The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
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Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107, doi:10.3791/1107 (2009).
Prima di iniziare
Dissezione larvale
Fissazione
Fissare ogni animale presente nel 3,5% di formaldeide in HL3.1 per 25 minuti. Lavare l'animale due volte in HL3.1 per 5 minuti.
Immagazzinamento
Rimuovere i perni e trasferire le larve in una provetta contenente 1,5 ml di PBS 1X. Se si prevede di utilizzare l'immagine del NMJ fuso tag fluorescenti, si dovrebbe immagine degli animali entro due giorni. È possibile memorizzare le larve sezionato per un massimo di una settimana a 4 ° C.
Rappresentante risultati
Ci sono parecchi componenti chiave di una larva adeguatamente sezionato Drosophila. In primo luogo, si deve fare molta attenzione a non danneggiare i muscoli, soprattutto i muscoli 4, 6, e 7. Questi sono i muscoli più popolari di studiare e se sono danneggiati scartare la preparazione filetto e sezionare un altro animale. In secondo luogo, si deve assicurarsi che l'animale è allungato al massimo in modo che ogni muscolo e NMJ possono essere distinti.
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La tecnica di dissezione dimostrato in questo video può essere utilizzato per preparare le larve di Drosophila per una varietà di tecniche sperimentali. Se i tag proteina fluorescente sono presenti, le larve possono essere montati e ripreso immediatamente. Altrimenti, immunostaining può essere effettuata in modo da segnare specifici comparti sinaptica. Inoltre, elettrofisiologia può essere facilmente effettuata sulla larve sezionato per valutare il funzionamento della neurotrasmissione.
Il NMJ di Drosophila ha guadagnato grande popolarità da quando i primi studi che illuminava la sua struttura di base e la funzione. 1-4 Molte delle molecole che sono stati identificati in studi di sviluppo della Drosophila NMJ sono conservati nei vertebrati. 4 Perciò, molti dei le conoscenze apprese attraverso lo studio della NMJ Drosophila sono applicabili alla biologia sinaptica in tutti gli esseri viventi. Alcune applicazioni possibili includono lo studio di molecole coinvolte nella guida degli assoni, malattia del motoneurone, l'apprendimento e la memoria.
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| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereomicroscope Stemi 2000 | Carl Zeiss, Inc. | 495101-9804-000 | |
| Light Source KL 1500 LCD | Carl Zeiss, Inc. | 000000-1063-181 | |
| 3mm Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 15000-0 | |
| Dumont SS Forceps | Fine Science Tools | 11200-33 | Long forceps |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | Short forceps |
| SylGard 182 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | Used to make dissection plates |
| Formaldehyde | Sigma-Aldrich | 252549-25ML | |
| Stainless Steel Minutien Pins -0.1 MM Diameter | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| HL3 Dissection Buffer: (in mM) 70 NaCl, 5 KCl, 0.2 CaCl2, 20 MgCl2, 10 NaHCO3, 5 trehalose, 115 sucrose, and 5 HEPES, pH 7.3. Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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| Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. | |||
Hi. I wonder if the fixation using formaldehyde is fine for any ulterior immunohistochemistry assay. Have you any experience if there is necessities for performing the fixation with other fixative? I´m asking this regarding the preservation of cytoskeletal proteins
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ReplyPosted by: Javier AmbrosioFebruary 13, 2009, 4:07 PM