The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
This article is a part of JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.
You do not have access to any JoVE content through your current IP address.
IP: 107.22.25.119, User IP: 107.22.25.119, User IP Hex: 1796610423
Current Access Through Your Registered Email Address
You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please sign in or create an account with your institutional email address to access this content.
The JoVE video player is compatible with HTML5 and Adobe Flash. Older browsers that do not support HTML5 and the H.264 video codec will still use a Flash-based video player. We recommend downloading the newest version of Flash here, but we support all versions 10 and above.
Unable to load video. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
An unexpected error occurred. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
Lawrence, A., Besir, H. Staining of Proteins in Gels with Coomassie G-250 without Organic Solvent and Acetic Acid. J. Vis. Exp. (30), e1350, doi:10.3791/1350 (2009).
בשנת קלאסית מכתים פרוטוקולים חלבון באמצעות Coomassie מבריק כחול (CBB), פתרונות עם תוכן גבוה של ממיסים אורגניים רעילים דליקים (אתנול או מתנול 2-Propanol) וחומצה אצטית משמשים קיבעון, מכתים ו destaining של חלבונים בג'ל SDS לאחר עמודים. כדי לזרז את ההליך, חימום הפתרון מכתים לתנור המיקרוגל לזמן קצר משמש לעתים קרובות. בדרך כלל גורמת התאדות של מתנול רעילים או מסוכנים, אתנול או 2-Propanol ועל ריח חזק של חומצה אצטית במעבדה אשר יש להימנע בשל שיקולי בטיחות. בפרוטוקול שפורסם במקור בשתי בקשות לפטנט על ידי א.מ. Wondrak (US2001046709 (A1), US6319720 (B1)), הרכב חלופה לפתרון מכתים מתואר בה שום אורגני ממס או חומצה משמש. CBB הוא מומס במים bidistilled (60-80mg ליטר CBB לכל G-250) ו - 35 מ"מ HCl הוא הוסיף כמתחם רק השני בפתרון מכתים. Staning CBB של הג'ל נעשה לאחר שטיפה SDS-PAGE וממצה של הג'ל במים bidistilled. על ידי חימום במהלך ג'ל רחצה ו מכתים שלבים, התהליך יכול להסתיים מהר ולא compunds רעילים או מסוכנים הם מתאדים. צביעה של החלבונים מתרחשת כבר בתוך דקה 1 אחרי חימום ג'ל מכתים פתרון והיא מפותחת אחרי 15-30 דקות עם רקע כחול מעט כי הוא destained לחלוטין על ידי שטיפה ממושכת של הג'ל מוכתמת במים bidistilled, מבלי להשפיע על חלבון מוכתם להקות.
60-80 מ"ג CBB G-250 הם מומס 1 ליטר מים bidistilled על ידי ערבוב במשך 2-4 שעות. לבסוף, 3 מ"ל של HCl מרוכזת מתווסף הפתרון כחול כהה עם ערבוב עוד דקה ומאוחסנים בחושך לשימוש מאוחר יותר. הפתרון יכול להיות מאוחסן במשך שבועות עד מספר חודשים מבלי לאבד את יעילות מכתים שלה.
HCl מרוכז צריכים להיות מטופלים עם und הטיפול הרגיל המשמש מתחת למכסה המנוע קטר. הפתרון הסופי יהיה בסביבות ה-pH 2, ולכן יש להשתמש בכפפות וכל מגע עם העור יש להימנע.
חלק 2: SDS-PAGE
Aliquots הולמת של דגימות חלבון מעורבבים עם טעינת חיץ בריכוז הסופי של המאגר 1x הטעינה. אנו משתמשים למאגר העמסה עם 2x 125mm Tris/H3PO4 (pH 7.5 במהירות של 25 ° C), 2mm EDTA, SDS 4%, 200mm DTT, כחול bromophenol 0.02% ו 50% גליצרול. מאגרים נוספים טעינה עבור SDS-PAGE ניתן להשתמש גם כן.
