The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.

Recommend to Librarian

Automatic Translation

This translation into Russian was automatically generated through Google Translate.
English Version | Other Languages

 JoVE General

Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

, ,

Department of Biology, Brandeis

You must be subscribed to JoVE to access this content.

This article is a part of   JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.

Recommend JoVE to Your Librarian

Current Access Through Your IP Address

You do not have access to any JoVE content through your current IP address.

IP: 50.16.17.90, User IP: 50.16.17.90, User IP Hex: 839913818

Current Access Through Your Registered Email Address

You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please or create an account with your institutional email address to access this content.

 

Video Article Chapters

Cite this Article: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Hornstein, N. J., Pulver, S. R., Griffith, L. C. Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions. J. Vis. Exp. (25), e1133, doi:10.3791/1133 (2009).

Abstract: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Protocol: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Часть 1: уход животных и генетического кресты

  1. Поддерживать UAS-ChR2 и OK371-GAL4 летать линий в отдельных флаконах, содержащих стандартные носители летать 8.
  2. Сбор дев OK371-GAL4 летать линий и самцов UAS-ChR2 линий.
  3. Положите обе мужчин и женщин в флакон, содержащий стандартные носители летать смешать с 1 мМ полностью транс-сетчатки (ATR). ATR пища должна быть сделана первая плавка на регулярных средах летать в микроволновой печи в течение ~ 1 минуты. Как только растаял, дайте ему остыть в течение приблизительно 30 секунд до одной минуты, а затем добавить 100 мкл 100 мМ АТР в 100% этанола на каждые 10 мл летать СМИ. Место флаконах по льду, затем хранить в темном месте при температуре 4 ° C.
  4. Давайте мухи спариваются и откладывают яйца в темном месте на 22-25 ° C.
  5. Подождите 3-4 дня до третьего возраста личинки видны, в тот момент, распоряжаться взрослых мух.

Часть 2: Буровая установка

  1. Приложите любые 10x рассекает часть рамки глаза (в нашем случае, от Carl Zeiss, Inc, www.zeiss.com, Торнвуд, Нью-Йорк), на синий светодиодный источник света с радиатором (Thor лаборатории, www.thorlabs.com, Ньютон, штат Нью-Джерси ). Присоединить к магнитным основанием с должности и зажимом. Крышка радиатора с заземлены щит для уменьшения электрических шумов, генерируемых источником света.
  2. Место магнитной базе с источником света в эфире таблице электрофизиологии буровой установки.
  3. Подключение источника света к цепи управления и подключения цепи управления для внешнего источника напряжения (Powerlab 4 / 30, ADInstruments, www.adinstruments.com, Колорадо-Спрингс, CO).
  4. Дайте 1-5 V импульсы на цепи управления, чтобы активировать синий свет.
  5. Отрегулируйте магнитным основанием и источником света, пока синий луч света направлен на площадь будет занимать личиночной рассечение.

Часть 3: Dissection

  1. Место шесть 0,1 мм насекомых булавки в пол sylgard подкладке блюдо.
  2. Удалить 3-го возраста личинки от пищи и место средств массовой информации в любой пластиковой Петри-блюдо.
  3. Промыть личинки физиологическим раствором для удаления остатков пищи.
  4. Место личинок в рассекает блюдо рядом вытащил булавки и добавить солевой до ½ уровне.
  5. Восток личинки, так что вы можете увидеть две серебристые трубки (трахеи) вдоль спинной поверхности животного.
  6. Вставьте большой контактный прямо в хвост между трахеи трубки. Держите личинки вниз и место второй большой палец в его голове, будучи уверенным, чтобы растянуть тело из продольно.
  7. Сделайте небольшой надрез около хвоста, и продолжать его длине тела. Убедитесь, что кончики ножницами подняты так, чтобы не случайно сократить вентральной нервах и / или мышцах стенки тела.
  8. Место четыре контакта на четырех углах животного теперь открыт животик. Установите их в рассекает блюдо так, чтобы филе животного. Pin подготовки из учили.
  9. Использование щипцы и ножницы, удалить внутренности животного, трахеи и жира тела.
  10. Промыть приготовительный с физиологическим раствором.
  11. Найдите лобных долей (как показано на рис) и брюшного ганглия преп.
  12. Использование микро-ножницы, аккуратно разрезать брюшную ганглия позади лобных долей.

Часть 4: запись в мышцах и синий световой стимуляции

  1. Вытяните 10-20 μω электрода с помощью электронной съемник электрода (Саттер Instruments).
  2. Заполните вытащил электрод с 3 М KCl.
  3. Место заполнены электрод в держатель электрода и наконечника маневра электрод с микроманипулятора ближайшее личиночные приготовительные под микроскопом на вскрытии электрофизиологии буровой установки.
  4. Определить мышц 6 (M6) в любом сегменте стенки тела (рис.).
  5. Осторожно вставьте электрод в M6 и наблюдать за быстрым гиперполяризации. Мышцы отдыхают потенциалов мембраны должна быть от -30 мВ до -70 мВ.
  6. Отрегулируйте синий свет так, что расчлененный приготовительные находится в центре светового луча.
  7. Дайте 20-100 мс импульсов напряжения цепи управления. Поэтапно увеличения напряжения, подаваемого на цепи управления. Следите за возбуждающим потенциалом перехода в мышечную клетку (рис. 1В).

