобы получить базовый уровень кормления ad libitum . Для этого эксперимента были собраны данные от самцов мышей C57BL / 6 в возрасте от 2 до 4 месяцев, подвергшихся воздействию LD 12:12 (n = 18 самцов).
    2. После 3-7 дней диеты ad libitum переведите мышей на переходную диету, постепенно уменьшая количество гранул в дневных отсеках. Для этого съедайте пять гранул на отсек в 1-й день перехода (0,225 г на отсек), 3 гранулы на 2-й день (0,135 г на отделение), 1 гранулу на 3-й день (0,045 г на отделение) и ни одной после этого, чтобы полностью перевести мышей на ночную диету.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что мыши не ограничены в калориях. Усредните ежедневное потребление пищи мышами на отсек на основе исходного уровня ad libitum и дайте им такое же количество пищи, распределив его только по четырехдневным отсекам.
    3. Продолжайте контролировать потребление пищи в течение 2 недель после того, как мыши адаптировались к режиму ночного ограничения. В течение этого периода отрегулируйте количество пищи, даваемой каждой мыши, чтобы лучше соответствовать ее общему потреблению пищи (рис. 3A). Обычно добавляют пищевые гранулы (по 1 грануле на каждый из четырех ночных отсеков), когда мыши съедают всю свою пищу в течение двух ночей подряд.
    4. Взвесьте мышей в конце 2-недельного периода, чтобы контролировать любое изменение веса из-за режима кормления. В конце этого периода обезболивают мышей изофлураном и усыпляют обезглавливанием. Соберите ткани и проанализируйте их на предмет ежедневных изменений из-за парадигмы кормления.
  4. Акклиматизация самцов мышей к аритмической (AR) диете
    1. Выполните шаги 2.1.1-2.1.4, чтобы получить базовый уровень кормления ad libitum . Для этого эксперимента были собраны данные от самцов мышей C57BL / 6 в возрасте от 2 до 4 месяцев, подвергшихся воздействию LD 12:12 (n = 18 самцов).
    2. После недели диеты ad libitum рассчитайте среднее потребление пищи в день и разделите это число на 8, чтобы получить количество пищи, которое должно быть предоставлено в каждом отделении. Добейтесь кормления AR, убедившись, что мыши получают одинаковое количество пищи во всех восьми отсеках в течение дня.
    3. Затем переведите мышей на переходную диету, постепенно уменьшая в течение 3-5 дней количество пищи, подаваемой на отделение, чтобы в конечном итоге отменить любой ритм приема пищи (как показано на рисунке 3B). При нахождении на диете AR убедитесь, что мыши имеют доступ к 1/8 своего ежедневного потребления пищи в каждом из восьми отсеков и, следовательно, доступ к пище каждые 3 часа. Убедитесь, что мыши не ограничены в калориях.
    4. Поддерживайте мышей на диете AR в течение 2 недель или более (рис. 3B).
    5. Во время диеты AR корректируйте пищу каждый день, чтобы убедиться, что мыши оставляют только несколько гранул (обычно менее 5). Это гарантирует, что мыши получают нужное количество пищи и не ограничены в калориях. Внесите коррективы, уменьшив или добавив гранулы во все восемь отделений или уменьшив или добавив гранулы в два противоположных отсека, чтобы не вызывать никаких ритмов приема пищи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши, которых кормили диетой AR, оставляют пищу почти исключительно между ZT3 и ZT9 (между 3 и 9 часами после включения света), но ночью голодны и кусают дозатор пищи, чтобы получить доступ к следующему отсеку. Тем не менее, мыши, которых кормили AR, не ограничены в калориях и фактически со временем набирают больше веса, чем мыши, которых кормили NR.
    6. Взвесьте мышей в конце 2-недельного периода, чтобы контролировать любое изменение веса из-за режима кормления. В конце этого периода обезболивают мышей изофлураном и усыпляют обезглавливанием. Соберите ткани и проанализируйте их на предмет ежедневных изменений из-за парадигмы кормления.

Representative Results

Описанная выше система кормления может быть использована для долгосрочного манипулирования ритмичным потреблением пищи у мышей. Эта система, по сути, подвергает мышь воздействию нового пищевого отсека каждые 3 часа, что позволяет исследователю специально манипулировать пищей в каждом отсеке. Одно из применений заключалось в анализе профиля потребления пищи в течение 24-часового периода. Данные показывают, что мыши WT, которых кормили нормальным чау-чау ad libitum , съедают около 75% своей пищи в течение ночи (рис. 2A). Более того, большая часть пищи, съеденной в течение дня, происходит в течение 3 часов до выключения света.

