The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
The JoVE video player is compatible with HTML5 and Adobe Flash. Older browsers that do not support HTML5 and the H.264 video codec will still use a Flash-based video player. We recommend downloading the newest version of Flash here, but we support all versions 10 and above.
Unable to load video. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
An unexpected error occurred. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
السكتة الدماغية هي من بين الأسباب الأكثر شيوعا للوفاة والعجز الكبار ، لا سيما في البلدان المتقدمة للغاية. ومع ذلك ، وخيارات العلاج حتى الآن محدودة للغاية. لتلبية الحاجة إلى نهج العلاجية الرواية ، والسكتة الدماغية البحوث التجريبية توظف كثيرا من النماذج من نقص الأوكسجين الدماغي القوارض التنسيق. معظم الباحثين استخدام إطباق دائمة أو مؤقتة من الشريان الدماغي الأوسط (MCA) في الفئران أو الجرذان.
انسداد الشرايين القريبة من الدماغ المتوسط (MCA) من خلال تقنية خياطة داخل اللمعة (ما يسمى خيوط الدرز أو النموذج) هو على الارجح النموذج الأكثر استخداما في البحوث التجريبية السكتة الدماغية. نموذج MCAO داخل اللمعة يوفر ميزة على إحداث نقص الأوكسجين عابرة أو استنساخه الدائم للأراضي MCA نسبيا بطريقة غير الغازية. النهج داخل اللمعة يقطع تدفق الدم في كامل أراضي هذا الشريان. خيوط بالتالي انسداد تدفق الاعتقالات الأقرب إلى الشرايين lenticulo - المخططية ، التي تمد العقد القاعدية. خيوط يمكن انسداد نتائج MCA في الآفات استنساخه في القشرة والمخطط وتكون إما دائمة أو عابرة. في المقابل ، حمل نماذج البعيدة (لالمتفرعة من الشرايين lenticulo - المخططية) MCA إطباق الغيار عادة المخطط ينطوي في المقام الأول والقشرة المخية الحديثة. بالإضافة هذه النماذج لا تتطلب قطع القحف. في النموذج أظهر في هذه المقالة ، يتم إدخال خيوط السيليكون مغلفة في الشريان السباتي المشترك ومتقدمة على طول الشريان السباتي الداخلي في دائرة ويليس ، حيث كتل منشأ الشريان الدماغي الأوسط. في المرضى ، وانسداد الشريان الدماغي الأوسط هي من بين الأسباب الأكثر شيوعا من السكتات الدماغية. يمكن أن يتم اختياره منذ فترات متفاوتة الدماغية بحرية في هذا النموذج بالاعتماد على نقطة للمرة ضخه ، والآفات الدماغية بدرجات متفاوتة من الشدة يمكن أن تنتجه. ضخه من قبل إزالة خيوط الإطباق على الأقل جزئيا نماذج استعادة تدفق الدم بعد تحلل (طن سنويا) عفوية أو العلاجية لجلطة انصمامية في البشر.
في هذا الفيديو سوف نقدم هذه التقنية الأساسية فضلا عن المزالق الكبرى والإرباك الذي قد يحد من القيمة التنبؤية لهذا النموذج.
لضمان جودة عالية واستنساخ ، نوصي استخدام إجراءات التشغيل الموحدة (سوب). في هذا الفيديو ، ويتم تطبيق إجراءات العمل الموحدة كما نشرت المتقدمة واستخدامها في المختبر لدينا. 1
1. انسداد الشريان الدماغي الأوسط
الفئران هي مخدرة مع النظام مخدر المناسبة في التشاور مع الموظفين البيطريين. (مثلا التعريفي مع 1.5 -- 2 ٪ Isoflurane والصيانة مع 1.0 -- 1.5 ٪ في Isoflurane N2O 03/02 و 1 / 3 O2 باستخدام المرذاذ).
يتم الاحتفاظ درجة حرارة الجسم من الفئران على 36،5 درجة مئوية ± 0.5 درجة مئوية أثناء الجراحة مع لوحة التدفئة. ينصح بشدة ردود الفعل وسادة التدفئة للرقابة ، الذي يدفئ وفقا لدرجة حرارة المستقيم من الفأرة.
تطهير الجلد والفرو المحيطة بها مع وكيل المناسب (مثل الكحول الإيثيلي 70 ٪) وجففها بعد ذلك.
