The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
This article is a part of JoVE Neuroscience. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.
You do not have access to any JoVE content through your current IP address.
IP: 54.235.20.17, User IP: 54.235.20.17, User IP Hex: 921375761
Current Access Through Your Registered Email Address
You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please sign in or create an account with your institutional email address to access this content.
The JoVE video player is compatible with HTML5 and Adobe Flash. Older browsers that do not support HTML5 and the H.264 video codec will still use a Flash-based video player. We recommend downloading the newest version of Flash here, but we support all versions 10 and above.
Unable to load video. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
An unexpected error occurred. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
Video Article Chapters
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more…
D'Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS. J. Vis. Exp. (51), e2261, doi:10.3791/2261 (2011).
Retina ganglion hücrelerinin (RGCs) MSS nöronlar olduğunu retina optik sinir yoluyla beyne görsel bilgi çıktı. Optik sinir göz yörüngesinin içinde erişilebilir ve tüm RGC nüfus aksonlar tamamen kesme, (axotomized) transeksiyon olabilir. Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS 1-4 apoptotik nöron hücre ölümü tekrarlanabilir bir model. Bu model özellikle çekici, göz vitreus kamara göz içi enjeksiyonları ile deneysel manipülasyonlar izin retina ilaç dağıtım için bir kapsül gibi davranır çünkü. Vitreus sıvı ile kimyasal difüzyon tüm RGC nüfus üzerine hareket etmelerini sağlar. Viral vektörler, plazmid ya da kısa müdahale RNA'lar (siRNA) 5-12 retina hücreleri enfekte veya transfect için vitreus odasına teslim edilebilir. Adeno Associated Virus (AAV) vektörleri yüksek tropizm enjeksiyon yerinde 6, 7, 13-15 yakın hücrelerinin% 90 yaklaşan bir enfeksiyon oranı ile, hedef RGCs için yararlı. Ayrıca, RGCs seçici hedef üstün colliculus 10 siRNA'lar, plazmid veya viral vektörler içine optik sinir 16-19 veya enjekte vektörler kesik ucuna uygulayarak transfekte olabilir. Bu araştırmacılar, diğer seyirci nöron veya glia çevreleyen karıştırıcı etkisi olmadan yaralı nöronal nüfus apoptotik mekanizmalar çalışma sağlar. RGC apoptozis, hücre ölümü hücrelerin hızla dejenere sonra 3-4 gün postaxotomy, gecikmiş sayede ders karakteristik bir zaman vardır. Bu apoptozis de dahil yollar yönelik deneysel manipülasyonlar için bir pencere sağlar. Axotomy zaman sinir kesim hemen sonra, doğrudan transeksiyon optik sinir güdük RGCs hedef manipülasyonlar yapılmaktadır. Buna karşın, madde bir göz içi yolla teslim edildiğinde, onlar, axotomized RGCs apoptoz başlaması önceki cerrahi öncesi veya ameliyat sonrası ilk 3 gün içinde enjekte edilebilir. Bu yazıda, optik sinir transeksiyonu sonra deneysel manipülasyonlar için çeşitli yöntemler göstermektedir.
Aseptik teknik kullanılarak deneyler ve özel kurum hayvan kullanımını protokolleri takip yapılmalıdır. Canlı doku ile temas eden alet ve malzemeler (çözümleri, test maddeler, izleyiciler, iğne, vb), hayvan refahı ve çalışma üzerindeki olası olumsuz etkileri üzerinde enfeksiyon ve olumsuz etkilerini önlemek için steril olmalıdır.
2. Anestezi
Sıçanlar bir veteriner izofluran buharlaştırıcı sistemi kullanılarak anestezi olacaktır. Isofluran gaz buharlaştırmak için 0.8 L / dak hızında tıbbi sınıf oksijen kullanın. Ekli anestezi kutusunda hayvan koyun ve nefes yavaşladı ve hayvan oturaklı kadar izofluran konsantrasyonu% 4 çevirmeli.
