Uitvoeren en verwerken van de FNA-anterior Fat Pad voor Amyloid

Important: There has been an erratum issued for this article. Read more…

Shidham, V. B., Hunt, B., Jaradeh, S. S., Barboi, A. C., Devata, S., Hari, P. Performing and Processing FNA of Anterior Fat Pad for Amyloid. J. Vis. Exp. (44), e1747, doi:10.3791/1747 (2010).

Historisch gezien, werd het hart, de lever en nieren biopsieën uitgevoerd om amyloïdeafzettingen demonstreren in amyloïdose. Omdat de klinische presentatie van deze ziekte is zo variabel en niet-specifieke, de daaraan verbonden risico's van deze biopten zijn te groot voor de diagnostische opbrengst. Andere sites die een lagere biopsie risico, zoals huid of gingivale hebben, zijn ook relatief invasief en duur. Daarnaast kunnen deze biopsies niet altijd over voldoende amyloïdeafzettingen om een ​​diagnose te stellen. Vetkussentje aspiratie heeft aangetoond een goede klinische correlatie met lage kosten en minimale morbiditeit. Echter, er zijn geen gestandaardiseerde protocollen voor het uitvoeren van deze procedure of verwerking van de aangezogen monster, wat leidt tot variabele en nonreproducible resultaten. De meest gebruikte modaliteit voor het opsporen van amyloïd in weefsel is een appelgroene dubbelbreking op Congo rood gekleurde coupes met behulp van een polariserende microscoop. Deze techniek vereist celblok voorbereiding van de opgezogen materiaal. Helaas, patiënten die in een vroeg stadium van amyloïdose hebben minimale hoeveelheden amyloïde, die sterk vermindert de gevoeligheid van Congo rood gekleurde celblok delen van vet pad aspiraten. Daarom moet ultrastructurele evaluatie van vet pad aspiraten met behulp van elektronenmicroscopie worden gebruikt, gezien de verhoogde gevoeligheid voor amyloid detectie. Dit artikel toont een eenvoudige en reproduceerbare procedure voor het uitvoeren van anterior vetkussentje aspiratie voor de detectie van amyloïde gebruik te maken van zowel Congo rood kleuring van cellen te blokkeren profielen en elektronenmicroscopie voor ultrastructurele identificatie.

Introductie

Systemische amyloïdose is een zeer variabel ziekte die verwijst naar de extracellulaire afzetting van verschillende eiwitten die gezamenlijk worden aangeduid als amyloid. Afzetting van amyloid fibrillen met deze beta geplooide configuratie leidt tot verschillende klinische presentaties, afhankelijk van de betrokken organen. De klinisch meest relevante manifestaties van systemische amyloïdose worden genoteerd wanneer er sprake is betrokkenheid van de kritieke organen zoals het hart, de lever en / of nieren. Historisch gezien, zouden deze betrokken organen worden gebiopteerd aan de aanwezigheid van amyloïde te tonen. Deze matig invasieve procedures droeg een aanzienlijk risico met bloeding. Vetkussentje aspiratie is inmiddels aangetoond dat het een betrouwbare en niet-invasieve methode voor de detectie van amyloïde in systemische amyloïdose ^een te verstrekken. Deze procedure is in wezen vergelijkbaar met de liposuctie van het onderhuidse vet in de voorste buikwand onder plaatselijke verdoving te fibroadipose weefsel op te halen voor het evalueren van weinig amyloïd afzettingen in de kleine bloedvaten wanden ^2.

De meest gebruikte methode voor identificatie amyloïd in weefsel blijft de karakteristieke appelgroene dubbelbreking patroon zien als Congo rood gekleurde coupes worden gevisualiseerd in een gepolariseerde lichtmicroscoop ^3. Wanneer vet pad aspiratie wordt uitgevoerd, kan Congo rode vlekken worden gedaan op zowel de directe uitgesmeerd dia's of celblok voorbereidingen van het vetweefsel weggezogen. Echter, patiënten in de vroege stadia van amyloïdose hebben weinig amyloid deposito's, die sterk vermindert de gevoeligheid van Congo rood gekleurde cel blokkeren secties ^4,5. Ultrastructurele evaluatie van vet pad aspiraten met behulp van elektronenmicroscopie heeft een betere reproduceerbaarheid en verbeterde gevoeligheid ^4. Daarom is het aan te raden om al het vet pad zuigt in te dienen voor zowel de voorbereiding van een cel blok en voor het uitvoeren van elektronenmicroscopie ^2.

Vetkussentje aspiratie is een relatief goedkope en niet-invasieve methode voor het verkrijgen van weefsel systemische amyloïdose vast te stellen. Dit artikel beschrijft vetkussentje aspiratie procedure samen met de details over het monster verwerking exemplaar in te dienen voor zowel Congo rode vlekken en ultrastructurele evaluatie door elektronenmicroscopie. In deze video, tonen we deze reproduceerbare en eenvoudige procedure om een ​​optimale diagnostisch materiaal op te halen.

1. Het uitvoeren van de FNA van Anterior Fat Pad

A. verdoving van de lokale omgeving (zie figuur 1 & 2)

1. Met behulp van alcoholdoekjes of het huidreinigingsmiddel, de voorkeur van een bepaalde instelling, het reinigen van de huid op de onderste kwadrant gedeelte van de buik lateraal van de middellijn en onder de navel (figuur 1).
2. Markeer een ruitvormige vormig gebied ongeveer 2 x 2 cm, zoals aangegeven in figuur 1 met een markering pen.
3. Aspireren ongeveer 10 ml van 1% lidocaïne met een 18G naald. Bevestig een 25G 1 ½ inch naald op de spuit. Verwijder eventuele ingesloten lucht door te tikken op de spuit rechtop terwijl u op de zuiger tot vloeistof is afgegeven en er geen luchtbellen aanwezig zijn.
4. Verdoven langs de grenzen van het ruitvormige gebied al aangeduid als weergegeven in figuur 2. Begin met het inbrengen van de naald 25G net onder de huid bij punt A en zorgvuldig subcutaan duw de naald naar punt X terug te Trek aan de zuiger om ervoor te zorgen dat u niet binnen een schip. Vervolgens duw de zuiger langzaam op te infiltreren tot 2,5 ml lidocaïne (ongeveer ¼ van de lidocaïne in 10 ml spuit), terwijl het intrekken van de naald naar punt A zonder dat de naald naar buiten komen van de huid op punt A (figuur 2A3). Met de naald nog wijzigen onder de huid de richting punt Y (figuur 2A4) en subcutaan duw de naald naar punt Y (Figuur 2b1). Net als voorheen, te bevestigen dat de naald niet in een vat en breng ongeveer 2,5 ml lidocaïne, terwijl langzaam het intrekken van de naald door punt A (zie figuur 2B3 door 2B4). Herhaal dezelfde stappen vanaf punt B en het doseren van lidocaïne subcutane van de punten B tot X en B naar Y (figuur 2C1 door 2d4). Te voorkomen dat bloeden van de prikken A en B door firma toepassing van steriele meter stuk.
5. U kunt nu controleren dat het gebied wordt verdoofd door licht aanraken van de huid binnen de verdoofde ruit met de punt / hoek van katoen gaas stuk, door deze te vergelijken met aangrenzende unanesthetized huid.

B. Het uitvoeren van vetkussentje aspiratie (Figuur 3)

(Toepassing van lokale anesthesie voorafgaand aan de prestaties van vet pad aspiratie kan worden overbrugd, afhankelijk van de regionale en individuele voorkeuren. Correct is uitgevoerd FNAB procedure voor de voorste vetkussentje aspiratie kan worden ingevuld in een prik. Echter, afhankelijk van de pijngrens van de individuele patiënt , manoeuvreren van 18 G naald heen en weer in het onderhuidse vetweefsel is relatief distreszingen. De verdoving hier beschreven methode bereikt het effect in slechts twee prikken met een 25G naald en afwendt van de pijn met een verbeterde tolerantie voor de procedure.)

1. Monteer 18G 1 ½ inch naald op een 10 ml spuit. Monteer de spuit-naald assemblage in de spuit greep ("FNAB grip / geweer ') voor de juiste toepassing en het vrijgeven van vacuüm.
2. Steek de punt van de naald in het onderhuidse vet in het gereinigd en verdoofde ruitvormige gebied (Figuur 3a).
3. Volledig in te trekken van de zuiger van de spuit met de naald in het onderhuidse weefsel om vacuüm (figuur 3b) te genereren.
4. Handhaving van de stofzuiger en manoeuvreren van de naald heen en weer in verschillende richtingen in het onderhuidse vet (figuur 3c door 3i). Elke slag moet zo lang mogelijk te zijn met de lengte van de naald geselecteerde zonder dat de naald komt uit de huid. Maximale sampling wordt bereikt door het veranderen van richting met elke slag (Figuur 3i). Het is belangrijk om de richting van de naald raakt aan de serosa en parallel aan het huidoppervlak om te voorkomen dat het doorprikken van de buikholte.
5. De fibroadipose weefsel hoopt zich op in de spuit. Zodra er voldoende fibroadipose weefselfragmenten (tot 1 mL van fragmenten rijk bloed vermengd specimen) worden opgehaald, volledig los van de stofzuiger en verwijder de naald (afbeelding 3k).
6. Laat de patiënt of de assistent stevige druk toe te passen op het gebied van de procedure met een kussen van gaas om extravasatie van bloed te voorkomen.

2. Specimen Processing

1. Plaats minimaal 5-6 fragmenten van fibroadipose weefsel in glutaaraldehyde-oplossing voor elektronenmicroscopie (Figuur 4B).
2. Afhankelijk van de institutionele protocol, kunnen een paar uitstrijkjes van de fibroadipose weefselfragmenten worden voorbereid door het verspreiden van deze tussen twee dia's (Figuur 4A).
3. Het resterende materiaal is toegestaan ​​te stollen in de spuit (dit kan 5-7 minuten, afhankelijk van de stollingstijd) (Figuur 4C).
4. Aspireren 10% formaline in de spuit, zodat de clotted fibroadipose weefsel materiaal is verdreven van de wand van de spuit en de vrij zwevende (figuur 4C2). Verwijder de zuiger van de spuit (Figuur 4C3) en breng de clotted fibroadipose weefsel in de 10% formaline container van het open uiteinde van de spuit tegenover de sproeieruiteinde (Figuur 4C4).
5. Passend etiket van de containers en legt de glutaraldehyde voor elektronenmicroscopie en de formaline voor H & E sectie en Congo rode vlek voor de evaluatie in het kader polariserende microscopie. Als uitstrijkjes zijn voorbereid, kunnen ze worden verwerkt volgens het protocol van het betreffende laboratorium.

Figuur 1. Gebied om onder narcose te zijn voor FNAB van anterior vet pad.

Figuur 2. Verdoving van de omgeving.

Figuur 3. Het uitvoeren van FNAB van de voorste vet pad.

Figuur 4. Verwerking van de voorste vetkussentje aspireren te worden voorgelegd aan het laboratorium voor de detectie van amyloïd afzettingen.

3. Representatieve resultaten

Figuur 5. Amyloïde in de wand van kleine bloedvaten in fibroadipose weefselfragmenten. Fibroadipose weefsel was formaline-verwerkt, paraffine ingebed, gekleurd met Congo rood, en onderzocht door polariserende lichtmicroscopie. Amyloïde in de wand van kleine bloedvaten toont appel groene dubbelbreking (witte pijl).

Figuur 6. Tissue ontbreekt amyloïdose. De appel groene dubbelbreking is afwezig in de weefsels van een andere patiënt zonder amyloïdose. Blauw dubbele breking (witte pijl) van collageen vezels, zijn meestal aanwezig in bijna alle exemplaren.

Figuur 7. Fibrillen in overeenstemming met amyloid in de vaatwand. Electron microfoto van rechte, niet-vertakkende, willekeurig verspreide 80-10 nm diameter fibrillen gevormd door amyloïde in de vaatwand.

De diagnose van amyloïdose wordt meestal bereikt met een tissue biopsie van de aangedane organen zoals de nieren, de lever en / of het hart. Deze aanpak heeft een hoge diagnostische opbrengst is echter invasief en kan gepaard gaan met complicaties zoals bloedingen ^2. Rectaal, tandvlees, en het beenmerg biopsieën men de voorkeur voor de diagnose als relatief minder invasieve aanpak in 1960 ^6,7,8. Buikvet pad aspiratie werd gerapporteerd in 1973 als een veilige, minimaal invasieve, eenvoudige en minder dure procedure voor het weefsel diagnose van systemische amyloïdose ^1. Echter, de details van de procedure en aanpak van de verwerking van de opgehaalde monster niet coherent gemeld. Deze video en het artikel beschrijven de procedure stap voor stap.

De aanpak voor het opsporen van amyloid in vet pad aspiratie, net, is ook niet goed gestandaardiseerd met een paar studies vergelijken en evalueren van verschillende benaderingen ^1,5,6,7,8. Evaluatie van de voorste vetkussentje zuigt met Congo rood kleuring is minder gevoelig met een lager interobserver reproduceerbaarheid vooral in het begin gevallen van amyloïdose met weinig amyloïd afzettingen ^5. Immunohistochemie uitgevoerd op formaline gefixeerd paraffine ingebedde celblok secties en Congo rode fluorescentie uitgevoerd op cytologie uitstrijkjes zijn gemeld aan de diagnostische gevoeligheid ^9,10 te verbeteren. Elektronenmicroscopie verbetert de detectie en identificatie van geringe amyloïd fibrillen in kleine wanden van bloedvaten in de fibroadipose weefsel in vet pad zuigt ^{4, 5.} Op basis van deze informatie, dit artikel beschrijft de verwerking van het monster naar cel blokken (voor de evaluatie van Congo rood gekleurde celblok secties onder polarisatie microscoop voor diagnostische appelgroen dubbelbreking en ook voor immunohistochemie zoals aangegeven) en voor elektronenmicroscopie voor te bereiden. Echter, afhankelijk van de gekozen aanpak voor de evaluatie van het monster voor het amyloid, kan het worden onderworpen aan cytologie uitstrijkje voorbereiding, celblok voorbereiding en verwerking voor elektronenmicroscopie. Sommige laboratoria uitvoeren van de tests op de uitstrijkjes bereid uit de aangezogen fibroadipose weefselfragmenten en gekleurd met Congo rood naar de fluorescentie ^{10 studiepunten.}

Over het algemeen in een late amyloïdose, kan de lichtmicroscopie met Congo rood polariserende microscopie voldoende, maar in de vroege stadia van de ziekte Congo rood kleuring met polariserende microscopie op celblok secties is minder gevoelig en betrouwbaar voor vetkussentje zuigt ^4,5,11 . Andere speciale vlekken inclusief thioflavin T kan gebruikt worden met dezelfde beperkingen. Andere benaderingen van amyloid sporen bestaan ​​uit de beoordeling van het aspiraat uitstrijkjes voor het amyloid met Congo rood polariserend microscopie en fluorescentie ^10. In onze ervaring is deze methode minder reproduceerbaar. Evaluatie van de bloedvaten in vet pad voor amyloïde met behulp van elektronenmicroscopie overwint deze beperkingen ^4,11. Verdere karakterisering van amyloid is gemeld door de immunoelectron microscopie ^12, maar deze methoden niet op grote schaal beschikbaar zijn in een niet-tertiaire zorg instelling.

Naalden worden gebruikt voor het uitvoeren van aspiratie procedures kunnen worden ingedeeld volgens hun peilen maten in fijne (21-25G), tussenproduct (18-20G) en grote (bijv.-14G) ^11. Anterieure vetkussentje aspiraties zijn gemeld te worden uitgevoerd met behulp van een variabele kalibers gaande van tussenproduct (18 tot 20G) naar fijn (21 tot en met 22G) ^2,10. De meeste van de massa-laesies zijn opgezogen met fijnere gauge naalden (zoals 25G) om een ​​goede cytologie uitstrijkjes te krijgen, samen met extra bewegingen met bredere gauge naald (zoals 18G) om extra monsters op te halen voor cel-blokken.

Tijdens de voorste vetkussentje aspiratie, wordt de samenhangende fibroadipose weefsel niet goed te zuigen met fijnere naalden. Cellenblok voorbereiding en elektronenmicroscopie zijn belangrijk voor de evaluatie van de kleine bloedvaten muren in fibroadipose weefsel fragmenten in het vet zuigt. Bredere gauge naalden (zoals 18G) worden aanbevolen om diagnostisch adequaat materiaal ^2,10 opleveren. Als de procedure is vergelijkbaar met de conventionele FNAB, is vet pad streven aangeduid als FNAB ook al breder gauge naalden kan worden gebruikt voor het uitvoeren van het ^5.

Geen belangenconflicten.

Wij danken Mevr. Bonnie Phetteplace, RN voor hulp tijdens de video-grafieken van de FNAB procedure demonstratie.

1. Westermark, P., Stenkvist, B. A new method for the diagnosis of systemic amyloidosis. Arch Intern Med 132, 522-523 (1973).
2. Devata, S., Hari, P., Markelova, N., Li, R., Shidham, V.B. Detecting AL Amyloid in Abdominal fat pad aspirates: Is Congo red sufficient? Amyloid (In process).
3. Merlini, G., Bellotti, V. Molecular Mechanisms of Amyloidosis. New Engl J Med 349(6), 583-596 (2003).
4. Shidham, V.B., Kumar, N., Cihlar, K., Varsegi, G., Markelova, N., Li, R., Hari, P. Fine needle aspiration of abdominal fat pad for diagnosis of early amyloidosis: How can the clinical role of the test be improved? Mod Pathol 20 (Supplement 2), 1A-380A. Abstract no. 362. (2007). http://www.nature.com/modpathol/journal/v20/n2s/pdf/3800802a.pdf doi:10.1038/sj.modpathol.3800802
5. Halloush, R., Lavrovskaya, E., Mody, D., Lager, D., Truong, L.D. Diagnosis and typing of systemic amyloidosis: The role of abdominal fat pad fine needle aspiration. Cytojournal 6:24 (2010).
6. Van Gameren. I.I., Hazenberg, C., Van Rijswijk, M.H. Diagnostic Accuracy of Subcutaneous Abdominal Fat Tissue Aspiration for Detecting Systemic Amyloidosis and Its Utility in Clinical Practice. Arthritis Rheum 54(6),2015-2021 (2006).
7. Guy, C.D., Jones, C.K. Abdominal fat pad aspiration biopsy for tissue confirmation of systemic amyloidosis: specificity, positive predictive value, and diagnostic pitfalls. Diagn Cytopathol 24:181-185 (2001).
8. Westermark, P. Diagnosing Amyloidosis. Scand J Rheumatol Suppl 24, 327-329 (1995).
9. Linke, R.P. Highly Sensitive Diagnosis of Amyloid and Various Amyloid Syndromes Using Congo Red Fluorescence. Virchow Arch 436, 439-448 (2000).
10. Giorgadze, T.A., Shiina, N., Baloch, Z.W., Tomaszewski, J.E., Gupta, P.K. Improved detection of amyloid in fat pad aspiration: an evaluation of Congo red stain by fluorescent microscopy. Diagn Cytopathol. 31, 300-306 (2004).
11. DeMay, R.M. Fine Needle Aspiration Biopsy, In The Art & Science of Cytopathology. pg. 465. (ASCP Press, American Society of Clinical Pathology, Chicago) (1996).
12. Arbustini, E., Vrga, L., Concardi, M., Pallandini, G., Obici, L., Merlini, G. Electron and Immuno-electron Microscopy of Abdominal Fat Identifies and Characterizes Amyloid Fibrils in Suspected Cardiac Amyloidosis. Amyloid 9, 108-114 (2002).

0 Comments

You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.