يتم إجراء شق الرقبة خط الوسط ويتم سحبها في الأنسجة اللينة إربا.
يتم تشريح بعناية الشريان السباتي الأيسر الشائع (LCCA) خالية من الأعصاب المحيطة (ودون الإضرار بمصالح العصب المبهم) ويتم إجراء ضمد به 6.0/7.0 السلسلة. ويمكن أيضا أن تستخدم 5.0 السلسلة.
ثم يتم فصل الشريان السباتي الأيسر الخارجية (LECA) ويتم إجراء العقدة الثانية.
المقبل ، يتم عزل الشريان السباتي الأيسر الداخلية (LICA) ومستعدة عقدة مع خيوط 6.0.
بعد الحصول على عرض جيد من الشريان السباتي الداخلي اليسار (LICA) والشريان الأيسر جناحية (LPA) ، يتم قص كلا الشرايين والاوعية الدموية الدقيقة باستخدام قصاصة.
يتم قطع ثقب صغير في LCCA معروضا bifurcates إلى LECA وLICA و. ومن ثم قدم وحيدة المصنوعة من النايلون 8،0 المغلفة مع خليط تصليب السيليكون (أنظر أدناه) في LICA ، حتى أنه يتوقف عند مقطع. الاهتمام يجب أن يدفع بعدم دخول الشريان القذالي. (الشكل 1)
يتم فتح الشرايين في حين قص يتم إدراج خيوط في LICA لتسد أصل LMCA في دائرة ويليس.
إغلاق العقدة الثالثة على LICA لإصلاح خيوط في الموقف.
الفئران تلقي المالحة 0،5 مل تحت الجلد وتجديد وحدة التخزين. لتخفيف الألم ، ويطبق موضعيا يدوكائين هلام في الجرح.
إذا كان المقصود ضخه والفئران البقاء لمدة 30-90 دقيقة انسداد في قفص ساخنة ، قد تكون مغلقة على الجرح مع مقطع خياطة صغيرة. بعد ذلك ، يتم تنفيذ عملية التخدير الثانية ، والثالثة على عقدة ICA هو لحظة فتح وسحب خيوط.
يتم تقصير الخيوط المتبقية ويتم تكييفها مع الجلد خياطة جراحية.
جميع الحيوانات الحصول على تجديد الجزء الثاني كما هو موضح أعلاه.
يتم وضع الحيوانات في قفص ساخن لمدة ساعتين للسيطرة على درجة حرارة الجسم.
يجب فحص الحيوانات يوميا بعد عملية جراحية لعلامات الانزعاج. يمكن أن تظهر بعض الفئران آخر وفقدان الوزن الجراحية. انهم يحصلون على غذاء المهروسة في طبق بتري ، وضعت على الأرض لتشجيع تناول الطعام. يتم استبدال المواد الغذائية يوميا لمدة سبعة أيام.
2. عملية صورية
لعمليات صورية يتم إدراج خيوط لتسد LMCA وسحبت على الفور للسماح ضخه الفورية (1.8). العملية اللاحقة مطابقة لتلك التي أجريت على الحيوانات تمر نقص الأوكسجين الدماغي (1،9-1،14) بما في ذلك تخدير الثانية.
3. إعداد الشعيرة
وينبغي النظر في عقم للخيوط. استخدام معدات معقمة وكذلك التعامل مع المناسبة من خيوط وبعد ذلك شرطا أساسيا لعملية جراحية معقمة. التطهير من خيوط أمر صعب ، لأن العديد من الأساليب الشائعة التعقيم قد تسوء نوعية خيوط. لكن أساليب مثل الإشعاع ، على سبيل المثال مع ضوء الأشعة فوق البنفسجية أو الأشعة γ ، أو التعقيم الكيميائي ، على سبيل المثال مع غازات شديدة التفاعل مثل أكسيد الإثيلين ، قابلة للتطبيق.