Мыши, которых кормили HFD ad libitum , ели больше пищи в первые 2 дня воздействия, вероятно, из-за новизны HFD (рис. 2A). Через 2 дня прием HFD оставался ритмичным, но с уменьшенной амплитудой по сравнению с обычным кормлением чау-чау ad libitum. В то время как самцов и самок мышей WT кормили HFD, было обнаружено, что самки мышей накапливали большое количество пищи на крышке кормового аппарата и в клетке, тогда как самцы не проявляли заметного накопления. Как упоминалось выше, накопление продуктов питания может привести к неправильному расчету потребления пищи и привести к неправильной интерпретации данных. Кроме того, самки мышей чаще вгрызались в пластиковые ободки чашек с едой, особенно в ночных отсеках. Самцы мышей показали значительное увеличение веса после 1 недели нормального питания ad libitum и после 1 недели HFD (рис. 2E). Аналогичная тенденция наблюдалась у самок мышей, но не достигла значительных значений p, вероятно, отчасти из-за меньшего количества используемых самок по сравнению с самцами.

Мыши, перешедшие на диету NR, съедают свои ежедневные общие калории только ночью, без значительного снижения потребления калорий в течение первых 3-5 недель (рис. 3А). Более длительное воздействие графика NR снижает среднесуточное потребление калорий на 10-15% по сравнению с мышами, которых кормили ad libitum, как описано в другом месте34. Мыши, перешедшие на диету AR, потребляли свои ежедневные общие калории в равных количествах в течение дня, что приводило к резкому ослаблению ежедневного ритма приема пищи (рис. 3B). Что касается графика кормления NR, то среднесуточное потребление калорий не зависит от графика кормления AR в течение первых 3-5 недель воздействия, но уменьшается при более длительном воздействии. Мыши показали прибавку в весе после графиков NR (рис. 3C) и AR (рис. 3C).

Figure 1
Рисунок 1: Проектирование и конструкция системы подающих аппаратов . (A) Размеры основания из ПВХ для системы подачи и описание того, где необходимо сделать отверстия для крепления таймера. (B) Таймер на 24 часа до и после перепрофилирования проволоки и сверления винтами для размещения чашки с пищевыми продуктами. (C) Собранное серое основание и таймер вместе с 4-дюймовой трубой из ПВХ. (D) Чашка для еды с восемью отделениями после обрезки внешних краев. (E) Окончательная установка клеток с чашкой для еды, закрытой 4-дюймовым колпачком, таким образом, чтобы одновременно можно было получить доступ только к одному отсеку. (F) Транспортировка нескольких чашек с едой во время эксперимента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Профили кормления при различных режимах питания. (A) Профиль кормления самцов мышей WT, которых кормили ad libitum нормальным чау-чау (NC) в течение 7 дней и диетой с высоким содержанием жиров (HFD) в течение дополнительных 7 дней. Цветные линии представляют отдельные профили мыши (n = 7), а черная линия указывает на среднюю ± SEM семи мышей. (B) Диета с высоким содержанием жиров до и после нарезки. (C) Среднесуточное потребление пищи каждые 3 ч ± SEM (n = 7). Среднее значение было рассчитано за последние 5 дней либо НК, либо графика кормления HFD. (D) Среднее (слева) и процент (справа) потребления пищи в течение дня и ночи для мышей, получавших NC или HFD. Значения представляют собой среднее значение семи мышей ± SEM и были рассчитаны с использованием данных о потреблении пищи за последние 5 дней графиков кормления NC или HFD. * p < 0,05 между двумя группами (парный t-критерий). (E) Средняя масса тела мышей, использованных в эксперименте, после 1 недели NC и 1 недели HFD. Данные для мужчин (слева) и женщин (справа) показаны с * p < 0,05 между двумя группами (парный t-критерий). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Манипулирование суточным ритмом приема пищи. (A) Профиль кормления самцов мышей WT, которых кормили нормальным кормом ad libitum в течение 2 дней, перешли на режим кормления с ограничением по ночам (NR) в течение 3 дней и поддерживались при кормлении NR в течение 8 ночей. Цветные линии представляют отдельные профили мыши (n = 18), а черная линия указывает на среднюю ± SEM 18 мышей. Серая звездочка указывает на неисправность таймера для этой мыши в тот единственный день, когда таймер перестал вращаться. (B) Профиль кормления самцов мышей WT, которых кормили нормальным кормом ad libitum в течение 2 дней, перешли на аритмический (AR) режим кормления в течение 1 дня и поддерживались при кормлении AR в течение 8 ночей. Цветные линии представляют отдельные профили мыши (n = 18), а черная линия указывает на среднюю ± SEM 18 мышей. (C) Средняя масса тела мышей, использованных в эксперименте, после 2 недель воздействия диет NR и AR. Данные показаны с * p < 0,05 между двумя группами (парный t-критерий). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Преимущества и недостатки существующих систем кормления. Таблица, в которой выделены различные системы кормления, используемые для манипулирования приемом пищи, с кратким описанием плюсов и минусов каждой системы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Таблица 2: Стоимость материалов, необходимых для построения системы кормления. Таблица, в которой указана стоимость предметов, необходимых для строительства системы кормления, описанной в этом документе, вместе с оценкой стоимости строительства на клетку. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Discussion

