The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
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Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107, doi:10.3791/1107 (2009).
Bevor Sie beginnen
Larven Dissection
Fixierung
Fix jedes Tier in 3,5% Formaldehyd in HL3.1 für 25 Minuten. Waschen Sie die Tiere zweimal in HL3.1 für 5 Minuten.
Lagerung
Entfernen Sie die Stifte und übertragen die Larven in ein 1,5 ml Röhrchen mit 1X PBS. Wenn Sie zum Bild der NMJ mit verschmolzen fluoreszierenden Markierungen planen, sollten Sie Bild der Tiere innerhalb von zwei Tagen. Sie sind berechtigt, die seziert Larven bis zu einer Woche bei 4 ° C.
Repräsentative Ergebnisse
Es gibt mehrere wichtige Komponenten, um ein richtig seziert Drosophila Larve. Zuerst muss man besonders vorsichtig nicht zu den Muskeln, vor allem Muskeln 4, 6 und 7 führen. Dies sind die beliebtesten Muskeln zu studieren und wenn sie beschädigt sind zu verwerfen das Filet prep und sezieren ein anderes Tier. Zweitens muss man darauf achten, dass das Tier maximal ist so gespannt, dass jeder Muskel und NMJ unterschieden werden können.
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Die Dissektionstechnik in diesem Video gezeigt, kann zur Drosophila-Larven für eine Vielzahl von experimentellen Techniken vorzubereiten. Wenn fluoreszierende Protein-Tags vorhanden sind, können die Larven montiert und abgebildet sofort. Ansonsten kann Immunfärbung durchgeführt, um spezifische synaptische Fächer zu markieren. Darüber hinaus können Elektrophysiologie leicht auf der präparierten Larven durchgeführt werden, um das Funktionieren der Neurotransmission zu bewerten.
Die NMJ von Drosophila hat große Popularität seit den frühen Studien, dass die grundlegende Struktur und Funktion beleuchtet gewonnen. 1-4 Viele der Moleküle, die in Studien über die Entwicklung der Drosophila NMJ identifiziert wurden bei Wirbeltieren konserviert sind. 4 Darum, viele von die Erkenntnisse durch Untersuchungen der Drosophila NMJ gelernt gelten für synaptische Biologie in allen Lebewesen. Einige mögliche Anwendungen sind die Untersuchung von Molekülen in Axon Führung beteiligt, Motoneuronerkrankung, Lernen und Gedächtnis.
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| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereomicroscope Stemi 2000 | Carl Zeiss, Inc. | 495101-9804-000 | |
| Light Source KL 1500 LCD | Carl Zeiss, Inc. | 000000-1063-181 | |
| 3mm Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 15000-0 | |
| Dumont SS Forceps | Fine Science Tools | 11200-33 | Long forceps |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | Short forceps |
| SylGard 182 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | Used to make dissection plates |
| Formaldehyde | Sigma-Aldrich | 252549-25ML | |
| Stainless Steel Minutien Pins -0.1 MM Diameter | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| HL3 Dissection Buffer: (in mM) 70 NaCl, 5 KCl, 0.2 CaCl2, 20 MgCl2, 10 NaHCO3, 5 trehalose, 115 sucrose, and 5 HEPES, pH 7.3. Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. |
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| Sylgard Dissecting Plate: Mix gently (to avoid bubbles) 10:1in a beaker. Pour mixture into Petri dish (any size). Allow SylGard to cure overnight in 37C incubator. | |||
Hi. I wonder if the fixation using formaldehyde is fine for any ulterior immunohistochemistry assay. Have you any experience if there is necessities for performing the fixation with other fixative? I´m asking this regarding the preservation of cytoskeletal proteins
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ReplyPosted by: Javier AmbrosioFebruary 13, 2009, 4:07 PM