تقطع خيوط النايلون 8،0 في أطوال 11 ملم تحت المجهر
يجب أن تكون مغلفة طرف الخيط تماما وبالتساوي على طول 8 ملم مع خليط من تصليب Xantopren M الغشاء المخاطي والمنشط Optosil NF
4. ممثل النتائج
اعتمادا على مدة تقييد تدفق الدم ، والحركية المختلفة والسلوكية نتيجة العجز. على حد سواء بعد 30 و 60 دقيقة من نقص الأوكسجين الدماغي ، والحيوانات في معظم الحالات تظهر انخفاض المقاومة لدفع الأطراف وتدور بسبب اضطراب في الحركة. أخف تتظاهر الآفات موقفا المثنية في الجبهة لىMBS. ويمكن استخدام هذه العلامات يمكن ملاحظتها بسهولة على درجة الأساسية لنجاح العملية. 2
يمكن أن يكون شكليا المقررة الآفة باستخدام الأنسجة أو التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI). ستون دقيقة انسداد الشريان الدماغي الأوسط تنتج pannecrosis الأنسجة في المنطقة بما في ذلك المخطط والقشرة المخية الحديثة على حد سواء ، وبينما 30 دقيقة من نقص الأوكسجين يسبب موت الخلايا العصبية أساسا تقتصر على المخطط. 3 (الشكل 2) ومن حيث حجم احتشاء ، ونحن نتوقع الانحراف المعياري أقل من 30 ٪ في مجموعة من العمليات. وفيات يعتمد على الوقت مع إطباق نحو 5 ٪ بعد 30 دقيقة من نقص الأوكسجين و 10 -- 20 ٪ بعد 60 دقيقة.
احتمال آخر الغازية الحد الأدنى هو استخدام الليزر دوبلر flowmetry (LDF) خلال العملية ، التي تسمح للسيطرة المباشرة من نجاحه. في حيوان الفردية ، والحد إلى 10 -- 20 ٪ من قيم preocclusion يشير بوضوح تحريض الناجح لنقص التروية الدماغية الوصل 4 ومع ذلك ، لا يمكن LDF أن تستخدم كوسيلة لإجراء مقارنات بين الأفراد ، منذ LDF يمكن قياس فقط التغيرات الكمية (بالنسبة المئوية) من الدم. تدفق داخل نسيج عينة صغيرة الحجم ومحدودة. أنها لا تعطي معلومات عن مدى المكاني للحد من تدفق الدم. 5
هناك عدة اختبارات لتقييم الجوانب السلوكية بعد السكتة الدماغية ، بما في ذلك تحليل مشية 6،7 ، Rotarod 8 ، 9،10 القطب اختبار لاصقة اختبار إزالة 11،12 ، 13،14 اختبار الدرج ، سلم اختبار درجة 15،16 وموريس متاهة مائية 17. في كل هذه التجارب ، والفئران التعرض للMCAo أداء أقل من الحيوانات بنجاح السيطرة.
الشكل 1. مخطط للهيكل السفينة التي تغذي الدماغ (كما هو مبين في الخلفية) في الماوس. سلالات مختلفة قد تظهر الاختلافات ، وعلى سبيل المثال الشريان القذالي يترك أحيانا من الشريان السباتي الداخلي.
الشكل 2. توضيح تخطيطي من أحجام الآفة النموذجية بعد نقطة زمنية مختلفة من ضخه في النموذج MCAo القريبة. في الوسط ، وصفت مسار نموذجي من النشاط الدماغي وظيفية وتدفق الدم بعد MCAo. (MCAo : الشرق الدماغي انسداد الشريان ، LDF : ليزر لقياس تدفق دوبلر)
قدم نموذج عابرة ، انسداد MCA القريبة 18،19 يحاكي هنا واحدة من الأنواع الأكثر شيوعا من السكتات الدماغية في المرضى. 20 واستنادا مرات ضخه متغير ، ويقدم نموذجا درجات مختلفة من الضرر تتراوح بين هجوم نقص تروية عابرة (TIA) إلى الكبيرة عوائق بما في ذلك أجزاء كبيرة من نصف الكرة الدماغية. وهذا يسمح للباحث لدراسة الآليات الفيزيولوجية المرضية المختلفة بعد السكتة الدماغية. 20،21
يمكن إجراء عملية جراحية في فترة زمنية قصيرة ، وتنتج الآفات استنساخه للغاية. ومع ذلك ، وهذا يتطلب مراقبة دقيقة من الإرباك 22 الفروق الصغيرة في تقنية العملية قد تكون مسؤولة عن تأثيرات مختلفة على احتشاء. 23،24 وعلاوة على ذلك ، ويرجع ذلك إلى الفروق في تشريح الأوعية الدموية الدماغية ، وسلالات مختلفة الماوس تظهر نتائج مختلفة. 25،26 الهيئة درجة الحرارة يؤثر على الجهاز العصبي الضرر ، مع انخفاض درجة الحرارة يؤدي إلى آفات أصغر 27 و ارتفاع الحرارة إلى عجز أشد (28). بالتالي التحكم في درجة الحرارة ، والصيانة ذات الصلة للغاية في هذا النموذج (29). بالإضافة إلى ذلك ، ضغط الدم وغازات الدم والإرباك هاما من نتائج ، وتحتاج إلى يتم رصدها. ينصح 30،31 استخدام طرق سريعة والغازية الحد الأدنى (غير الغازية قياس ضغط الدم ، ومناسبة وسهلة الوصول إلى مواقع جمع الدم). اختيار مخدر المهم أيضا للغاية ، كما أن البعض قد يكون لها آثار اعصاب ، و / أو أن تكون موسعات ، وعلى سبيل المثال Isoflurane 32 وبالتالي ، ينبغي أن يكون التعرض للتخدير أن تكون قصيرة قدر الإمكان وموحدة. استثنينا الحيوانات التي خضعت لعملية جراحية لمدة أطول من 15 دقيقة.