За последние несколько десятилетий были проведены обширные исследования по манипулированию ритмами питания и их влиянию на физиологию. Конструкция и использование системы кормления, описанной здесь, могут быть использованы в качестве эффективного метода управления потреблением пищи. В протоколе в качестве ключевых компонентов системы используется общий таймер на 24 часа и чашка для еды, выполненная в виде органайзера с восемью отделениями. Сепараторы могут быть легко изготовлены с использованием всего нескольких легкодоступных инструментов, а управление системой удобно для пользователя. Некоторые из ключевых аспектов протокола адаптации системы для управления ритмичным потреблением пищи включают ежедневную смену чашек с едой, поскольку таймер вращается в течение 24 часов, ручной подсчет или взвешивание оставшейся пищи и ежедневную регулировку количества гранул для кормления AR. Как правило, пластиковая стружка видна, когда мыши голодны и не получают достаточного количества пищи. Эту проблему можно решить, добавив еще несколько пищевых гранул, соблюдая режим кормления, пока не останется пластиковой стружки. В случае AR-кормления, когда ежедневное питание необходимо скорректировать, следует позаботиться о том, чтобы не вызвать ритм приема пищи (рис. 3B). Следовательно, предпочтительно либо добавлять, либо вычитать гранулы в противоположных отсеках, чтобы мыши питались аритмично.

Эту систему можно дополнительно улучшить, покрыв чашки для еды слоем эпоксидной смолы, чтобы мыши не кусали пластик и, таким образом, помогли продлить срок службы чашек для еды. Поверхность таймера для размещения чашек для еды также может быть изменена, чтобы помочь чашке с едой сидеть ровно и устойчиво на таймере. Это может предотвратить случайную остановку таймера, вызванную неравномерно расположенным таймером. Некоторые компоненты клетки, такие как чашки для еды, также могут быть напечатаны на 3D-принтере для снижения стоимости и изготовлены по индивидуальному заказу по вкусу исследователя. Это могут быть чашки для еды с более чем восемью отделениями, что может дать лучшее временное разрешение, чем текущее окно в 3 часа.

Несмотря на то, что эта система очень эффективна, у нее есть некоторые ограничения, такие как трудоемкость, поскольку исследователю по-прежнему необходимо менять чашки с едой каждые 24 часа и требовать от них ручного подсчета / взвешивания оставшейся пищи. Кроме того, таймеры необходимо время от времени контролировать, чтобы выявить потенциальные проблемы и/или если они перестали работать. Это может быть достигнуто при подсчете пищевых гранул, оставшихся после кормления (например, путем определения того, ели ли некоторые мыши пищу только в нескольких отсеках и оставляли ли некоторые отсеки нетронутыми). Еще одним ограничением этой системы является то, что она может не работать с самками мышей, поскольку несколько экспериментов, проведенных с самками, показали, что они, как правило, накапливают пищу и пережевывают пластик больше, чем самцы мышей.

Тем не менее, эта система кормления очень эффективна в манипулировании приемом пищи, проста в конструкции, эксплуатации, обслуживании и недорога по сравнению с дорогими автоматизированными кормушками, существующими на рынке. Он может быть легко адаптирован и модифицирован в соответствии с требованиями исследователя и не требует специальной подготовки для работы с системой. Важно отметить, что таймеры производят только небольшое количество постоянного белого шума, что не позволяет мышам ассоциировать какой-либо звук с доступностью пищи.