דגימות חלבון נטענים על ג'ל אלקטרופורזה ו לרוץ 50 דק 'ב 220V.
חלק 3: צביעה של הג'ל
קלטת ג'ל הוא ג'ל מפורקים הניח בתוך קופסה על הצעדים הבאים כביסה.
כ 100 מ"ל מים bidistilled מתווסף הג'ל ומחוממת במיקרוגל למשך 30 שניות. חימום צריך לעצור לפני רתיחה מתרחשת. הקופסה עם הג'ל מושם אז 3-5 דקות על שייקר. צעד זה חוזר על עצמו פעמיים שטיפה עם מים מתוקים.
מספיק פתרון CBB מכתים נוסף כדי לכסות את הג'ל בתיבה תיבת מחומם במיקרוגל למשך 10 שניות. ללא רתיחה. הקופסה עם הג'ל מושם אז בשביל לסיים את מכתים על שייקר. כבר לאחר דקה 1, להקות חלבון ניתן לצפות, אחרי 15-30 דקות. מכתים חזקה מספיק ברוב המקרים.
הפתרון הוא מכתים ניגרה ו 50-100 מ"ל מים bidistilled נוסף כדי לקדם destain רקע תכלת ג'ל על שייקר. המים יכולים להיות מוחלפים ע"י מים מתוקים להמשך destaining במידת הצורך.
הג'ל ניתן לסרוק, לצלם או מיובשים עבור אחסון לטווח ארוך
חלק 4: תוצאות נציג:
ראה איור. 1 עבור ג'ל מוכתם כראוי הנוהל המתואר.
ראה איור. 2 עבור ג'ל שלא נשטף מספיק זמן לפני מכתים ו SDS שיורית מעכב כתמים יעיל. שים לב כי נתיבי סמן (*) להכיל את אותה כמות של חלבונים סמן.
איור. 1: ג'ל נציג מוכתם לאחר טעינת דגימות של טיהור חלבון (*: סמן משקל מולקולרי).
איור. 2: ג'ל CBB מוכתם שלא נשטפו מספיק זמן לפני מכתים CBB. להקות חלבון להופיע חלש (לב * סמן נתיב מכיל את אותה כמות של חלבון כמו איור. 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
השלבים כביסה הם קריטיים עבור מכתים יעיל של חלבונים. זמן כביסה מופחת מתחת 2 דקות או נפח מופחתת של מים (<50 מ"ל) עלולה לגרום חיוור להקות חלבון כחול, ככל הנראה בשל כמויות גדולות יותר של SDS שאריות הג'ל.
אם החלבונים הם הולכים להיות מנותח על ידי ספקטרומטריית מסה, השלבים לחימום בתנור מיקרוגל יש דילג, זמן לרחצה של הג'ל המורחבת כ 10 דקות בכל שלב וזמן מכתים הוארך עד עוצמת הלהקה חזקה מספיק . חימום התוצאות ג'ל crosslinking של חלבונים מטריצת הג'ל ולכן זיהוי של חלבונים על ידי ספקטרומטריית מסה יכול להיות הקשו.
במקום CBB G-250, ניתן להשתמש CBB R-250 לפי הפרוטוקול המקורי על ידי Wondrak. אנחנו לא השוו גם צד לצד צבעים כמו שיש לנו מלאי של CBB G-250 במעבדה שלנו היו תוצאות טובות עם צבע זה.
המהירות של ההליך לבין השמטה של ממיסים רעילים או מסוכנים בשלבים כביסה מכתים הם הגורמים החשובים ביותר ומשכנע לשימוש בפרוטוקול זה. הרגישות היא באותו טווח של קלאסית פרוטוקולים CBB מכתים מסחרי מכתים פתרונות CBB ולא הייתה הגורם המגביל את הניתוח שלנו SDS-PAGE בתחום הביטוי וטיהור של חלבונים רקומביננטי.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Hi, This is very clear and easy way of staining the gels. I would like to know the consequences of using acetic acid and organic solvents in staining the proteins electrophoresd using polyacrylamide gels, or what was is this method advantageous than the traditional coomassie staining using acetic acid and methanol ? your replies are appreciated
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi, as indicated in the article, the main factors for using this method are avoiding organic solvents and acetic acid for safety reasons and the speed of staining. This method has a lower sensitivity compared to longer protocols but for our applications the speed of staining compensates that. We haven't analyzed the effect of using organic solvents or acetic acid versus HCl in water, so I can't tell you if e.g. the fixation of the proteins in the gel is affected or more protein is dissolved from the gel leading to lower sensitivity. I hope this answers your questions. Best regards Hseyin
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi, May we have a pdf version of your method ? Also, at what temperature the solutions can be heated ? Is your method compatible with mass spectrometry-based micriosequencing ?
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi, there should be a link to the pdf-file on the page of the video. If you cant find it, please contact me at www.embl.de/services/core_facilities/pepcore/members/index.php?s_personId=4403. As described, we heat the gel in the microwave oven for about 10 sec so it's getting hot without boiling. I guess it's about 70-80C. As you may know, you should not heat a gel in the microwave if you want to do mass spec. afterwards as you will decrease the efficiency of extraction of protein bands from the gel. Additionally, the sensitivity of this fast method is lower than for some Coomassie protocols optimized for high sensitivity so it may not be ideal for very low protein amounts (<10 ng). Best regards
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi, there should be a link to the pdf-file on the page of the video. If you cant download it, please contact me at www.embl.de/services/core_facilities/pepcore/members/index.php?s_personId=4403. As described, we heat the gel in the microwave oven for about 10 sec so it's getting hot without boiling. I guess it's about 70-80C. As you may know, you should not heat a gel in the microwave if you want to do mass spec. afterwards as you will decrease the efficiency of extraction of protein bands from the gel. Additionally, the sensitivity of this fast method is lower than for some Coomassie protocols optimized for high sensitivity so it may not be ideal for very low protein amounts (<10 ng). Best regards
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi,
Thank you for this method. However, I would like to know is there some special procedure when using this method with Protein Agarose gel electrophoresis? I tried with Agarose gel but it appears the entire gel is stained permanently blue. Have you tried this method with agarose gel or modified it for such purpose?
Thank you.
Posted by: Dominic AgyeiSeptember 28, 2011, 8:48 AM
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi,
we haven't tried this with agarose gels, but I'm sure you need to do some modification of the procedure. The most important one would be avoiding the microwave step for washing and staining. This would obviously damage the agarose gel. As far as I know the destaining of agarose gels can take much longer compared to poly-acrylamide gels. Not sure if due to larger pore size thus more dye inside the gel or higher affinity of the dye to agarose due to more polar structure of agarose, maybe both. I hope that helps.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi,
I just want to say how I'm thankful because of sharing this very wonderful fast method by this site. It helped me to have more clear gels and to save the time.
Thank you again!
Hanie
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
It seems the protocol is simple and easy. I will try. If I want to make just 100mL of staining solution, I would take 6mg dye, 100mL water and 0.3mL HCL. Does this work?
Posted by: Kiranmayee. PFebruary 13, 2012, 12:34 AM
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi,
I can say, It works, especially when your protein concentration on gel lanes is high enough (according to my own experience). Give it a try!
Be lucky
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
We are using this method but have encountered an occasional glitch... our gels are blue with negative (transparent) bands where the protein should be.... We are considering the possibility that this is the result of insufficient washing prior to staining, but this is not consistent with the gel that you have shown (which was not washed enough).
This is very clear and easy way of staining the gels. I would like to know the consequences of using acetic acid and organic solvents in staining the proteins electrophoresd using polyacrylamide gels, or what was is this method advantageous than the traditional coomassie staining using acetic acid and methanol ?
your replies are appreciated
regards,
Rajesh
1
ReplyPosted by: AnonymousAugust 17, 2009, 2:23 AM