عرض تاريخي والتظاهر في فسيولوجيا NMJ من جراد البحر العضلات فتاحة

Cooper, A. S., Cooper, R. L. Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle. J. Vis. Exp. (33), e1595, doi:10.3791/1595 (2009).

مقدمة

قدمت الوصلات العصبية والعضلية من القشريات إسهامات مهمة في علم وظائف الأعضاء وبشكل خاص لعلم وظائف الأعضاء متشابك على مر السنين. سهولة في تشريح وقدرتها على البقاء وربما تكون العوامل الرئيسية التي عززت في وقت مبكر والتشريح الفيزيولوجي لاحقا لاستخدام القشريات والاستعدادات التجريبية. جراد البحر على وجه الخصوص هي التي يمكن الحصول عليها بسهولة من معظم تيارات المياه العذبة والبحيرات فضلا عن أنها سهلة للحفاظ على وضع المختبر بالمقارنة مع القشريات تتطلب الماء البارد والملح ، والبيئة.

وشارك عالم الحيوان مرة أخرى في أواخر 1800 إلى القلب خصوصا أنواع القشريات (أي crayfishes) ، وكتب كتابا بعنوان جراد البحر ( TH هكسلي ، 1879). خدم هذا النص بوصفه الكتاب دليل على هذه الكائنات لسنوات وحتى اليوم كما أشاد كتاب شامل انتقائي على التعامل مع التاريخ crayfishes الحياة ، وعلم التشريح وعلم وظائف الأعضاء. ينظر هكسلي جراد البحر كحيوان نموذج ليغوص في أعماق علم الحيوان في جميع الجوانب ، وبالتالي فإن الطابع الشامل للكتابه. وكان توقيت وعلم وظائف الأعضاء وكان من المفيد تزهر في أواخر عام 1880 مع فهم رينغر من الأيونات الاستعدادات اللازمة للحفاظ على قلب الضفدع (قارع الأجراس ، 1882a ، ب). هذا هو أحد الأسباب التي من المرجح أن التجارب الفسيولوجية تقدما سريعا في الأنواع الأخرى وكذلك جراد. أيضا ، كان وصفا لالمالحة للحفاظ على الاستعدادات التي Harreveld فان القشريات في عام 1936.

المدهش كان أيضا من تعصيب العضلات في الساقين فتحت جراد التي تميزت في هذا الوقت في التاريخ (بيدرمان ، 1887). ولكن حتى أكثر إثارة للدهشة هو أن الدراسات الفسيولوجية كانت جارية بالفعل في العضلات من جراد البحر بواسطة ريشيه تشارلز في فرنسا. في الواقع ، قد تكون تجارب في جراد البحر وربما كان أول من شرح التيسير على الاعصاب (NMJ) (ريشيه ، 1879 ، وانظر أيضا ريشيه ، 1881). على مدى العقود القليلة القادمة ويجري وصف NMJs تشريحيا وفيزيولوجيا جراد في التوتر فيما يتعلق بالتنمية والتشريح (فان Harreveld ويرسما ، 1936).

ظهور تسجيل داخل الخلايا ، مع أقطاب حادة (لينغ وجيرار ، 1949) ، تنشيط الميدان لمعالجة مجموعات مختلفة من الأسئلة. كانت معروفة لإنتاج القشريات عضلات تقلصات متدرج (كاتس و Kuffler 1946 ؛ كاتز ، 1949 ؛ يرسما ، 1949) ، لكنه لم يكن حتى عام 1953 والتي فات كاتس سجلت عبر الغشاء إمكانات تيسير المدى القصير في ألياف العضلات السلطعون.

وسلط الضوء مرة أخرى على العضلات في الأطراف فتاحة من جراد البحر في عام 1961 عندما تظاهر Kuffler Dudel والتيسير في هذه العضلات واظهرت للمرة ^{الحادية و1} ظواهر تثبيط قبل المشبكي (1961a ، ب ؛ Dudel ، 1963 ، 1965a). وذكرت أنها أيضا على طبيعة انتقال كمومي متشابك في هذه NMJ (1961b). في السنوات ال 50 الماضية كان هناك قدرا كبيرا من الاهتمام لإعداد والتقنيات المختلفة المستخدمة لرصد الفيزيولوجيا متشابك. لأكثر من عرض موجز للتحقيقات باستخدام هذا المستحضر ، ونحن نبدأ مع مشيرا الى ان معصب العضلات كلها واحد مثير ، ومحور عصبي المثبطة التي يمكن أن تحفز بشكل انتقائي. تظاهر آتوود (1964) مع القطارات لتحفيز طاقات مثير بعد المشبكي يسر وأنتجت توتر العضلات. وذكرت Iravani (1965) عن الاختلافات الإقليمية في استجابات متشابك اعتمادا على المنطقة من العضلات. بعد ذلك بوقت قصير Dudel (1965a ، ب) التي سجلت الطاقات على طول الأعصاب الطرفية في المباراة الافتتاحية ، وأثبتت أن السيروتونين neuromodulator انتقال متشابك من خلال زيادة المحتوى يعني كمي.

قبل هذا الوقت ثبت أن عضلات القشريات استجابت لالغلوتامات والأحماض الأمينية المختلفة فضلا عن GABA (فان Harreveld ومندلسون ، 1959 ؛ روبنز ، 1959 ؛. Kerkut وآخرون ، 1965). تم التعرف على ردود المثبطة للGABA بواسطة فلوري (Bazemore وآخرون ، 1956 ، 1957) وغيرهم (Boistel وفات ، 1958). في وقت لاحق تم عزل GABA وأكدته Kravtiz (كرافيتز وبوتر ، 1965 ؛ كرافيتز وآخرون ، 1963a ، ب ؛. كرافيتز ، 1962) من المحاور من الاستعدادات فتحت جراد البحر.