Таким образом, в этой статье описывается инновационная система кормления, которая может быть использована для мониторинга ежедневного потребления пищи у мышей и может быть адаптирована для кормления мышей в различных парадигмах, таких как ограниченное по времени кормление, аритмическое кормление и кормление диетой с высоким содержанием жиров. Эта система дополняет список инструментов, которые могут быть использованы для решения важных вопросов в области ритмичного приема пищи и ее влияния на физиологию.

Disclosures

Все авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Acknowledgments

Эта работа была финансово поддержана грантом R01DK128133 от NIH / NIDDK (для J.S.M.) и стартовыми фондами от Техасского университета A&M.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#6 x 0.75 inch Phillips Pan Head Stainless Steel Sheet Metal Screw (50-Pack) Everbilt #800172
#8 x 1.5 inch Phillips Pan Head Zinc Plated Sheet Metal Screw (100-Pack) Everbilt  #801622
0.25 inch gray PVC sheet (24 inch x 48 inch) USPlastic #45088
4 inch PVC pipe (10 ft) Home Depot #531103
45 mg dustless precision pellets Bio-Serv #F0165
6 ft. Extension Cord HDX HD#145-017
Food container (eight-compartment jewelry organizer)  JewelrySupply #PB8301
Indoor Basic Timer General Electric #15119
Oatey 4 inch ABS Pipe Test Cap with Knockout Home Depot #39103D
Rodent Diet with 45 kcal% fat (with red dye) Research Diets #D12451