Sonra, stereotaksik çerçeve için gaz maskesi ek gaz akışını değiştirmek ve stereotaksik aparat hayvan. Izofluran konsantrasyonu% 2 aşağı çevirin ve anestezi monitör. Büyük hayvanların (> 300g) yüksek konsantrasyonda izofluran bir gerektirebilir. Anestezi, ameliyat sırasında takip ve izofluran dozu buna göre ayarlanması gerekir. Derinlik ve nefes alma oranı sürekli olarak değerlendirilir ve derin bir ağrı olmaması için ayak tutam değerlendirme (her 5 dakikada bir) yapılmalıdır.
Ameliyat tamamlandıktan sonra, izofluran kapatın ve hayvan stereotaksik cihazdan çıkarılması önce birkaç dakika nefes oksijen izin. Vücut ısısı, cerrahi battaniye ve / hayvan kapsayan ya da operasyon sırasında düzenli bir ısıtma battaniye kullanarak sağlanmalıdır.
3. Göz içi Enjeksiyonlar için Şırınga Hazırlama
Öncelikle, göz içi enjeksiyonları gerçekleştirmek için şırınga sistemi monte edin. 10 mcL RN Gaz geçirmez 1701 Hamilton Şırınga enjeksiyon için kullanılır. Herhangi bir iğne veya şırınga ucundaki RN fındık hediye çıkarın.
Sıkıştırma uydurma, halkalı PFA halkalı PEEK kabına yerleştirin. Sonra şırınganın ucunu tamamen uydurma eklemek ve gevşek üstünden RN somun vida.
RN fındık açıklıktan, sıkıştırma uydurma içine 1 / 16 inç PEEK hortumun bir ucunu. PEEK tüp tam oturduğundan emin olun. PEEK boru sızdırmazlık halkalı sıkıştırmak için RN somunu sıkın.
Çift RN cam bağlaç iki ucunda 3.2 Adım gerçekleştirin. RN somun sıkma PEEK hortumun bir ucunu Çift RN cam coupler serbest ucunu takın.
Çekti cam mikropipet enjeksiyon sistemi için iğne ve namlu oluşturacaktır. Cam pipetler imal için 1.5 mm OD kalın duvarlı cam kapiller tüp kullanın ve cam pipet Çift RN cam coupler serbest ucunu takın. Pipet düzeltmek için RN somunu sıkın.
Çekti cam mikropipetler ince uçlu göz içi enjeksiyonları gerçekleştirmek için genellikle çok küçük. Uygun çaplı bir ipucu oluşturmak için, cerrahi mikroskop kullanarak, görsel rehberliği altında cam pipet ucu kırmak. Buzlu cam bir örnek slayt sonuna pipet kırmak için uygundur. Bir açıda tutun ve pipet ucu sonu yaratmak için cam buzlanma boyunca ovmak. İdeal olarak, son ucu biraz kesik olmalıdır. Bu iyi bir ipucu üretmek için birkaç girişimleri alabilir, bu nedenle kullanmadan önce birden fazla pipetler çekin.
Enjeksiyon sistemi, hidrolik. Bu nedenle, şırınga, PEEK boru ilintileyici, Çift RN cam coupler ve cam mikropipet kullanmadan önce madeni yağ ile doldurulmalıdır. Hamilton Şırınga A.Ş. (PRMKIT) Astar kiti kullanarak, priming şırınga mineral yağ ile doldurun. Viskoz yağ kolayca geçmesine izin için büyük çaplı bir iğne kullanın. Iğne 10 mcL Hamilton şırınga varil içinde uygun Hamilton 90030 iğne ile değiştirin. Daha sonra, mineral yağ enjekte ederken, bir mühür sağlamak amacıyla, Hamilton 90030 iğne üzerinde lastik septum yerleştirin.
Emişli şırınga Hamilton 90030 iğne enjeksiyon sistemi 10 mcL Hamilton şırınga varil arkasına yerleştirin. Bir mühür oluşturmak için şırınga sonuna septum sıkıca basın.