عرض عضلات جراد ليس فقط الاستعدادات للوصول بسهولة ولكن يسمح احد لدراسة كيفية واحدة الخلايا العصبية الحركية التعريف يمكن أن يؤدي إلى استجابات مختلفة بعد المشبكي على مستوى الفسيولوجية والهيكلية. على وجه الخصوص هو معصب عضلة فتحت من قبل الخلايا العصبية الحركية مثير واحد ، ولكن إمكانات مثير بعد المشبكي (EPSPs) على مواقع مختلفة يمكن أن تتفاوت ما يزيد على 50 أضعاف في ألياف سطحية الظهرية (بتنر ، 1968a ، ب) وبقدر 8 أضعاف في بطني سطحية الألياف (Iravani ، 1965).

ويمكن تحقيق هيكل متشابك لحساب ردود متشابك الفرق عن طريق تحليل التركيبية (جاهرومي وأتوود ، 1974). تدابير الخلافات الأيونية بسبب النشاط غير قادرة على أن التحقيق مع حقن محواري من CA2 المؤشرات + + و نا كذلك CA2 + مخازن (Mulkey وزوكر 1993 ؛. ينسلو وآخرون ، 2002) ، ويمكن أن تكون على غرار تلك التدفقات داخل الجهاز الطرفي (ينسلو وآخرون ، 1994 ؛. كوبر وآخرون ، 1996b). تعتمد تعديلات النشاط (اتوود وآخرون ، 1991). الدوائية وتحديد الأنواع الفرعية من مستقبلات neuromodulator (Dropic وآخرون ، 2005 ؛. Ruffner وآخرون ، 1999 ؛. سباركس وكوبر ، 2004 ؛ الشرر وآخرون ، 2004 ؛. تابور وكوبر ، 2002 ؛) التي تؤثر على تجمعات حويصلة متشابك وحركية (Logsdon وآخرون ، 2005 ؛. Southard وآخرون ، 2000 ؛. الشرر وآخرون ، 2003) كما تم فحص الذي يقود الطريق إلى الأسئلة الجديدة التي يتعين معالجتها. مفاهيم دور الكالسيوم خلال STF مقابل الاستقطاب في غشاء انتقال متشابك في أولى مبارياته NMJ يؤدي إلى بعض الاختلافات في الرأي (Mulkey وزوكر ، 1991 ؛ Hochner وآخرون ، 1989).

نسبيا في الآونة الأخيرة قد وجهت للتمايز في القوة الإقليمية وتيسير متشابك من الخلايا العصبية الحركية واحد ، ويبدو أن ذلك يعود إلى الاختلافات من قبل المشبكي التغيرات المحلية في هيكل متشابك والفيزيولوجيا (اتوود وآخرون ، 1994 ؛. أتوود ، وكوبر ، 1995 ، 1996a ، ب ؛ كوبر وآخرون ، 1995b ، 1996a ، ب). وقد أظهرت التحليلات التركيبية من الدراسات micrographic الإلكترون أن دوالي تحتوي على غالبية الاتصالات متشابك (فلوري وكاهيل ، 1982 ؛. كوبر وآخرون ، 1995b). قوة انتقال متشابك النقصان على طول محطة واحدة وهو ما يبدو أن ذلك يعود إلى تعقيد هيكل متشابك (كوبر وآخرون ، 1996a ؛. جوفيند وآخرون ، 1994). قد الاختلافات في هيكل متشابك تساهم جزئيا في تفسير الاختلافات في تدفق + CA2 خلال التحفيز على ترددات مختلفة (كوبر وآخرون ، 1995b ، 1996b).

لأن هناك اختلافات إقليمية في النمط الظاهري العضلات والكيمياء الحيوية بين ألياف العضلات في المباراة الافتتاحية (غ · nzel ، وآخرون ، 1993 ؛. Mykles وآخرون ، 2002) والتي يمكن أن يتم تقسيمه إلى مناطق ، وشرح النمط الظاهري العضلات التي تنظم تنمويا التأثيرات ويحافظ على الاختلافات الإقليمية في الخلايا العصبية الحركية (Mykles وآخرون ، 2002). وقد تم التحقيق في هذه الفكرة من التأثيرات رجعية في العضلات والهيكل العظمي الضفدع (Nudell وغرينيل ، 1983) ، في الكركند (كاتز وآخرون ، 1993) ، وفي جراد (Lnenicka وميلون ، 1983) مع أدلة مقنعة معقولة تنظيم المحطات المحلية في الخلايا العصبية واحد دون التأثير على المحطات الأخرى هي المكان المحتمل جدا في الخلايا العصبية الحركية القشريات لأن المحطات يمكن قياس من 1cm إلى 10cm في المسافة عن بعضها البعض. على عكس الفقاريات ، قد تشمل وحدة المحرك أكثر من عضلة واحدة في اللافقاريات (انظر استعراض أتوود ، 1973). الخلايا العصبية الحركية مثير أن يعصب العضلات كلها فتحت يعصب العضلات أيضا على محفة في قطعة الساق أكثر القريبة. وأظهرت قياسات التيسير بين الألياف العضلية للعضلة الافتتاحية أن هناك اختلافات والتي قد تكون ذات صلة الى مستويات الراحة في CA2 + الأيونات (كوبر وآخرون ، 2005b) و / أو ربما تعاوني للإفراج عنهم (Parnas وآخرون ، 1982a ، ب)

وقد تم التحقيق في تعقيد الخلافات بين نقاط الاشتباك العصبي الهيكلي العالية والمنخفضة على طول الإخراج المحطات على العضلات فتاحة للتوقيعات كمي فيما يتعلق بتوظيف موارد الوراثية الحيوانيةلقد بين المناطق خلال نقاط الاشتباك العصبي STF ولكن هذا قد ثبت أن من الصعب التأكد من (لانكستر وآخرون ، 2007 ؛. Viele وآخرون ، 2003 ، 2006). سيكون من الممكن برك من الحويصلات بين نقاط الاشتباك العصبي المرتفعة والمنخفضة الناتج يثبت أن ينظم بشكل مختلف في حركية كما هو معروف neromodulators لها آثار متباينة على محطات الانتاج المنخفضة والعالية (Logsdon وآخرون ، 2005 ؛. سباركس وكوبر ، 2004 ؛ كوبر وآخرون ، 2003).