Представитель Результаты:

Рисунок 1А показывает схема установки записи и филе подготовки. На рисунке 1б показаны типичные EJP вызванных короткими импульсами света. EJP амплитуды показали суммируются амплитуды от двух моторных нейронов известны как иннервируют M6. Нижняя интенсивности света активируется только один блок двигателя (данные не приведены).

Рисунок 1

Рисунок 1:) Общая схема внутриклеточных установки записи и с синим светодиодом. Мозг (Br) удаляется для подавления ритмической активности в брюшной ганглий (VG). ChR2 выражается в моторных нейронов использованием GAL4-UAS системы. Б) внутриклеточные записи с M6 мышцы. 40 мс синие световые импульсы (при 127 мВт / мм 2) надежно вызывают большой синаптических потенциалов (звездочки) в М6.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Критические шаги включают в себя как начальное вскрытие и внесение мышечные клетки. Если нервы вырезать или мышца повреждена во время начальной вскрытия трудно продолжать остальной эксперимента. Во время вскрытия, нужно быть очень осторожным, чтобы угол рассекает ножницы вверх как можно больше во время спинного разреза. Во второй важный шаг, вводя мышечных клеток, нужно следить за гиперполяризации прошлого ~ 30 мВ. Значения выше -30 мВ показывают, что электрод или не должным образом в мышечных клетках или в нездоровых клеток.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

У нас нет конфликта интересов раскрывать.

Acknowledgements: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Работа выполнена при поддержке Национального института здоровья гранты RO1GM-33205 и MH-067284 для LC Гриффит и летом Brandeis University студентов стипендию исследований Нью-Джерси Hornstein. Предварительные эксперименты для этой техники были выполнены в Морской биологической лаборатории в составе 2008 нейронные системы и поведение летний курс (NIMH гранта: R25 MH059472) в Вудс-Хол, Массачусетс.

Materials: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

Name Company Catalog Number Comments
Sylgard Ellsworth Adhesives 4019862 www.ellsworth.com
Minutens Pins Fine Science Tools 26002-10 www.finescience.com
Dissecting Dish Fisher Scientific www.fishersci.com
Neuroprobe Intracellular Amplifier and Head Stage A-M Systems 680100 www.a-msystems.com
Powerlab 4/30 data acquisition system ADInstruments www.adinstruments.com
Grass stimulator Grass Technologies www.grasstechnologies.com
Desktop Computer Dell www.dell.com
Dissecting Scope Leica Microsystems www.leica-microsystems.com
Light Source Dolan-Jenner Industries 41446-062 www.dolan-jenner.com
Fly Media
All-Trans-Retinal Sigma-Aldrich 116-31-4 www.sigmaaldrich.com
OK-371 Gal4 Flies Bloomington Stock center
UAS-ChR2 Flies Fiala lab, Griffith lab
LED controller circuit Built in Griffith lab http://www.ledsupply.com
http://www.futureelectronics.com
Composed of:
1. 200 mA Buck Puck
2. Blue LED
3. Insulated wire
4. Circuit bread board
LED Heat Sink Thorlabs Inc. http://www.thorlabs.com/
Air Table TMC http://www.techmfg.com/products/accessories/intro3.html
Faraday Cage Built in Griffith lab
Leica Leitz M Micro-Manipulator Leica Microsystems ACS01 www.leica-microsystems.com
Electrode Holder Axon Instruments www.axon.com
Borosilicate Glass FHC, Inc. www.fh-co.com/p14-15.pdf
Electrode Puller Sutter Instrument Co. www.sutter.com
HL 3.1 Saline with 0.8mM Ca2+ Contents (mM):
NaCl:70 KCl:5 CaCl2: 0.8
MgCl2:4Sucrose:115
NaHCO3: 10 Trehalose: 5 HEPES
Micro-Dissection Tools Fine Science Tools www.finescience.com

References: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

  1. Keshishian, H., Broadie, K., Chiba, A., and Bate, M., The Drosophila neuromuscular junction: a model system for studying synaptic development and function. Annu Rev Neurosci 19, 545 (1996);
  2. Collins, C. A. and DiAntonio, A., Synaptic development: insights from Drosophila. Curr Opin Neurobiol 17 (1), 35 (2007);
  3. Lagow, R. D. et al., Modification of a hydrophobic layer by a point mutation in syntaxin 1A regulates the rate of synaptic vesicle fusion. PLoS Biol 5 (4), e72 (2007).
  4. Nagel, G. et al., Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Curr Biol 15 (24), 2279 (2005);
  5. Nagel, G. et al., Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proc Natl Acad Sci U S A 100 (24), 13940 (2003);
  6. Schroll, C. et al., Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae. Curr Biol 16 (17), 1741 (2006).
  7. Lin, D. M., Auld, V. J., and Goodman, C. S., Targeted neuronal cell ablation in the Drosophila embryo: pathfinding by follower growth cones in the absence of pioneers. Neuron 14 (4), 707 (1995).
  8. Greenspan, Ralph, Fly Pushing: The Theory and Practice of Drosophila Genetics, 2nd ed. (Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 2004).

Ask the Author: Channelrhodopsin2 опосредованная стимуляция синаптические потенциалы в Drosophila Нервно-мышечная переходов

1 Comment

Hi Nicholas,

A nice vido. I want to konw what model of light source did you use ? I could not find it by the Cata Num on the website.

Thanks a lot.

Kewen

School of medicine Zhejiang University

1

Reply

Posted by: Jiang K.December 17, 2009, 9:02 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Waiting
simple hit counter