Pistonu yavaşça bastırın. Enjeksiyon sistemi cam elemanları ile mineral yağ geçmek, ve nihayet cam pipet dolum. Yolu boyunca herhangi bir hava kabarcığı kaldırmak için tüm yağ enjeksiyon sistemi üzerinden itin. Mineral yağ dolum şırınga çalışıyorsa sürekli hava kabarcığı oluşumunu önlemek için petrol dağıtımı ise, yavaş yavaş iğneyi çıkartın. Yedek emişli şırınga ve tekrar enjekte.
Tüm sistemi ücretsiz mineral yağ ve kabarcık ile dolduğunda, 10 mcL Hamilton şırınga orijinal piston yerleştirin. Piston ek mineral yağ sistemden kaldırmak için, seyahat sonuna kadar basınız. Cam mikropipet temiz ve% 70 etanol ile temiz şırınga silin.
Withdraw namlu 2 mcL işareti şırınga pistonu. Cam mikropipet sonunda, mineral yağ ve istenilen sıvı enjekte edilecek arasında bir tampon bölge hava ile doldurun. Pipet varil mikropipet sonunda istenilen çözüm yerleştirerek ve Hamilton şırınga pistonu çekilme doldurulabilir. Çözüm fazla 4-5 mcL bir yetişkin sıçan göz içine enjekte etmeyin.
4. Göz İçi Enjeksiyon Yöntemi: Küresel Retina Hedefleme
Anestezi ve güvenli stereotaksik frame (Bölüm 2 açıklandığı gibi) hayvan ile Alcaine gözün kornea topikal uyutmak için damla kullanın. Parmaklar ve yer anestezik çözüm kornea yüzeyinde bir damla ile göz kapaklarını açın.
Bir cam pipet vitreus odasına yerleştirin ve pipet konumunu korumak ve başka istenen bir çözüm sunar şırınga pistonu bastırmak için: Enjeksiyon iki kişi gerekir.
Cerrahi mikroskop, kavrama cam mikropipet ve parmaklarınızla Çift RN cam coupler altında. Enjeksiyon yerinde ters "V" şeklinde oluşturan serbest elin parmakları ile göz kapaklarının sürün. Göz, göz kapaklarının çekiş uygulayarak limbus arkasında arka yüzeyinin açığa yörüngesinin yükselmiş olacak. Enjeksiyon yerinde karşısında parmakları ile "V" şeklinde oluşturarak, bir beşik enjekte zaman göz istikrarın sağlanması için oluşturulmuştur.
Hafifçe aşağı doğru bir açıyla, sklerasına ile kan damarlarının yoksun bir bölgede konjonktiva ile cam mikropipet ucuna takın ve. Pipet sklerasına nüfuz ettiğinde, küçük bir "pop" hissetmeniz gerekir. Hafifçe aşağı doğru bir açıyla pipet takma iğne takarken lens vurma şansını azaltır.
Şırınga tutan kişi, şimdi şırınga 2 mcL işareti Medyumu çözüm 4 mcL enjekte edilmelidir. Enjeksiyon toplam yaklaşık bir iki saniye sürer. > Çok yavaş bir hızda enjekte 3 saniye vitreus haznesinden çözümün ilk yayılmasını azaltır. Böylece prosedürün başarısı doğrulayarak, mikroskop altında vitreus haznesinden kızarma enjekte çözüm görmek mümkün olacak.
Mikropipet yaklaşık 5 saniye süreyle sabit tutun ve daha sonra iğne takılı olduğu gibi aynı yöne çekilecekti. Konjonktiva, skleral ponksiyon mühür yardımcı, küçük bir açıklık içinde geri flep.
Kurtarma sırasında kornea kuruma önlenmesi, hayvan ve bir kurtarma kafesine geri dönmek için oftalmik göz merhemi (Tears Naturale PM) ile kornea yüzeyinde örtün.
Post-cerrahi analjezikler hayvan bakımı makamlarının kurallarına göre idare olmalı ve hayvanların ameliyattan sonra dikkatlice izlenmelidir.
5. Optik Sinir Stump Retina Ganglion Hücreleri seçerek Hedefleme
Optik sinir güdük izleyiciler, uyuşturucu, plazmid, siRNA'lar veya viral vektörlerin uygulanması aşağıdaki axotomy doğrudan retrograd taşıma yoluyla retina ganglion hücrelerinin hedefliyor. Bu ilk "Optik Sinir transeksiyonu Protokolü" 22 göre optik sinir transeksiyonu performans tarafından gerçekleştirilir.
Gelfoam kullanarak, optik sinir içine veya direkt enjeksiyon: bu yordamı gerçekleştirmek için iki ana yöntem vardır.
Ancak deneysel tedaviler sunan, üstün colliculus 1 hafta önce axotomy retrograd izleyiciler enjekte edilerek ön-etiket retina ganglion hücrelerinin arzu optik sinir gelfoam yöntemi, izleme retrograd benzer. Bu bazı durumlarda nöron izleyiciler deneysel maddeler ya da tam tersi retrograd taşıma ile karışabilir, çünkü hücre izlemek için önemlidir.
Optik sinir kesilir hemen sonra, deneysel bir çözüm batırılmış gelfoam küçük bir parça, transeksiyon optik sinir güdük üzerine yerleştirilir. Orbital içeriği daha sonra önceki konumuna geri döndü. Göz, optik sinir üzerinde kalmasını sağlayarak, forseps, aşağı yörüngesine gelfoam parçası itmek için kullanmak için gerekli bir nötral pozisyonda iade edilir.
Enjeksiyon tekniği retrograd axoplasmic akış tarafından taşınan olmak için akson sitoplazmasında erişmek gerekir maddelerin teslimi için daha etkilidir. Bu siRNA'lar ve plazmid, ve bazı durumlarda viral vektörlerin içerir. 5-10 mcL Hamilton şırınga transeksiyon optik sinir içine istenilen çözüm enjekte etmek için kullanılır.
Ince uçlu Dumont forseps ile optik sinir kenar tutuş. Eğim artık görünmez olana kadar, paralel sinir, optik sinir içine iğne ucunu. Her tarafta takılı iğne sinir kaplı olacaktır. Kısa bir konik iğne arzu edilir.
N sonraeedle sinir eklenir, hafifçe ince uçlu forseps ile sinir tarafı sıkmak ve şırınga bir çeyrek tur saat yönünde veya saat yönünün tersine dönerken çözüm dörtte biri enjekte.
Adım 5.7 iğne tam bir dönüşü tamamlamış ve şırınga tüm içeriğini enjekte kadar tekrar devam edin. En iyi sonuçlar için bir gaz geçirmez 10 mcL Hamilton şırınga kullanarak çözüm toplam 10 mcL enjekte edilir.
Sinir şırınga ucu çıkarın. Bu akson uçlarında alımı için ek bir havuz oluşturacak yörüngesinin içinde sinir kaynatılır fazla enjekte edilen sıvı bırakın.
Kendi orijinal konumuna yörünge içeriği ile döner, yara kapatın ve hayvan kurtarmak için izin verir.
Post-cerrahi analjezikler hayvan bakımı makamlarının kurallarına göre idare olmalı ve hayvanların ameliyattan sonra dikkatlice izlenmelidir.
6. Temsilcisi Sonuçlar:
Göziçi enjeksiyonları küresel retinada tüm hücreleri hedef ve vitreus odasına bitişik, en içteki nöronal tabaka, retina ganglion hücrelerinin bulunmaktadır yaralı RGCs teslim maddeler için iyi çalışır. RGCs transeksiyon optik sinir güdük maddelerin sunarak doğrudan hedef olabilir. Şekil 1'de gösterildiği gibi sinir güdük peptidler, uyuşturucu, vektörler, plazmid ya da siRNA'lar kullanarak Fluorogold retrograd etiketli RGCs hedeflenebilir. Şekil 1A-C, üstün colliculus içine Fluorogold enjekte edilerek önceden etiketli RGCs somata bir Cy3 etiketli peptid lokalizasyonu gösteriyor. Cy3 etiketli peptidler axotomy hemen sonra optik sinir enjekte edildi ve retina fiksasyonu sırasında doku liç peptidler önlemek için canlı görüntülendi. Şekil 1D-F Cy3 etiketli siRNA'lar ve axotomized RGCs Fluorogold retrograd tracer lokalizasyonu gösteriyor. Cy3 etiketli siRNA'lar axotomy hemen sonra optik sinir güdük içine enjekte edildi ve retina canlı görüntülü.
Şekil 1 flatmounted retina, optik sinir güdük içine etiketli peptidler veya siRNA'lar ya axotomy ve enjeksiyon sonrası 1 gün RGCs Epifloresans mikrograflar . (A) Fluorogold retrograd 1 gün postaxotomy axotomized RGCs etiketleme (B) etiketli peptidler retrograd ulaşım, optik sinir içine axotomy ve peptid enjeksiyon sonrası 1 gün sonra RGCs Cy3 floresan. (C) Overlay ve (A) ve (B) Fluorogold etiketli RGCs Cy3 etiketli peptidler seçici lokalizasyonu gösteren. (DF), Fluorogold etiketli RGCs (D) hücre gövdeleri de bindirme (F) gösterildiği gibi, 24 saat önce optik sinir güdük içine enjekte Cy3 etiketli siRNA'lar (E) ile doldurulur. AC ölçek çubuğu 50 mm. DF Ölçek çubuğu 20 mm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS nöron apoptozis yüksek tekrarlanabilir bir model. Bu yazının gösterdiği deneysel manipülasyonlar yaralanma sonrası RGC apopitoz mekanizmalarının çalışma izin verir.
Göziçi enjeksiyonları retina küresel hedefleme için yararlıdır. Bu prosedür, cam pipet ucu ile lens kesmemeye kritik olduğu gibi, bazı pratik gerektirir. Lens hasar değiştirerek hücre sağkalım ve rejenerasyon 20, 21, büyüme faktörlerinin salınımına neden olduğu gösterilmiştir. Dikkatlice yerleştirin ve cam pipet ucu yönüne paralel çekmek için de önemlidir. Cam pipet ucu üzerinde herhangi bir yanal kuvvet lens veya retinaya zarar vitreus odasına girmek için bir cam parçası neden olabilir. Çok ince bir ucu ile bir pipet kullanarak viskoz çözümleri teslim izin vermeyebilir. Ayrıca, son derece ince bir ucu sklerasına yanlışlıkla objektif delinmesiyle şansı artan delinirse dokunsal geribildirim vermek değildir. Mikroskop altında görülen herhangi bir delinme işaretleri objektif, açık ve özgür kalmalıdır. Lens bozuksa, katarakt genellikle oluşturacak ve lens üzerinde bulut olacak ve bu deney sonuçları ekarte edilmelidir.
Şırınga sistemi en iyi yolu boyunca hiçbir hava kabarcığı olduğunda çalışır. Hava genişletmek ve çözüm geri çekilmesi ya da teslim yanıt azalan sıkıştırabilirsiniz. Hava kabarcıkları görünmüyorsa, onları emişli şırınga ve mineral yağı ile yıkayın. Sıkıştırma parçaları ile Çift RN cam adaptörü, pipet, farklı hayvanlar, tedaviler, ya da bir kırılma durumunda arasında verimli değişen yapar. Bu sistem, sağlam ve ferülü sürece pipetler dikkatle takılı olarak değiştirilmesi gereken önce uzun yıllar sürecek.
Doğrudan optik sinir enjekte RGCs hedef birkaç uyarılar oldukça hızlı bir işlemdir. Optik sinir güdük çok kısaysa, enjeksiyonlar zorlaştırır. Kısa güdük de eğim seviyesine kadar takılı olduğu gibi iğne optik sinir başı yakınında retina damarları zarar vereceği şansı artar. Bu tekniği ile sinir enjeksiyonları yaparken Böylece, yaklaşık 2 mm uzunluğunda bir optik sinir güdük arzu edilir. Enjeksiyonları şırınganın konik tamamen optik sinir içine zaman en iyi şekilde çalışır. , Bu sıvı böylece enjeksiyonunun etkinliğini azaltarak enjeksiyon yerinde çıkmak için izin, düşük dirençli bir bölge oluşturur sinir tarafında üzerinden iğne ucu geçmek alınmalıdır.
Gibi viral parçacıkların ya da dönüştürülmüş hücreleri gibi potansiyel biyolojik tehlikeler ile çalışırken, kurumsal kurallar ve güvenlik prosedürlerini takip etmek önemlidir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Bahr, M. Live or let die - retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends Neurosci 23(10): 483-90 (2000).
Isenmann, S., Kretz, A., & Cellerino, A. Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration. Prog Retin Eye Res 22(4): 483-543 (2003).
Koeberle, P.D., & Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone? J Neurobiol 59(1): 162-80 (2004).
Weishaupt, J.H., & Bahr, M. Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system - molecular death and survival pathways. Restor.Neurol.Neurosci. 19(1-2): 19-27 (2001).
Arai-Gaun, S., et al. Heme oxygenase-1 induced in muller cells plays a protective role in retinal ischemia-reperfusion injury in rats. Invest Ophthalmol Vis Sci 45(11): 4226-32 (2004).
Bainbridge, J.W., Tan, M.H., & Ali, R.R. Gene therapy progress and prospects: the eye. Gene Ther 13(16): 1191-7 (2006).
Di Polo, A., et al. Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells. Proc Natl Acad Sci U S A 95(7): 3978-83 (1998).
Herard, A.S., et al., siRNA targeted against amyloid precursor protein impairs synaptic activity in vivo. Neurobiol Aging 27(12): 1740-50 (2006).
Koeberle, P.D., & Bahr, M.The upregulation of GLAST-1 is an indirect antiapoptotic mechanism of GDNF and neurturin in the adult CNS. Cell Death Differ 15(3): 471-83 (2008).
Koeberle, P.D., Gauldie, J. & Ball, A.K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. Neuroscience, 125(4): 903-20 (2004).
Naik, R., Mukhopadhyay, A., & Ganguli, M. Gene delivery to the retina: focus on non-viral approaches. Drug Discov Today, 14(5-6): 306-15 (2009).
van Adel, B.A., et al. Delivery of ciliary neurotrophic factor via lentiviral-mediated transfer protects axotomized retinal ganglion cells for an extended period of time. Hum Gene Ther, 14(2): 103-15 (2003).
Alexander, J.J., & Hauswirth, W.W. Adeno-associated viral vectors and the retina. Adv Exp Med Biol, 613: 121-8 (2008).
Allocca, M., et al. AAV-mediated gene transfer for retinal diseases. Expert Opin Biol Ther, 6(12): 1279-94 (2006).
Surace, E.M., Auricchio, A. Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer. Vision Res 48(3): 353-9 (2008).
Garcia-Valenzuela, E., et al. Axon-mediated gene transfer of retinal ganglion cells in vivo. J Neurobiol, 32(1): 111-22 (1997).
Koeberle, P.D., Wang, Y., & Schlichter, L.C. Kv1.1 and Kv1.3 channels contribute to the degeneration of retinal ganglion cells after optic nerve transection in vivo. Cell Death Differ, 17(1): 134-44 (2010).
Kugler, S., et al. Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death. Gene Ther, 6(10): 1759-67 (1999).
Lingor, P., et al. Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo. Brain, 128(Pt 3): 550-8 (2005).
Leon, S., et al. Lens injury stimulates axon regeneration in the mature rat optic nerve. J Neurosci, 20(12): 4615-26 (2000).
Mansour-Robaey, S., et al. Effects of ocular injury and administration of brain-derived neurotrophic factor on survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells. Proc Natl Acad Sci U S A, 91(5): 1632-6 (1994).
D'Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D., Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System http://www.jove.com/details.stp?id=2241 doi: 10.3791/2241. J Vis Exp. (submitted).
Formal Correction: Erratum: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS Posted by JoVE Editors on 05/31/2011.
Citeable Link.