لاستخدامها في المستقبل لإعداد أولى مبارياته في عضلة جراد البحر غنية كما كان عليه قبل 50 أو 100 سنة. إعداد ما زال هاردي جدا بالمقارنة مع العديد من الأعمال التحضيرية الأخرى متشابك. يمكن أن تكون ردود كمي الكهربية المسجلة مباشرة في الاتصالات متشابك وكذلك بالنسبة لديناميات تصوير حويصلة في أنواع مختلفة من محطات محددة جيدا. إعداد لم تفقد سحرها في وجود خلايا عصبية محددة واحدة للمدخلات مثير والمثبطة. على الرغم من عدم جراد العملي للتلاعب الجيني ، والدراسات الممكنة للتصدي لدور البروتينات ومتشابك لذبابة الفاكهة. هناك العديد من أوجه التشابه في وظيفة متشابك لNMJs ذبابة الفاكهة (اتوود وكوبر ، 1995 ، 1996a ، ب) التي يمكن دراستها من خلال دراسات حقن البروتين (وآخرون ، 1999). تنظيم تجمعات حويصلة متشابك داخل المحطات العصب المحرك هو أيضا منطقة غنية عن التحقيق في المستقبل فضلا عن دراسات لفهم الآلية تنظيم الكالسيوم خلال STF (ديساي للشاه وآخرون ، 2008 ؛. ديساي للشاه ، وكوبر ، 2009) لشرح العديد من من أسرار المتبقية في أساسيات انتقال متشابك.

طرق

تشريح

جراد البحر ، Procambarus clarkii ، وقياس 60-10 سم في طول الجسم (Atchafalaya البيولوجي شركة التموين ، Raceland لوس انجليس) وحثهم على automize المحطة الأولى أو الثانية المشي بواسطة معسر بقوة في الجزء ischiopodite.

بدوره المحطة حولها حتى يمكن للمرء أن يكون متأكدا من الخارج (الجانب الوحشي) هو مواجهة على لوحة التشريح. هذا هو عادة الجانب حتى يتقوس. وضع الساق على قطعة من المناديل الورقية يساعد بحيث يمكن أن تتحول بسهولة إعداد حين جعل هذه التخفيضات.

مع الكسارة شفرة مشرط وحامل يستخدم شفرة حلاقة حادة لبشرة وحفر حتى من مجرد قطع في نمط هو موضح في هذا الشكل في الجزء meropodite. احتياجات الرعاية التي ستستخدم لعدم قطع القاصي بكثير على ظهري لقطع بطني من meropodite -- carpopodite مشتركة. مغادرة المكان في إهاب في الوقت الراهن.

مع شفرة حلاقة مشرط حفر إهاب على قادمة القدم حتى من مجرد قطع في نمط هو مبين في الشكل أعلاه في الجزء قادمة القدم على جانب واحد ثم كرر على الجانب الآخر الانضمام إلى خفض القريبة. احتياجات الرعاية ليتم استخدامها على عدم قطع في عضلة البطولة. يمكن القيام بذلك عن طريق الحفاظ على شفرة يميل إلى أقرب العضلات عندما قطع طريق بشرة. أيضا لالظهرية لخفض بطني ، وربط حول الجانب البطني ، يجب الحرص على عدم قطع القريبة جدا كاتصال المشتركة ، فهي ضيقة وكسر بسهولة. مغادرة المكان في إهاب في الوقت الراهن.

وينبغي وضع التحضيرات في المياه المالحة. هذا يجب أن يكون الطبق تشريح (داو كورننغ) Sylgard الطلاء على القاع (1cm سميكة). يستخدم Sylgard بحيث يمكن عالقا دبابيس الحشرات في ذلك التحضير لعقد حتى الآن. عند هذه النقطة عصا دبوس في الزاوية الذيلية الظهرية ، داخل القص ، من النافذة التي أدلي بها في meropodite.
ملاقط مع غرامة (# 5) رفع قليلا إهاب من نهاية القاصي ومع الشائكة ، وقطع ألياف العضلات المثنية بعيدا عن بشرة ، وقطع في القاصي والداني الطريقة. رفع نافذة قبالة بشرة.

قطعت الآن apodeme (وتر) في meropodite -- carpopodite مشتركة (كما هو موضح أدناه). نكون حذرين للغاية لسحب وتر بعيدا عن تجويف في الساق قبل إجراء خفض وقطع الوتر فقط وليس للعصب الساق الرئيسي الذي هو على الجانب الداخلي لوتر. قرصة وتر حيث تم قطع عليه مع ملاقط وسحب العضلات المثنية قبالة عن طريق رفعها في اتجاه الذيلية. الآن يتعرضون للعصب الساق الرئيسية والعضلات الباسطة.

انتقل إلى الجزء قادمة القدم وقطع الآن في dactylop قادمة القدمodite المشتركة. هنا ربما قطع الأوتار أقرب من المرفق بشرة. سحب البطنية (أقرب الجانب العضلات) جزء من أسفل وcaudally قادمة القدم مرة أخرى ، بحيث يمكن رؤية العضلة المعلقة في المنطقة الذيلية. خفض هذه العضلات مع الشائكة. يجب الحرص على عدم قطع العضلات أيضا على مقربة من مخاطر مشتركة وقطع العصب المحرك للفرع لعضلة البطولة. يتعرض الآن لافتتاح العضلات المالحة.

العودة إلى المنطقة لعزل meropodite الحزم العصبية التي تحتوي على الخلايا العصبية الحركية مثير والمثبطة لعضلة البطولة. في المنطقة الأكثر الذيلية للجزء meropodite ربطة الساق العصبية عادة ما تحتوي على حزمة الأعصاب المشتتة. هذه المنطقة يمكن أن تكون قصيرة ، حيث شوهدت طائرتان حزم هو المكان الذي يمكن أن يكون مقطوع حزمة الظهرية مع مقص الغرامة. ويمكن بعد نهاية خفض يتم انتقاؤها مع # 5 ملاقط وسحبت بشكل أقصى برفق حتى يتم التوصل إلى حوالي نصف طول الجزء meropodite. هذا الفرع عصب طويل يحتوي على العصب افتتاح مثير وأكبر حزمة من الأعصاب يحتوي على الخلايا العصبية الحركية المثبطة للعضلة البطولة.

تقطع الآن في إعداد الجزء meropodite بطريقة مائلة بحيث يمكن ضعت دبوس الحشرات من خلال الجانب الظهري من meropodite. هذه المواقف في الجانب البطني للعضلة فتحت بذلك يصل أنها تواجه المراقب (كما هو مبين أدناه).

الألياف المتبقية للتوثيق العضلات التي يمكن الآن كتل العضلات نظرا لافتتاح يمكن إزالتها عن طريق الضغط على الألياف ضد إهاب وخارج تجويف قادمة القدم. أحيانا النسيج الضام يغطي الافتتاحية التي يمكن إزالتها باستخدام الملقط بعناية # 5. يمكن للعصب الساق الرئيسي الذي يمتد على طول العضلات وفتحت يذهب الى dactylopodite أن تقطع إما في بداية dactylopodite مشترك أو مجرد سحب ما يصل مع ملاقط الغرامة. هذا العصب الرئيسي في الساق ، ويمكن في بعض الأحيان ما هو واضح الآن الأوعية الدموية المرتبطة يتم سحبها بلطف في اتجاه الدانية لطول العضلات وفتحت ثم قطع بعيدا.

الآن تتعرض العضلات فتحت دون أي نوع من الأنسجة للحصول على طريقة إلكترود داخل الخلايا أو القطب macropatch التنسيق.

من أجل تحفيز العصب مثير لعضلة فتحت يتم نقل الآن إلى إعداد غرفة تسجيل مصممة مع الشفط الكهربائي من البلاستيك. وجود القطب تحفيز بنيت في غرفة يتجنب الحاجة إلى استخدام micromanipulator لوضع القطب محفزة. دبوس إعداد طبق عليها في التسجيل ووضع فرع من العصب الذي يحتوي على العصب مثير في القطب الشفط.

(مأخوذ من : Mykles ، DL ، Medler ، SA ، كوندرز ، A. ، وكوبر ، ويرتبط البروتين Myofibrillar RL (2002) شكل الإسوي التعبير متشابك مع نجاعة في الألياف البطيئة للشق وعضلات الساق فتاحة من جراد البحر وجراد البحر مجلة. البيولوجيا التجريبية 205 (4) : 513-522).

ملحي

تتم المحافظة على الاستعدادات في تشريح المالحة جراد البحر ، فان الحل تعديل Harreveld (في ملي : 205 كلوريد الصوديوم ؛ بوكل 5.3 ؛ 13.5 CaCl2.2H2O ؛ 2.45 MgCl2.6H2O ؛ 5 HEPES تعديلها لدرجة الحموضة 7.4).

تسجيل EPSPs جواني

استجابة لانتزاع أثار ، هو حفز انتقائي محوار مثير من العشب مشجعا. هو مخوزق منطقة العضلات الكهربائي داخل الخلايا مع افتتاح حادة (20-30 المقاومة mOhm) مليئة بوكل م 3. ويمكن استخدام معيار المرحلة الرأس ومكبر للصوت لتسجيل داخل الخلايا ، ولكن كنا نموذجا Axonclamp 2B (الأجهزة الجزيئية ، سانيفيل ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية) و 1 مكبر للصوت رئيس LU المرحلة العاشرة. ويمكن الحصول على التسهيلات قصيرة الأجل (STF) أو أي نوع آخر مختلف من الاستجابات المطلوبة من خلال تغيير شروط التحفيز. يتم الحصول عليها عن طريق إعطاء STF قطار من 10 أو 20 نبضة في 10 أو 20 فترات الثانية ، على التوالي ، إلى العصب مثير. يمكن أن تختلف وتيرة التحفيز داخل القطار (40 و 60 و هرتز 80). Intrتجرى بشكل روتيني التسجيلات الكامن الاستثاري بعد المشبكي ديكي من هذه الإجراءات القياسية (Crider & كوبر ، 1999 ، 2000 ؛. كوبر وآخرون 1995b ؛ Dudel ، 1983 ؛ سباركس وكوبر ، 2004 ؛ ديساي للشاه ، وكوبر ، 2009).

وتنقسم العضلات فتحت في ثلاث مناطق عامة : القاصي والوسطى والقريبة. حتى ولو تم معصب العضلات كلها مفتوحة من قبل الخلايا العصبية الحركية واحد ، NMJs تختلف هيكليا وجود خلافات إقليمية محددة في نجاعة متشابك في هذه المناطق الثلاث العامة (كوبر وآخرون. 1995a ، ب). كما تم في النمط الظاهري نوع الألياف العضلية معروضة لتكون مختلفة في هذه المناطق (Mykles وآخرون 2002). لهذه الأسباب ، يتم استخدام الألياف معظم البعيدة ، حيث يتم ترسيمها بسهولة عن الاتساق بين الأعمال التحضيرية.

تسجيل EPSPs كمي الاتصال مباشرة على مناطق محددة من محطة عصب

ودوالي متشابك وتصور مع صبغة حيوية دي 4 - 2 - ASP (Magrassi وآخرون ، 1987) ، والتي لا تؤثر على انتقال متشابك ، في تركيزات والأوقات يعملون (5 ميكرون ، 5 دقائق العلاج ، وكوبر وآخرون . ، 1995b). مع مضان المجهر ، لمعة من تسجيل الكهربائي الكلي التصحيح (كوبر وآخرون ، 1995c ؛ سانت ¨ hmer وآخرون ، 1983..) ويمكن وضعها مباشرة على دوالي منعزلة واحد. محطة لاستحضار العصبية ، ويتم تحفيز العصب المحرك مثير على النحو المذكور أعلاه. يمكن تسجيل ردود كمي عفوية وكذلك أثار على طول سلسلة من دوالي تصور ، عن طريق خفض التجويف بلطف ورفعه فوق كل دوالي.

وتسجل إمكانات متشابك من خلال الكهربائي الكلي التصحيح أساسا كما وصفها Dudel ، 1981 ؛ Wojtowicz وآخرون. (1991) وMallart (1993). Kimax الزجاج (القطر الخارجي : 1.5 ملم) تم سحبها والنار مصقول لإنتاج نصائح التصحيح داخل بأقطار تتراوح بين 10 و 20 ميكرون. يملأ تجويف القطب المتوسطة مع الاستحمام. مكبر للصوت هو نفسه الذي استعمل للتسجيلات الخلايا المذكورة أعلاه. ويمكن تحديد الكهربائي والمقاومة الختم عن طريق تمرير نبضات الاختبار الحالي من خلال الكهربائي. وتراوحت المقاومة ختم 0،3-1،0 M0hm الكهربائي والمقاومة تراوحت 0،5-1،0 M.0. يمكن رصد ختم المقاومة في جميع أنحاء التسجيل.

العد المباشر للأحداث كمي هو ممكن مع التحفيز ترددات منخفضة. أثارت استجابة لكل ذلك ، يمكن تحديد عدد من الأحداث كمي. لسلسلة من الاستجابات ، يتم حساب الأرقام الإجمالية للأحداث كمي لتقدير كمي ثم محتوى يعني استنادا إلى هذه التهم المباشرة. نهج واحد لحساب مضمون كمي يعني أخذ العدد الإجمالي للكمات ويقسم على العدد الكلي للاستجابات (ديل كاستيلو وكاتز ، 1954). هناك أساليب أخرى يمكن للمرء أن استخدام كذلك على أساس السعة الذروة أو منطقة من EPSPs (كوبر وآخرون ، 1995b).

1. Atwood, H. L. γ -aminobutyric acid and crab muscle fibres. Experientia (Basel) 20, 161 - 163 (1964).
2. Atwood, H. L. Variation in physiological properties of crustacean motor synapses. Nature 215, 57 - 58 (1967).
3. Atwood, H. L. An attempt to account for the diversity of crustacean muscles. Am. Zool. 13, 357 - 378 (1973).
4. Atwood, H. L. Organization and synaptic physiology of crustacean neuromuscular systems. Prog. Neurobiol. 7, 291 - 391(1976).
5. Atwood, H. L. Synapses and neurotransmitters. The Biology of Crustacea, vol. 3 (ed. H. L. Atwood and D. C. Sandeman), 105 - 150. (New York: Academic Press, Inc.) (1982).
6. Atwood, H.L. & Cooper, R.L. Functional and structural parallels in crustaceans and Drosophila neuromuscular systems. Am. Zool. 35(6), 556 - 565 (1995).
7. Atwood, H.L. & Cooper, R.L. Assessing ultrastructure of crustacean and insect neuromuscular junctions. J. Neurosci. Meth. 69, 51 - 58 (1996a).
8. Atwood, H.L. & Cooper, R.L. Synaptic diversity and differentiation: Crustacean neuromuscular junctions. Invertebrate Neurosci 1:291 - 307 (1996b).
9. Atwood, H. L., Cooper, R. L. & Wojtowicz, J. M. Non-uniformity and plasticity of quantal release at crustacean motor nerve terminals. Advances in Second Messenger and Phosphoprotein Research. Molecular and Cellular Mechanisms of Neurotransmitter Release (ed. L. Stjärne, P. Greengard, S. E. Grillner, T. G. M. Hökfelt & D. R. Ottoson), 363 - 382. New York: Raven Press. (1994).
10. Atwood, H.L., Nguyen, P.V. & Mercier, A.J. Activity-dependent adaptation in neuromuscular systems: comparative observations. In: Plasticity of Motoneural Connections. Elsevier, 101 - 114. (1991).
11. Bazemore A, Elliott KAC, & Florey E. Factor I and γ -aminobutyric acid. Nature 178, 1052 - 1053 (1956).
12. Bazemore AW, Elliott KAC, & Florey E. Isolation of Factor I. J. Neurochem. 1, 334 - 339 (1957).
13. Biedermann, W. Beiträge zur allgemeinen Nerven- und Muskelphysiologie. Zwanzigste Mittheilung. über die Innervation der Krebsschere. Sitz. Berlin D. Akad. Wiss. Wien, Math. Naturwiss. Kl. Abt. III95, 7 - 40. (1887).
14. Bittner, G. D. Differentiation of nerve terminals in the crayfish opener muscle and its functional significance. J. Gen. Physiol. 51, 731 - 758 (1968a).
15. Bittner, G. D. The differentiation of crayfish muscle fibers during development. J. Exp. Zool. 167, 439 - 456 (1968b).
16. Bittner, G. D. & Sewell, V. L. Facilitation at crayfish neuromuscular junctions. J. Comp. Neurol. 109, 287 - 308 (1976).
17. Bliss, T.V.P. & Lomo, T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol. 232, 357 - 374 (1973).
18. Boistel J & Fatt P. Membrane permeability change during inhibitory transmitter action in crustacean muscle. J. Physiol. 144, 176 - 191 (1958).
19. Cooper, R.L., Dönmezer, A., & Shearer, J. Intrinsic differences in sensitivity to 5-HT between high- and low-output terminals innervating the same target. Neuroscience Research 45,163-172 (2003).
20. Cooper, R. L., Hampson, D. & Atwood, H. L. Synaptotagmin like expression in the motor nerve terminals of crayfish. Brain Res. 703, 214 - 216 (1995a).
21. Cooper, R. L., Harrington, C. C., Marin, L. & Atwood, H. L. Quantal release at visualized terminals of a crayfish motor axon: Intraterminal and regional differences. J. Comp. Neurol. 375, 583 - 600 (1996a).
22. Cooper, R. L., Marin, L. & Atwood, H. L. Synaptic differentiation of a single motor neuron: Conjoint definition of transmitter release, presynaptic calcium signals and ultrastructure. J. Neurosci. 15, 4209 - 4222 (1995b).
23. Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S. & Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions and rat hippocampus. J. Neurosci. Meth. 61, 67 - 79 (1995c).
24. Cooper, R. L., Winslow, J., Govind, C. K. & Atwood, H. L. Synaptic structural complexity as a factor enhancing probability of calcium mediated transmitter release. J. Neurophysiol. 75, 2451 - 2466 (1996b).
25. Crider, M.E. & Cooper, R.L. The importance of the stimulation paradigm in determining facilitation and effects of neuromodulation. Brain Research 842, 324 - 331 (1999).
26. Crider, M.E. & Cooper, R.L. Differentially facilitation of high- and low-output nerve terminals from a single motor neuron. J. of Applied Physiology 88: 987 - 996 (2000).
27. Del Castillo, J. & Katz, B. Quantal components of the end-plate potential. J. Physiol. (Lond.) 124, 560 - 573 (1954).
28. Desai-Shah, M. & Cooper, R.L. Different mechanisms of Ca2+ regulation that influence synaptic transmission: comparison between Crayfish and Drosophila NMJs. (In Press, SYNAPSE, Dec. issue) (2009).
29. Desai-Shah, M., Viele, K., Sparks, G., Nadolski, J., Hayden, B., Srinivasan, V.K., & Cooper, R.L. Assessment of synaptic function during short-term facilitation in motor nerve terminals in the crayfish. Open Neurosci. J. 2, 24 - 35 (2008).
30. Dropic, A.J., Brailoiu, E., & Cooper, R.L. Presynaptic mechanism of action induced by 5-HT in nerve terminals: Possible involvement of ryanodine and IP3 sensitive Ca2+ stores. Comp. Biochem. Phys. A. 142, 355 - 361 (2005).
31. Dudel, J. Presynaptic inhibition of the excitatory nerve terminal in the neuromuscular junction of the crayfish. Pflügers Arch. ges. Physiol. 277, 537 - 557 (1963).
32. Dudel, J. The mechanism of presynaptic inhibition at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 284, 66 - 80 (1965a).
33. Dudel, J. Potential changes in the crayfish motor nerve terminal during repetitive stimulation. Pflügers Arch. 282, 323 - 337 (1965b).
34. Dudel, J. Graded or all-or-nothing release of transmitter quanta by local depolarization of nerve terminals on crayfish muscle? Pflügers Arch 398, 155 - 164 (1983).
35. Dudel, J. Calcium dependence of quantal release triggered by graded depolarization pulses to nerve terminals on crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 289 - 298 (1989a).
36. Dudel, J. Shifts in the voltage dependence of synaptic release due to changes in the extracellular calcium concentration at nerve terminals on muscle of crayfish and frogs. Pflügers Arch. 415, 299 - 303 (1989b).
37. Dudel, J. Calcium and depolarization dependence of twin-pulse facilitation of synaptic release at nerve terminal of crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 304 - 309 (1989c).
38. Dudel, J. Twin pulse facilitation in dependence on pulse duration and calcium concentration at motor nerve terminals of crayfish and frog. Pflügers Arch. 415, 310 - 315 (1989d).
39. Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 391, 35-40 (1981).
40. Dudel, J., Franke, C. & Hatt, H. Rapid activation and desensitization of transmitter-liganded receptor channels by pulses of agonists. In: T. Narahashi (Ed.), Ion Channels, Vol. 3, (Plenum Press, New York) 207 - 260 (1992)
41. Dudel, J. & Kuffler, S.W. Presynaptic inhibition at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Lond.) 155, 543 - 562 (1961a).
42. Dudel, J. & Kuffler, S.W. The quantal nature of transmission and spontaneous miniature potentials at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Lond.) 155, 514 - 529 (1961b).
43. Dudel, J., Parnas, I. & Parnas, H. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. VI. Release determined by both intracellular calcium concentration and depolarization of the nerve terminal. Pflügers Arch. 399, 1 - 10 (1983).
44. Fatt, P. & Katz, B. Distributed 'endplate potentials' of crustacean muscle fibres. J. exp. Biol. 30, 433 - 439 (1953).
45. Florey, E. & Cahill, M. A. The innervation pattern of crustacean skeletal muscle. Cell Tissue Res. 224, 527 - 541 (1982).
46. Govind, C. K., Pearce, J., Wojtowicz, J. M. & Atwood, H. L. Strong and weak synaptic differentiation in the crayfish opener muscle: structural correlates. Synapse 16, 45 - 58 (1994).
47. Günzel, D., Galler, S. & Rathamayer, W. Fibre heterogeneity in the closer and opener muscles of the crayfish walking legs. J. Exp. Biol. 175, 267 - 281 (1993).
48. He, P., Southard, R.C., Whiteheart, S.W. & Cooper, R.L. Role of alpha-SNAP in promoting efficient neurotransmission at the crayfish neuromuscular junction. J. Neurophysiol. 82, 3406 - 3416 (1999).
49. Hochner, B., Parnas, H. & Parnas, I. Membrane depolarization evokes neurotransmitter release in the absence of calcium entry. Nature 342(6248), 433 - 435 (1989).
50. Huxley, T.H. The crayfish an introduction to the study of zoology. London: C. Kegan Paul . Series Landmarks of Science (1880).
51. Iravani, J. Membrandepolarisation der Muskelfasern des öffnermuskels des Flusskrebses auf Nervenreiz und Kaliumapplikation. Experientia 21, 609 - 610 (1965).
52. Jahromi S.S. & Atwood, H.L. Three-dimensional ultrastructure of the crayfish neuromuscular apparatus. J Cell Biol. 63, 599 - 613 (1974).
53. Katz, B. Neuro-muscular transmission in invertebrates. Biol. Rev. 24, 1 - 20 (1949).
54. Katz, B. & Kuffler, S.W. Excitation of the nerve-muscle system in crustacea. Proc. R. Soc. Lond. B 133, 374 - 389 (1946).
55. Katz P.S., Kirk, M.D. & Govind, C.K. Facilitation and depression at different branches of the same motor axon: evidence for presynaptic differences in release. J. Neurosci. 13(7), 3075 - 89 (1993).
56. Kerkut, G.A., Leake, L.D., Shapira, A., Cowan, S. & Walker, R.J. The presence of glutamate in nerve-muscle perfusates of Helix, Carcinus and Periplaneta. Comp Biochem Physiol. 15(4), 485 - 502 (1965).
57. Kravitz, E.A. Enzymic formation of gamma-aminobutyric acid in the peripheral and central nervous system of lobsters. J Neurochem 9, 363 - 370 (1962).
58. Kravitz, E.A., Kuffler, S.W., Potter, D.D., Vangelder, N.M. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. II. Peripheral nervous system. J. Neurophysiol. 26, 729-738 (1963a).
59. Kravitz, E.A., Kuffler, S.W., & Potter, D.D. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. III. Their relative concentrations in separated motor and inhibitory axons. J Neurophysiol 26, 739 - 751 (1963b).
60. Kravitz, E.A., Molinoff, P.B., & Hall, Z.W. A comparison of the enzymes and substrates of gamma-aminobutyric acid metabolism in lobster excitatory and inhibitory axons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 54, 778 - 782 (1965).
61. Kravitz, E.A. & Potter, D.D. A further study of the distribution of -aminobutyric acid between excitatory and inhibitory axons of the lobster. J. Neurochem. 12, 323 - 328 (1965).
62. Lancaster, M., Viele, K., Johnstone, A.F.M., & Cooper, R.L. Automated classification of evoked quantal events. J. Neurosci. Meth. 159, 325 - 336 (2007).
63. Lnenicka, G.A. & Mellon, D. Jr. Changes in electrical properties and quantal current during growth of identified muscle fibres in the crayfish. J. Physiol. 345, 261 - 284 (1983).
64. Linder, T. M. The accumulative properties of facilitation at crayfish neuromuscular synapses. J. Physiol., Lond. 238, 223 - 234 (1974).
65. Ling, G. & Gerard, R.W. The normal membrane potential of frog sartorius fibers. J. Cell. Comp. Physiol. 34, 383 - 396 (1949).
66. Logsdon, S., Johnstone, A.F.M., Viele, K. & Cooper, R.L. The regulation of synaptic vesicles pools within motor nerve terminals during short-term facilitation and neuromodulation. J. Applied Physiol. 100, 662 - 671 (2005).
67. Magrassi, L., Purves, D. & Lichtman, J.W. Fluorescent probes that stain living nerve terminals. J. Neurosci. 7, 1207 - 1214 (1987).
68. Mallart, A. Calcium dependent modulation of the facilitation of transmitter release at neuromuscular junctions of Drosophila. J. Physiol. (Paris) 87, 83 - 88 (1993).
69. Mulkey, R.M. & Zucker, R.S. Action potentials must admit calcium to evoke transmitter release. Nature. 350,152 - 155 (1991).
70. Mulkey, R.M., Zucker, R.S. Calcium released by photolysis of DM-nitrophen triggers transmitter release at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. 462, 243 - 260 (1993).
71. Mykles, D.L., Medler, S.A., Koenders, A. & Cooper, R.L. Myofibrillar protein isoform expression is correlated with synaptic efficacy in slow fibres of the claw and leg opener muscles of crayfish and lobster. J. Exp. Bio. 205 (4), 513 - 522 (2002).
72. Nudell, B.M. & Grinnell, A.D. Regulation of synaptic position, size, and strength in anuran skeletal muscle. J Neurosci. 3 (1),161 - 176 (1983).
73. Parnas, H., Dudel, J. & Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release and of entry and removal of calcium. Pflügers Arch. 393, 1 - 14 (1982a).
74. Parnas, I., Parnas, H. & Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. II. Duration of facilitation and removal processes of calcium from the terminal. Pflügers Arch. 393, 323 - 236 (1982b).
75. Parnas, H., Dudel, J. & Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. IV. The effect of Mg2+ ions on the duration of facilitation. Pflügers Arch. 395, 1 - 5 (1982c).
76. Parnas, I., Parnas, H. & Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. V. Basis for synapse differentiation of the fast and slow type in one axon. Pflügers Arch. 395, 261 - 270 (1982d).
77. Robbins, J. The excitation and inhibition of crustacean muscle by amino acids. J. Physiol. 148, 39 - 50 (1959).
78. Richet, C., Contribution a la physiologic des centres nerveux et des muscles de l'ecrevisse. Arch. de Physiol. 6; 263, 523 (1879).
79. Richet, C., (1881) Physiologie des muscles et des nerfs. Le ons prof sees la Facult de m decine en 1881, par Charles Richet. Paris, G. Bailli re, (1882).
80. Ringer, S. Regarding the action of hydrate of soda, hydrate of ammonia, and hydrate of potash on the ventricle of the frog's heart. J. Physiol. 3, 195 - 202 (1882a).
81. Ringer, S. Concerning the influence exerted by each of the constituents of the blood on the contraction of the ventricle. J. Physiol. 3, 380 - 393 (1882b).
82. Ruffner, M.E., Cromarty, S.I. & Cooper, R.L. Depression of synaptic efficacy in Drosophila neuromuscular junctions by the molting hormone (20-Hydroxyecdysone). J. Neurophysiol. 81, 788 - 794 (1999).
83. Sherman, R. G., & Atwood, H. L. Synaptic facilitation: Long term neuromuscular facilitation in crustaceans. Science. 171, 1248 - 1250 (1971).
84. Sherman, R. G. & Atwood, H. L. Correlated electrophysiological and ultrastructural studies of a crustacean motor unit. J. Gen. Physiol. 59, 586 - 615 (1972).
85. Sparks, G. & Cooper, R.L. 5-HT offsets homeostasis of synaptic transmission during short-term facilitation. J. Applied Physiol. 96, 1681 - 1690 (2004).
86. Sparks, G.M., Dasari, S. & Cooper, R.L. Actions of MDMA at glutamatergic neuromuscular junctions. Neurosci. Res. 48, 431 - 438 (2004).
87. Sparks, G.M., Brailoiu, E., Brailoiu, C., Dun, N.J., Tabor, J. & Cooper, R.L. Effects of m-CPP in altering neuronal function: Blocking depolarization in invertebrate motor & sensory neurons but exciting rat sensory neurons. Brain Res. 969, 14 - 26 (2003).
88. Southard, R.C., Haggard, J., Crider, M.E., Whiteheart, S.W. & Cooper, R.L. Influence of serotonin on the kinetics of vesicular release. Brain Res. 871,16 - 28 (2000).
89. Stühmer, W., Roberts, W.S. & Almers, W. The loose patch clamp. In: B. Sakmann and E. Neher (Eds.), Single channel recordings. (Plenum Press, New York), 123 - 132 (1983).
90. Tabor, J. & Cooper, R.L. Physiologically identified 5-HT2 -like receptors at the crayfish neuromuscular junction. Brain Res. 932, 91 - 98 (2002).
91. Van Harreveld, A. & Mendelson, M. Glutamate-induced contractions in crustacean muscle. J. Cell Comp. Physiol. 54, 85 - 94 (1959).
92. Van Harreveld, A. A physiological solution for freshwater crustaceans. Proc. Soc Exp. Biol. Med. 34, 428 - 432 (1936).
93. Van Harreveld, A. & Wiersma, C. A. G. The Triple Innervation of the Crayfish Muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 22 (11), 667 (1936).
94. Viele, K., Lancaster, M. & Cooper, R.L. The self-modeling structure of evoked post-synaptic potentials. Synapse 60, 32 - 44 (2006).
95. Viele, K., Stromberg, A. & Cooper, R.L. Determining the number of release sites within the nerve terminal by statistical analysis of synaptic current characteristics. Synapse 47, 15 - 25 (2003).
96. Vyshedskiy, A. & Lin, J.-W. Study of the inhibitor of the crayfish neuromuscular junction by presynaptic voltage control. J. Neurophysiol. 77, 103 - 115 (1997a).
97. Vyshedskiy, A. & Lin, J.-W. Activation and detection of facilitation as studied by presynaptic voltage control at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 77, 2300 - 2315 (1997b).
98. Vyshedskiy, A. & Lin, J.-W. Change of transmitter release kinetics during facilitation revealed by prolong test pulses at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 78, 1791 - 1799 (1997c).
99. Wiersma, C.A.G. Synaptic facilitation in the crayfish. J. Neurophysiol. 12, 267 - 275 (1949).
100. Winslow, J.L., Duffy, S.N., & Charlton, M.P. Homosynaptic facilitation of transmitter release in crayfish is not affected by mobile calcium chelators: implications for the residual ionized calcium hypothesis from electrophysiological and computational analyses. J. Neurophysiol. 72, 1769 - 1793 (1994).
101. Winslow, J.L., Cooper, R.L. & Atwood, H.L. Sodium in presynaptic nerve terminals in response to stimulation. J. Neurosci. Meth. 118,163 - 175 (2002).
102. Wojtowicz, J.M., Smith, B.R. & Atwood, H.L. Activity-dependent recruitment of silent synapses. Ann. NY Acad. Sci. 627, 169 - 179 (1991).
103. Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J. Physiol., Lond. 229, 787 - 810 (1973).
104. Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J. Physiol. (Lond.) 241, 69 - 89 (1974a).
105. Zucker, R. S. Characteristics of crayfish neuromuscular facilitation and their calcium dependence. J. Physiol., Lond. 241, 91 - 110 (1974b).
106. Zucker, R. S. & Haydon, P. G. Membrane potential has no direct role in evoking neurotransmitter release. Nature 335, 360 - 362 (1988).

0 Comments

You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.