حلق موقع الجراحية تنتج microabrasions والالتهابات والنشرات شظايا الشعر. هذا قد زيادة الالتهاب وتعزيز العدوى المحلية ، والتي قد تؤثر على فيزيولوجيا السكتة الدماغية. قد ظروف السكن ، وبخاصة استخدام التخصيب ، تؤثر نتائج السكتة الدماغية ، وينبغي أن تكون موحدة وصفها في التقارير البحثية. 6،33،34 استخدام تخصيب البيئية وتأثيرها على استنساخ هو موضوع نقاش (35). المحير الآخر المهم هو السكتة الدماغية الناجمة عن مخاطر الإصابة خاصة بعد أوقات أطول من نقص الأوكسجين 36 ، الأمر الذي يؤدي إلى اعتلال إضافية وزيادة معدل الوفيات. 37،38 أما أعراض العدوى أصبحت اليوم في حوالي 3-5 ، وهذا له آثار مهمة على المدى الطويل في متابعة مثل هذه النماذج.
لتحقيق نتائج ذات الصلة لوضع استراتيجيات علاجية جديدة لتوحيد المقاييس ومراقبة الجودة والسكتة الدماغية مهم للغاية في مجال البحوث قبل السريرية متعدية السكتة الدماغية 39 "الممارسة المعملية الجيدة" 40،41 ولايات :
وصفا مفصلا لمناسبة والحيوانات المستخدمة ؛
حساب حجم العينة وإعداد التقارير عن حجم التأثير المتوقع ؛
وقد تم تمويل هذا العمل عن طريق برنامج الاتحاد الأوروبي الإطاري السابع (FP7/2007-2013) بموجب اتفاق منحة رقم 201024 ورقم 202213 (الشبكة الأوروبية السكتة الدماغية). وقدم تمويل إضافي من قبل الفراء Bundesministerium الإضافية اطلعوا اوند Bildung (مركز أبحاث السكتة الدماغية في برلين) ، وجمعية الألمانية للبحوث (Exzellenzcluster NEUROCURE).
فإن الكتاب أود أن أشكر Mareike Thielke (الإعالة التجريبي للأعصاب ، شاريتيه برلين) للدعم خلال العملية وإلكه لودفيغ (خدمات الفيديو شاريتيه) لإنتاج الرسوم المتحركة.
Dirnagl, U. & Members of the MCAO-SOP Group, Standard operating procedures (SOP) in experimental stroke research: SOP for middle cerebral artery occlusion in the mouse. Nature Precedings (Available online <http://precedings.nature.com/documents/3492/version/2>) (2010).
Bederson, J.B. et al., Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke 17 (3), 472-476 (1986).
Katchanov, J. et al., Selective neuronal vulnerability following mild focal brain ischemia in the mouse. Brain Pathol 13 (4), 452-464 (2003).
Dirnagl, U., Complexities, Confounders, and Challenges in Experimental Stroke Research: A checklist for researchers and reviewers in Rodent models of stroke, edited by U. Dirnagl (Springer, New York Dordrecht Heidelberg London, 2010), pp. 267.
Dirnagl, U., Kaplan, B., Jacewicz, M., & Pulsinelli, W., Continuous measurement of cerebral cortical blood flow by laser-Doppler flowmetry in a rat stroke model. J Cereb Blood Flow Metab 9 (5), 589-596 (1989).
Wang, Y. et al., A comprehensive analysis of gait impairment after experimental stroke and the therapeutic effect of environmental enrichment in rats. J Cereb Blood Flow Metab 28 (12), 1936-1950 (2008).
Lubjuhn, J. et al., Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods 184 (1), 95-103 (2009).
Jones, B.J. & Roberts, D.J., The quantiative measurement of motor inco-ordination in naive mice using an acelerating rotarod. J Pharm Pharmacol 20 (4), 302-304 (1968).
Matsuura, K., Kabuto, H., Makino, H., & Ogawa, N., Pole test is a useful method for evaluating the mouse movement disorder caused by striatal dopamine depletion. J Neurosci Methods 73 (1), 45-48 (1997).
Bouet, V. et al., Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol 203 (2), 555-567 (2007).
Freret, T. et al., Delayed administration of deferoxamine reduces brain damage and promotes functional recovery after transient focal cerebral ischemia in the rat. Eur J Neurosci 23 (7), 1757-1765 (2006).
Modo, M. et al., Neurological sequelae and long-term behavioural assessment of rats with transient middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods 104 (1), 99-109 (2000).
Montoya, C.P., Campbell-Hope, L.J., Pemberton, K.D., & Dunnett, S.B., The "staircase test": a measure of independent forelimb reaching and grasping abilities in rats. J Neurosci Methods 36 (2-3), 219-228 (1991).
Baird, A.L., Meldrum, A., & Dunnett, S.B., The staircase test of skilled reaching in mice. Brain Res Bull 54 (2), 243-250 (2001).
Metz, G.A. & Whishaw, I.Q., Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. J Neurosci Methods 115 (2), 169-179 (2002).
Farr, T.D., Liu, L., Colwell, K.L., Whishaw, I.Q., & Metz, G.A., Bilateral alteration in stepping pattern after unilateral motor cortex injury: a new test strategy for analysis of skilled limb movements in neurological mouse models. J Neurosci Methods 153 (1), 104-113 (2006).
Morris, R., Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods 11 (1), 47-60 (1984).
Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., & Ooneda, G., Experimental studies of ischemic brain edema. I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke 8, 1 - 8 (1986).
Longa, E.Z., Weinstein, P.R., Carlson, S., & Cummins, R., Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke 20 (1), 84-91 (1989).
Endres, M. & Dirnagl, U., Neuroprotective Strategies in Animal and in vitro-Models of Neuronal Damage: Ischemia and Stroke in Molecular and Cellular Biology of Neuroprotection in the CNS, edited by Christian Alzheimer (Kluver Academic and Landes Bioscience, New York, 2003), Vol. 513, pp. 455 - 474.
Dirnagl, U., Iadecola, C., & Moskowitz, M.A., Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends Neurosci 22 (9), 391-397 (1999).
Liu, S., Zhen, G., Meloni, B.P., Campbell, K., & Winn, H.R., Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med 2 (2), 2-27 (2009).
Chen, Y., Ito, A., Takai, K., & Saito, N., Blocking pterygopalatine arterial blood flow decreases infarct volume variability in a mouse model of intraluminal suture middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods 174 (1), 18-24 (2008).
Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S.S., & Weinstein, P.R., Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res 970 (1-2), 131-139 (2003).
Beckmann, N., High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med 44 (2), 252-258 (2000).
Barone, F.C., Knudsen, D.J., Nelson, A.H., Feuerstein, G.Z., & Willette, R.N., Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab 13 (4), 683-692 (1993).
Florian, B. et al., Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia. Neurosci Lett 438 (2), 180-185 (2008).
Noor, R., Wang, C.X., & Shuaib, A., Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett 349 (2), 130-132 (2003).
Barber, P.A., Hoyte, L., Colbourne, F., & Buchan, A.M., Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes. Stroke 35 (7), 1720-1725 (2004).
Shin, H.K. et al., Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke 39 (5), 1548-1555 (2008).
Bottiger, B.W. et al., Global cerebral ischemia due to cardiocirculatory arrest in mice causes neuronal degeneration and early induction of transcription factor genes in the hippocampus. Brain Res Mol Brain Res 65 (2), 135-142 (1999).
Kapinya, K.J., Prass, K., & Dirnagl, U., Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism? Neuroreport 13 (11), 1431-1435 (2002).
Endres, M. et al., Mechanisms of stroke protection by physical activity. Ann Neurol 54 (5), 582-590 (2003).
Gertz, K. et al., Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow. Circ Res 99 (10), 1132-1140 (2006).
Richter, S.H., Garner, J.P., & Wurbel, H., Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods 6 (4), 257-261 (2009).
Liesz, A. et al., The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia: immunodepression versus immunomodulation. Stroke 40 (8), 2849-2858 (2009).
Meisel, C., Schwab, J.M., Prass, K., Meisel, A., & Dirnagl, U., Central nervous system injury-induced immune deficiency syndrome. Nat Rev Neurosci 6 (10), 775-786 (2005).
Engel, O. & Meisel, A., Models of Infection Before and After Stroke: Investigating New Targets. Infect Disord Drug Targets 9 (5) (2010).
Dirnagl, U., Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab 26 (12), 1465-1478 (2006).
Macleod, M.R. et al., Good laboratory practice: preventing introduction of bias at the bench. Stroke 40 (3), e50-52 (2009).
STAIR Group, Recommendations for standards regarding preclinical neuroprotective and restorative drug development. Stroke 30 (12), 2752-2758 (1999).
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Congratulations for this video. my name is tiago cavalcante and I work in the research clinic laboratory in rouen - france. I'd like to known the xantopren/optosil that you use for buying and how do you make the mixture?thank you and congratulations.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
To answer an oftne asked question about the filaments, let me briefly describe it here.
Before I come to the filament preparation, I would like to let you know, that these filaments are also commercially available ( http://www.doccol.com/ ).
For the filament prepararion, we use from Heraeus the silicon Xantopren M and the activator Universal Plus.
For the preparation of the filament, first cut 8-0 nylon monofilaments into length of 11 mm (or 12 mm, if you intend to make the hole a little bit more backwards)
Afterwards, you take a size of a pea of Xantopren M and put it on a piece of paper (e.g. with a forceps) You should prepare your filament ready to grasp now.
Then you take a small amount of Activator and mix it with the Xantopren. Take the filament and pull it through the silicon. Afterwards you remove excessive silicon to achive an evenly and completely coated filament.
It’s of importance, not to use to much activator (silicon gets hard very fast) and not to less (no hardening). The mass should stay flexible for a couple of minutes and then harden completely.
As this depends on the instruments you use and your personal way of doing it, the best way is to test it out in your lab, and you will soon get a feeling about the optimal ratio for you (less activator makes it easier).
Filament should be in total 0.18 – 0.2 mm in diameter.
Silicon hardens within ca. 5 min, we stick the uncoated end in modelling clay and let the filaments dry in air.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
I have a bad rate of success in getting the right measure of the diameter of the silicon.
I see in the video that you use a paper with lines to remove the silicon in excess, do you compare the diameter with the lines on the paper to have a correct measure? is it a particular type of paper?
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Sorry for answering later.
We don't use a special paper. The paper is normal 80g/m2 printer paper, as it is a suitable ground for removing excessive silicon mixture.
A very exact measure is to have measurement lines in the ocular of your microscope. The more simple (and cheap) possibility is to use one measured filament with the right diameter as reference.
This could be one of your own or a comercial one.
Generally, the clue to success is the right mixture of silicone/hardener. If one uses to much hardener, the silicon hardens too fast and you don't get a proper result. I guess that this might be an explanation.
If you try with very little hardener, you will easily get smooth filaments in the right thickness. Then increase the hardener until the filaments hardens firmly after 5 min drying.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi there,
Great informative video, I was just wondering which supplier you use for the Xantopren M Mucosa and the Activator Universal Plus?
Thanks
Fiona
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Personally, I put a small amount of Xantopren M Mucosa on a paper (approximately the size of a pea). I then just add a drop of the activator (I take this drop in my forceps, and I have a mark on my forceps, how big the drop should be).
That sounds pretty unprecise, but basically there is not the one and only ratio. The more activator you take, the faster it hardens - so it should harden slower than your working speed.
On the other hand, it should harden enough that your filament reach a certain stiffness (which is depending on your preferences during OP).
I would recommend to play a little bit with the ratio and check how it suits you.
For example, my drop is in a straight #5 Dumont forceps 2.3 cm long.
2
ReplyPosted by: weiFebruary 2, 2012, 2:02 AM