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 JoVE General

Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

, ,

Malaria Research Institute, Bloomberg School of Public Health, Johns Hopkins University

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Cite this Article: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Das, S., Garver, L., Dimopoulos, G. Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae). J. Vis. Exp. (5), e221, doi:10.3791/221 (2007).

Abstract: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Este protocolo descreve a criação do mosquito no insetário. Os quartos são mantidos em insetário 28 ° C e ~ 80% humidade, com um hr 12. ciclo de dia / noite. Para este procedimento, você precisará de gaiolas mosquito, solução de sacarose 10% estéril, toalhas de papel, copo, papel de filtro Whatman, alimentadores de vidro, sangue humano e banho de água do soro, parafilme, água destilada, limpa bandejas de plástico, comida mosquito (descrita abaixo), mosquiteiro para cobrir as bandejas, a vácuo, e uma câmara de coleta para coletar adultos.

Protocol: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Alimento do mosquito:

  1. Um alimento: comida de peixe aterrado (Aquaricare). Uma pitada pequena pode ser adicionada.
  2. Alimentos B: aterrado alimentos CAT (Purina). Uma pitada pequena pode ser adicionada.
  3. Alimentos C: cat alimentos (Purina). Dois comprimidos pode ser adicionada.

Sangue:

Sangue animal ou humano pode ser usado para mosquitos traseira. Sangue fresco é coletado com uma seringa e colocar em um tubo de 15 ml estéril Falcon contendo 1ml de CPD (anticoagulante) para cada 10 ml de sangue, então misturado delicadamente e centrifugado à temperatura ambiente a 2000 rpm por 5 min. O sobrenadante é descartado, tendo o cuidado de remover o revestimento buffy que compreende outras células sanguíneas (por exemplo WBC). O pellet RBC é então suspenso em um volume igual de meio RPMI por pipetagem, e novamente lavado nesse meio três vezes. Após a lavagem final, os eritrócitos são peletizadas ressuspenso em um volume igual de meio RPMI e armazenados a 4 ° C (pode ser mantida por 80-10 dias). Antes da alimentação, o RBC (em RPMI) é centrifugado (2000 rpm por 5 min) para pellet as células, ea RBC embalado é ressuspenso no soro (O + soro humano) para obter um hematócrito de 40%. O sangue deve ser mantida a 37 ° C sempre para a alimentação.

DIA 1:

  1. O dia 05/03 mosquitos adultos do sexo feminino, são alimentados com sangue para botar ovos.
  2. Para a alimentação de sangue, uma membrana artificial método de alimentação (parafilme) é usado como segue:

    1. Células vermelhas do sangue (ver acima para a preparação de sangue) são misturadas com soro inactivado pelo calor para obter um hematócrito ~ 40% (embalado RBC 40% e 60% de soro). Este é adicionado ao alimentador de vidro.
    2. O alimentador é ligado a uma jaqueta de água quente (37 ° C), e colocado na gaiola para permitir o acesso de mosquitos na superfície da membrana.
    3. Os mosquitos são permitidos aos alimentos para ~ 30 minutos.

DIA 3:

  1. As fêmeas põem ovos dois dias depois que eles se alimentam de sangue. Um pequeno papel filtro envolto em um formato cônico é colocado em um pequeno copo contendo água destilada, tornando-se o papel filtro fica úmido. O copo é mantido dentro da gaiola durante a noite para os mosquitos botar ovos.

DIA 4:

  1. O filtro de papel contendo os ovos do mosquito é colocado em uma bandeja de plástico com ~ 300 ml de água destilada. Uma pitada de alimento A é adicionado à bandeja e os ovos são autorizados a escotilha para larvas durante os próximos dias.

DIAS 5-8:

  1. Larvas em crescimento são alimentados todos os dias com dois comprimidos de comida C, e monitorados para a densidade e população. No oitavo dia (cinco dias as larvas de idade), a população de larvas é diluída a partir de 1 bandeja para ~ 10 bandejas, com uma pitada de alimentos A e dois comprimidos de C alimentos em cada bandeja. (~ 30 mins)

DIAS 9-12:

  1. As larvas são alimentados todos os dias com alimentos C. No 12 º dia (9 larvas dias de idade), a água é trocada com água fresca e alimento é adicionado (uma pitada de alimentos B e dois comprimidos de comida C). As pupas começa a desenvolver nesta fase. As bandejas são cobertas com redes para evitar a fuga dos adultos. (~ 8-10 minutos)

DIA 13 - 15:

As pupas podem surgir para os adultos para os próximos 2 - 3 dias. O alimento é dado todos os dias para as larvas / pupas, removendo cuidadosamente o líquido para evitar a fuga dos adultos.

DIA 16:

  1. Os adultos são coletados em uma gaiola por meio de um aspirador ligado à vácuo. A gaiola é composto por uma garrafa pequena ml 100 com um chumaço de algodão que é encharcada com sacarose 10% (autoclavado) e um forro de papel toalha no fundo para absorver todos os derramamentos de açúcar em potencial que podem ocorrer durante o manuseio gaiola. (~ 30-40 minutos)

DIA 17-21:

  1. Os adultos (machos e fêmeas) são então mantidos na sala de insetário por 4-5 dias, alimentados com sacarose 10% antes de serem novamente sangue-fed para iniciar o próximo ciclo. Os mosquitos mesmo pode ser usado para desovar mais de uma vez.
  2. Os mosquitos que não são necessários para a criação de experiências ou pode ser morto por colocar a gaiola em um freezer. As bandejas usadas e gaiolas devem ser limpas e secas antes de serem utilizados novamente.

NOTA: Pode haver algumas variações no método de criação do mosquito e laboratórios diferentes podem ter diferentes técnicas.

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Disclosures: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Materials: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Name Type Company Catalog Number Comments
Food A Aquaricare Grounded fish food. A small pinch needs to be added.
Food B Purina Grounded cat food. A small pinch needs to be added.
Food C Purina Cat food. Two tablets needs to be added
RBC prepared red blood cells: 40% hematocrit in human serum
RPMI Medium
CPD anticoagulant
serum O+ human serum
Mosquito feeder
parafilm
Anopheles gambiae mosquitos
10% sucrose mosquito food
insectary

References: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

1. Bangs, M. J., Soelarto, T., Barodji., Wicaksana, B. P. and Boewono, D. T.. 2002. Colonization of Anopheles maculatus from Central Java, Indonesia. J Am Mosq Control Assoc. 18(4):359-63.

2. Beier, M. S., Beier, J.C., Merdan. A.A., el Sawaf, B.M. and Kadder, M.A. 1987. Laboratory rearing techniques and adult life table parameters for Anopheles sergentii from Egypt. J Am Mosq Control Assoc. 3:266-70.

3. Benedict, M. Q. 1997. Care and maintenance of anopheline mosquitoes, The molecular biology of disease vectors: A methods manual ed. Crampton, J.M., Beard, C.B., Louis, C. Champman and Hall, London pp. 3-12.

4. Casanges, A. H., Mcgovran, E. R. and Chiles, J. V. 1949. Rearing of Anopheles quadrimaculatus Say and Aedes aegypti (L.) in the laboratory. Mosq News. 9:112-7.

5. Merritt, R. W.,Dadd, R. H. and Walker, E. D. 1992. Feeding behavior, natural food and nutritional relation ships of larval mosquitoes. Annual Rev. Entomol. 37: 349-76.

6. Nasirian, H. and Ladonni, H. 2006. Artificial bloodfeeding of Anopheles stephensi on a membrane apparatus with human whole blood. J Am Mosq Control Assoc. 22:54-6.

7. Ng'habi, K. R., John, B., Nkwengulila, G., Knols, B.G., Killeen, G.F. and Ferguson, H.M. 2005. Effect of larval crowding on mating competitiveness of Anopheles gambiae mosquitoes. Malar J. 30: 4:49.

8. Stobart, R. H. 1971. Factors affecting the control of body volume in the larvae of the mosquitoes Aedes aegypti and Aedes detritus. Edw. J. Exp. Boil. 54: 67-82.

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6 Comments

For your information, there are four larval instars/stages not three as mentioned in the section Late Stage Larvae.

An alternative to collecting adult mosquitoes by sucking is to pick the pupae into a cup with water and place the cup in the adult cage. This does not require an advanced apparatus or the work of mouth aspirating. Also, there is no risk of the pupae escaping as with adults. The disadvantage of picking pupae is that it has to be done on a daily basis, but with good planning of the feeding it is possible to avoid picking the main bulk of the pupae on weekends.

Olle Terenius, University of California, Irvine, USA

1

Reply

Posted by: AnonymousMarch 13, 2008, 3:46 PM

My name' Dui, I work in Institude of Malariology. Parasitology and Entomology in Ho Chi Minh city. I'm responsible for insectary. I feed mosquitoes by alive mouse. Now I want to feed mosquitoes by membrane feeder. I follow your instruction in video clips but the mosquitoes couldn't suck blood through the membrane. I don't know The reason why The mosquitoes didn't have blood inside their body. Can you help me ?

1.1

Reply

Posted by: Le thi DuiApril 29, 2009, 7:22 PM

Hi,

This is Suchismita from Johns Hopkins University. Membrane feeding usually works for many mosquito species, but there are several that somehow do not take blood by membrane-feeding-for example, several arabiensis species and many others.

What is your mosquito species? Also, are you using fresh blood. We have noticed that sometimes blood older than 1 week are no good. Then which serum are you using, as all these citical steps help.

I would also recommend that you starve your mosquitoes for few hours (6-7) before you provide blood by membrane-feeding assays. These makes them really hungry and they go for blood. Also try to swithch off the light of that room, dark somehow initiates their feeding.

I hope these tips help you. In case you have more questions, please send me an email at sudas@jhsph.edu, I will be happy to answer.

 

1.1.1

Reply

Posted by: Suchismita DasApril 30, 2009, 12:30 PM

Dear Das:

Greetings. I am an entomology researcher based in Jakarta, Indonesia.
Could you please provide information on where I could obtain apparatus glass membran feeding for mosquito?

Thank you.

Arik Farzeli, DVM
Medical Entomology Department
Naval Medical Research Unit 2
Jakarta, Indonesia

2

Reply

Posted by: Farzeli, ArikJuly 8, 2009, 12:14 AM

Hi, thanks for your video guide it has been very useful but I would like to know are there anyways by which i can download or buy., since the link in my area is very very bad. It took me 4 hours to watch 10:23 minutes of this clip. can you help?

3

Reply

Posted by: SiisiJuly 9, 2009, 1:29 PM

FYI: Our lab uses mosquitoes to maintain the life cycle of filarial nematode Brugia malayi and to generate larval stages of these parasites for other research activities. For membrane feeding, we routinely use "casing" (used in sausage making) or skin from chicken legs as membranes. "Casings" cost only few dimes and can be bought at any major grocery store. Casing is easy to attach to the glass feeders. Aedes mosquitoes feed well on blood through casings than parafilm and should be good for other blood sucking critters.

4

Reply

Posted by: RamKrishna R.July 24, 2009, 2:55 PM

Hi RamKrishna,
The technique you use is very practical, could you please give me more details about this, how you build
the system feeding with skin from chicken legs. In the University insectary need to implement another
technique different of menbrana parafim, becouse use a large population of mosquitoes about of 1000 mosquitoes simultaneously. We are raising the species: Aedes aegypti and Anopheles darlingi.

What are the cage dimensions you use and how many mosquitoes are in it?.

thanks for share your experiences with us.
if you could write to my email would be great, iram_8586@hotmail.com
Maribel :D

4.1

Reply

Posted by: Maribel T.May 1, 2013, 7:54 PM

I work at K-state and maintain a small colony of A. gambiae. The adult feed on a homemade membrane feeder. The last 2 feedings 1/2 of the adults died. I ordered fresh blood citrated horse blood, this did not help. Do you have any thoughts as to what could be going on? I maintained the colony for several years, now I am having problems.
The next question, is how to you clean the larva rearing trays?

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Reply

Posted by: Sharon StarkeyOctober 20, 2010, 12:21 PM

thank you for your video guide,lot of thanks.

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Posted by: sheik jahabar ali,HJanuary 25, 2012, 3:14 AM

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