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of light and temperature in the regulation of circadian gene expression in Drosophila. PLoS Genetics. 3 (4), 0492-0507 (2007).
  2. Brown, S. A., Zumbrunn, G., Fleury-Olela, F., Preitner, N., Schibler, U. Rhythms of mammalian body temperature can sustain peripheral circadian clocks. Current Biology. 12 (18), 1574-1583 (2002).
  3. Buhr, E. D., Yoo, S. H., Takahashi, J. S. Temperature as a universal resetting cue for mammalian circadian oscillators. Science. 330 (6002), 379-385 (2010).
  4. Kawamoto, T., et al. Effects of fasting and re-feeding on the expression of Dec, Per1, and other clock-related genes. Journal of Biochemistry. 140 (3), 401-408 (2006).
  5. Lamia, K. A., Storch, K. F., Weitz, C. J. Physiological significance of a peripheral tissue circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (39), 15172-15177 (2008).
  6. Oosterman, J. E., Kalsbeek, A., La Fleur, S. E., Belsham, D. D. Impact of nutrients on circadian rhythmicity. American Journal of Physiology - Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 308 (5), 337-350 (2015).
  7. Pitts, S. N., Perone, E., Silver, R. Food-entrained circadian rhythms are sustained in arrhythmic Clk/Clk mutant mice. American Journal of Physiology - Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 285, 57-67 (2003).
  8. Sheward, W. J., et al. Entrainment to feeding but not to light: Circadian phenotype of VPAC 2 receptor-null mice. Journal of Neuroscience. 27 (16), 4351-4358 (2007).
  9. Gekakis, N., et al. Role of the CLOCK protein in the mammalian circadian mechanism. Science. 280 (5369), 1564-1569 (1998).
  10. King, D. P., et al. Positional cloning of the mouse circadian Clock gene. Cell. 89 (4), 641-653 (1997).
  11. Kume, K., et al. mCRY1 and mCRY2 are essential components of the negative limb of the circadian clock feedback loop. Cell. 98 (2), 193-205 (1999).
  12. Shearman, L. P., et al. Interacting molecular loops in the mammalian circadian clock. Science. 288 (5468), 1013-1019 (2000).
  13. Beytebiere, J. R., et al. Tissue-specific BMAL1 cistromes reveal that rhythmic transcription is associated with rhythmic enhancer-enhancer interactions. Genes and Development. 33 (5-6), 294-309 (2019).
  14. Menet, J. S., Pescatore, S., Rosbash, M. CLOCK: BMAL1 is a pioneer- like transcription factor. Genes and Development. 28 (1), 8-13 (2014).
  15. Koike, N., et al. Transcriptional architecture and chromatin landscape of the core circadian clock in mammals. Science. 338 (6105), 349-354 (2012).
  16. Mure, L. S., et al. Diurnal transcriptome atlas of a primate across major neural and peripheral tissues. Science. 359 (6381), (2018).
  17. Ruben, M. D., et al. A database of tissue-specific rhythmically expressed human genes has potential applications in circadian medicine. Science Translational Medicine. 10 (458), 1-8 (2018).
  18. Zhang, R., Lahens, N. F., Ballance, H. I., Hughes, M. E., Hogenesch, J. B. A circadian gene expression atlas in mammals: Implications for biology and medicine. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (45), 16219-16224 (2014).
  19. Menet, J. S., Rodriguez, J., Abruzzi, K. C., Rosbash, M. Nascent-Seq reveals novel features of mouse circadian transcriptional regulation. eLife. 2012 (1), 1-25 (2012).
  20. Miller, B. H., et al. Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (9), 3342-3347 (2007).
  21. Cailotto, C., et al. The suprachiasmatic nucleus controls the daily variation of plasma glucose via the autonomic output to the liver: Are the clock genes involved. European Journal of Neuroscience. 22 (10), 2531-2540 (2005).
  22. Eckel-Mahan, K. L., et al. Coordination of the transcriptome and metabolome by the circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (14), 5541-5546 (2012).
  23. Damiola, F., et al. Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus. Genes and Development. 14 (23), 2950-2961 (2000).
  24. Saini, C., et al. Real-time recording of circadian liver gene expression in freely moving mice reveals the phase-setting behavior of hepatocyte clocks. Genes and Development. 27 (13), 1526-1536 (2013).
  25. Stokkan, K. A., Yamazaki, S., Tei, H., Sakaki, Y., Menaker, M. Entrainment of the circadian clock in the liver by feeding. Science. 291 (5503), 490-493 (2001).
  26. Atger, F., et al. Circadian and feeding rhythms differentially affect rhythmic mRNA transcription and translation in mouse liver. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (47), 6579-6588 (2015).
  27. Greenwell, B. J., et al. Rhythmic food intake drives rhythmic gene expression more potently than the hepatic circadian clock in mice. Cell Reports. 27 (3), 649-657 (2019).
  28. Izumo, M., et al. Differential effects of light and feeding on circadian organization of peripheral clocks in a forebrain Bmal1 mutant. eLife. 3, 04617 (2014).
  29. Mange, F., et al. Diurnal regulation of RNA polymerase III transcription is under the control of both the feeding-fasting response and the circadian clock. Genome Research. 27 (6), 973-984 (2017).
  30. Van Der Veen, D. R., et al. Impact of behavior on central and peripheral circadian clocks in the common vole Microtus arvalis, a mammal with ultradian rhythms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (9), 3393-3398 (2006).
  31. Vollmers, C., et al. Time of feeding and the intrinsic circadian clock drive rhythms in hepatic gene expression. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (50), 21453-21458 (2009).
  32. Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. Time-Restricted feeding prevents obesity and metabolic syndrome in mice lacking a circadian clock. Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).
  33. Hatori, M., et al. Time-restricted feeding without reducing caloric intake prevents metabolic diseases in mice fed a high-fat diet. Cell Metabolism. 15 (6), 848-860 (2012).
  34. Acosta-Rodríguez, V. A., de Groot, M. H. M., Rijo-Ferreira, F., Green, C. B., Takahashi, J. S. Mice under caloric restriction self-impose a temporal restriction of food intake as revealed by an automated feeder system. Cell Metabolism. 26 (1), 267-277 (2017).
  35. Chung, H., et al. Time-restricted feeding improves insulin resistance and hepatic steatosis in a mouse model of postmenopausal obesity. Metabolism: Clinical and Experimental. 65 (12), 1743-1754 (2016).
  36. Sen, S., et al. Ultradian feeding in mice not only affects the peripheral clock in the liver, but also the master clock in the brain. Chronobiology International. 34 (1), 17-36 (2017).
  37. Xie, X., et al. Natural food intake patterns do not synchronize peripheral clocks. BMC Biology. 18 (160), 1-11 (2020).
  38. Swamy, S., et al. Circadian disruption of food availability significantly reduces reproductive success in mice. Hormones and Behavior. 105, 177-184 (2018).
  39. Xin, H., et al. Protocol for setup and circadian analysis of inverted feeding in mice. STAR Protocols. 2 (3), 100701 (2021).

Tags

Биология выпуск 190
Манипулирование ритмичным потреблением пищи у мышей с использованием специально разработанной системы кормления
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Sahasrabudhe, A., Guy, C. R.,… More

Sahasrabudhe, A., Guy, C. R., Greenwell, B. J., Menet, J. S. Manipulation of Rhythmic Food Intake in Mice Using a Custom-Made Feeding System. J. Vis. Exp. (190), e64624, doi:10.3791/64624 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter