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Lawrence, A., Besir, H. Staining of Proteins in Gels with Coomassie G-250 without Organic Solvent and Acetic Acid. J. Vis. Exp. (30), e1350, doi:10.3791/1350 (2009).
Nei protocolli classica colorazione delle proteine ​​con Coomassie Brilliant Blue (CBB), soluzioni con alto contenuto di solventi organici tossici e infiammabili (metanolo, etanolo o 2-propanolo) e acido acetico vengono utilizzati per la fissazione, colorazione e decolorazione delle proteine ​​in un gel dopo SDS -PAGE. Per accelerare la procedura, il riscaldamento della soluzione colorante nel forno a microonde per un breve periodo è usato frequentemente. Questo di solito provoca l'evaporazione di metanolo tossici o pericolosi, Etanolo o 2-propanolo e un forte odore di acido acetico in laboratorio, che dovrebbe essere evitato per motivi di sicurezza. In un protocollo originariamente pubblicato in due domande di brevetto da EM Wondrak (US2001046709 (A1), US6319720 (B1)), una composizione alternativa della soluzione di colorazione è descritta in cui nessun solvente organico o acido è usato. La CBB è disciolto in acqua bidistillata (60-80mg di CBB G-250 per litro) e 35 mM HCl è aggiunto come l'unico altro composto nella soluzione colorante. Il staning CBB del gel è fatto dopo SDS-PAGE e completa il lavaggio del gel in acqua bidistillata. Riscaldando il gel durante il lavaggio e la colorazione fasi, il processo può essere completato più velocemente e senza compunds tossici o pericolosi stanno evaporando. La colorazione delle proteine ​​si verifica già entro 1 minuto dopo il riscaldamento il gel in soluzione colorante ed è completamente sviluppato dopo 15-30 minuti con uno sfondo blu che è leggermente decolorato completamente dal lavaggio prolungato del gel colorato in acqua bidistillata, senza alterare la proteina macchiata bande.
Parte 1: Preparazione della soluzione colorante CBB
60-80 mg di CBB G-250 sono sciolti in 1 litro di acqua bidistillata mescolando per 2-4 ore. Infine, 3 ml di HCl concentrato viene aggiunto alla soluzione blu scuro con mescolando per un altro minuto e conservati al buio per un uso successivo. La soluzione può essere conservata per settimane fino a diversi mesi senza perdere la sua efficienza colorazione.
HCl concentrato deve essere maneggiato con la massima cura al solito utilizzati sotto una cappa aspirante. La soluzione finale sarà di circa pH 2, per cui i guanti devono essere utilizzati e qualsiasi contatto con la pelle deve essere evitato.
Parte 2: SDS-PAGE
Aliquote appropriato di campioni di proteine ​​sono miscelati con il caricamento del buffer ad una concentrazione finale di 1x tampone di caricamento. Noi usiamo il caricamento del buffer 2x 125mm con Tris/H3PO4 (pH 7,5 a 25 ° C), 2mM EDTA, 4% SDS, 200mm DTT, 0,02% bromofenolo blu e il 50% glicerolo. Buffer di carico di altri per SDS-PAGE può essere utilizzato come bene.
Campioni di proteine ​​sono stati caricati sul gel elettroforesi e correre per 50 minuti a 220V.
Parte 3: colorazione del gel
La cassetta gel viene smontato e il gel messo in una scatola per le fasi successive di lavaggio.
Circa 100 ml di acqua bidistillata viene aggiunta al gel e riscaldato nel forno a microonde per 30 secondi. Riscaldamento deve essere interrotto prima della bollitura si verifica. La scatola con il gel viene posto su un agitatore per 3-5 min. e questa fase di lavaggio viene ripetuto due volte con acqua fresca.
Basta soluzione colorante CBB è aggiunto per coprire il gel nella casella e la casella riscaldato nel forno a microonde per 10 secondi. senza portare all'ebollizione. La scatola con il gel viene posto su un agitatore per la finitura della colorazione. Già dopo 1 minuto, bande proteiche possono essere osservati, dopo 15-30 min. la colorazione è abbastanza forte nella maggior parte dei casi.
La soluzione colorante è travasato e 50-100 ml di acqua bidistillata è aggiunto per Decolorare ulteriormente lo sfondo azzurro del gel in uno shaker. L'acqua può essere sostituita con acqua fresca per ulteriori decolorazione, se necessario.
Il gel può essere scansionati, fotografati o essiccato per conservazione a lungo termine
Parte 4: Risultati Rappresentante:
Vedi fig. 1 per un gel colorato correttamente seguendo la procedura descritta.
Vedi fig. 2 per un gel che non è stato lavato abbastanza a lungo prima di colorazione e colorazione residua SDS inibisce efficiente. Si noti che le corsie marcatore (*) contengono la stessa quantità di proteine ​​marker.
Fig. 1: il gel colorato Rappresentante dopo aver caricato i campioni di una purificazione di proteine ​​(*: marcatore di peso molecolare).
Fig. 2: CBB gel colorato che non è stato lavato abbastanza a lungo prima di colorazione CBB. Le bande di proteine ​​appaiono più deboli (si noti che la corsia * marcatore contiene la stessa quantità di proteine ​​come in fig. 1).
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Le fasi di lavaggio sono fondamentali per la colorazione efficiente delle proteine. Una riduzione dei tempi di lavaggio di sotto di 2 minuti o ridotto volume di acqua (<50 ml) può risultare in bande proteiche blu pallido, molto probabilmente a causa di una maggiore quantità di residui di SDS nel gel.
Se le proteine ​​stanno per essere analizzati mediante spettrometria di massa, le fasi di riscaldamento nel forno a microonde deve essere ignorata, il tempo per il lavaggio del gel estesa a circa 10 minuti in ogni passo e il tempo di colorazione prorogato fino alla intensità band è abbastanza forte . Riscaldamento i risultati gel in reticolazione delle proteine ​​alla matrice del gel e quindi il rilevamento delle proteine ​​mediante spettrometria di massa potrebbe essere ostacolato.
Invece di CBB G-250, si può usare CBB R-250 secondo il protocollo originale Wondrak. Non abbiamo confrontato entrambi i lati coloranti a fianco, come abbiamo avuto uno stock di CBB G-250 nel nostro laboratorio e aveva buoni risultati con questo colorante.
La velocità della procedura e l'omissione di solventi tossici o pericolosi nelle fasi di lavaggio e la colorazione sono i fattori più importanti e convincenti per l'utilizzo di questo protocollo. La sensibilità è nella stessa gamma di protocolli di colorazione classica CBB e commerciali soluzioni colorazione CBB e non è stato un fattore limitante per il nostro SDS-PAGE analisi nel campo di espressione e purificazione di proteine ​​ricombinanti.
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Hi, This is very clear and easy way of staining the gels. I would like to know the consequences of using acetic acid and organic solvents in staining the proteins electrophoresd using polyacrylamide gels, or what was is this method advantageous than the traditional coomassie staining using acetic acid and methanol ? your replies are appreciated
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Hi, as indicated in the article, the main factors for using this method are avoiding organic solvents and acetic acid for safety reasons and the speed of staining. This method has a lower sensitivity compared to longer protocols but for our applications the speed of staining compensates that. We haven't analyzed the effect of using organic solvents or acetic acid versus HCl in water, so I can't tell you if e.g. the fixation of the proteins in the gel is affected or more protein is dissolved from the gel leading to lower sensitivity. I hope this answers your questions. Best regards Hüseyin
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Hi, May we have a pdf version of your method ? Also, at what temperature the solutions can be heated ? Is your method compatible with mass spectrometry-based micriosequencing ?
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Hi, there should be a link to the pdf-file on the page of the video. If you cant find it, please contact me at www.embl.de/services/core_facilities/pepcore/members/index.php?s_personId=4403. As described, we heat the gel in the microwave oven for about 10 sec so it's getting hot without boiling. I guess it's about 70-80°C. As you may know, you should not heat a gel in the microwave if you want to do mass spec. afterwards as you will decrease the efficiency of extraction of protein bands from the gel. Additionally, the sensitivity of this fast method is lower than for some Coomassie protocols optimized for high sensitivity so it may not be ideal for very low protein amounts (<10 ng). Best regards
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Hi, there should be a link to the pdf-file on the page of the video. If you cant download it, please contact me at www.embl.de/services/core_facilities/pepcore/members/index.php?s_personId=4403. As described, we heat the gel in the microwave oven for about 10 sec so it's getting hot without boiling. I guess it's about 70-80°C. As you may know, you should not heat a gel in the microwave if you want to do mass spec. afterwards as you will decrease the efficiency of extraction of protein bands from the gel. Additionally, the sensitivity of this fast method is lower than for some Coomassie protocols optimized for high sensitivity so it may not be ideal for very low protein amounts (<10 ng). Best regards
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Hi,
Thank you for this method. However, I would like to know is there some special procedure when using this method with Protein Agarose gel electrophoresis? I tried with Agarose gel but it appears the entire gel is stained permanently blue. Have you tried this method with agarose gel or modified it for such purpose?
Thank you.
Posted by: Dominic AgyeiSeptember 28, 2011, 8:48 AM
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Hi,
we haven't tried this with agarose gels, but I'm sure you need to do some modification of the procedure. The most important one would be avoiding the microwave step for washing and staining. This would obviously damage the agarose gel. As far as I know the destaining of agarose gels can take much longer compared to poly-acrylamide gels. Not sure if due to larger pore size thus more dye inside the gel or higher affinity of the dye to agarose due to more polar structure of agarose, maybe both. I hope that helps.
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Hi,
I just want to say how I'm thankful because of sharing this very wonderful fast method by this site. It helped me to have more clear gels and to save the time.
Thank you again!
Hanie
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It seems the protocol is simple and easy. I will try. If I want to make just 100mL of staining solution, I would take 6mg dye, 100mL water and 0.3mL HCL. Does this work?
Posted by: Kiranmayee. PFebruary 13, 2012, 12:34 AM
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Hi,
I can say, It works, especially when your protein concentration on gel lanes is high enough (according to my own experience). Give it a try!
Be lucky
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We are using this method but have encountered an occasional glitch... our gels are blue with negative (transparent) bands where the protein should be.... We are considering the possibility that this is the result of insufficient washing prior to staining, but this is not consistent with the gel that you have shown (which was not washed enough).
This is very clear and easy way of staining the gels. I would like to know the consequences of using acetic acid and organic solvents in staining the proteins electrophoresd using polyacrylamide gels, or what was is this method advantageous than the traditional coomassie staining using acetic acid and methanol ?
your replies are appreciated
regards,
Rajesh
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ReplyPosted by: AnonymousAugust 17, 2009, 2:23 AM