The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.
The JoVE video player is compatible with HTML5 and Adobe Flash. Older browsers that do not support HTML5 and the H.264 video codec will still use a Flash-based video player. We recommend downloading the newest version of Flash here, but we support all versions 10 and above.
Unable to load video. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
An unexpected error occurred. Please check your Internet connection and reload this page. If the problem continues, please let us know and we'll try to help.
שבץ מוחי הוא בין הגורמים השכיחים ביותר למוות ונכות מבוגר, במיוחד במדינות מפותחות. עם זאת, אפשרויות הטיפול עד כה מוגבלים מאוד. כדי לענות על הצורך גישות טיפוליות הרומן, שבץ מחקר ניסיוני לעתים קרובות מעסיקה מודלים מכרסמים ischaemia מוחי מוקדי. רוב החוקרים להשתמש חסימה קבועה או חולפת של עורק המוח האמצעי (MCA) בעכברים או חולדות.
חסימה הפרוקסימלי של עורק המוח האמצעי (MCA) באמצעות טכניקת תפר intraluminal (מה שנקרא חוט להט או מודל תפר) הוא כנראה דגם הנפוצות ביותר בשימוש במחקר ניסיוני שבץ. המודל intraluminal MCAO מציעה את היתרון של גרימת ischaemia חולפת או קבועה לשחזור השטח MCA בצורה יחסית לא פולשנית. גישות Intraluminal לקטוע את זרימת הדם בכל השטח של העורק הזה. נימה חסימה ובכך מעצרים תזרים הפרוקסימלי של lenticulo-מפוספסים העורקים, אשר מספקים את הגרעינים הבזליים. נימה חסימה של תוצאות MCA בנגעים לשחזור בקליפת המוח ואת בסטריאטום והוא יכול להיות קבוע או חולף. לעומת זאת, מודלים גרימת דיסטלי (עם הסתעפות של lenticulo-מפוספסים העורקים) MCA חסימה בדרך כלל לחסוך בסטריאטום ובעיקר לערב את הניאוקורטקס. בנוסף המודלים האלה דורשים craniectomy. במודל הפגינו במאמר זה, חוט סיליקון מצופה מוחדר לעורק התרדמה המשותף ומתקדם לאורך בעורק התרדמה הפנימי לתוך המעגל של ויליס, שם הוא חוסם את מקורו של עורק המוח האמצעי. בחולים, occlusions של עורק המוח האמצעי הם בין הגורמים השכיחים ביותר של שבץ איסכמי. מאז במרווחים משתנים איסכמי ניתן לבחור בחופשיות במודל זה תלוי בנקודת הזמן של reperfusion, נגעים איסכמיים בדרגות שונות של חומרה יכול להיות מיוצר. Reperfusion על ידי הסרת החוט occluding לפחות חלקית מודלים החזרת זרימת הדם לאחר תמוגה (tPA) ספונטני או טיפולית של קריש תרומבואמבוליים בבני אדם.
בסרט זה נציג את הטכניקה הבסיסית, כמו גם את החסרונות העיקריים לערפלנים אשר עלולה להגביל את ערך החיזוי של המודל הזה.
כדי להבטיח איכות reproducibility גבוהה, אנו ממליצים על שימוש נהלי עבודה סטנדרטיים (SOP). בסרטון הזה, SOPs שפורסם התפתח בשימוש במעבדה שלנו מוחלים 1.
1. התיכון חסימת העורקים מוחין
עכברים הם מורדמים עם המשטר הרדמה המתאים להתייעץ עם צוות וטרינרי. (אינדוקציה למשל עם 1.5 - 2% Isoflurane ותחזוקה עם 1.0-1.5% Isoflurane ב 2 / 3 N 2 O ו - 1 / 3 O2 שימוש במכשיר אידוי).
טמפרטורת הגוף של העכברים נשמר 36.5 ° C ± 0.5 מעלות צלזיוס במהלך הניתוח עם צלחת החימום. חימום מבוקר משוב כרית, אשר מחמם על פי הטמפרטורה בפי הטבעת של העכבר, מומלץ מאוד.
לחטא את העור שמסביב פרווה עם סוכן מתאים (למשל 70% אתיל אלכוהול) ויבש אותו לאחר מכן.
חתך בצוואר קו האמצע הוא עשה את הרקמות הרכות נמשכים מזה.
עורק התרדמה השמאלי משותף (LCCA) הוא גזור בקפידה ללא העצבים הסובבים (מבלי לפגוע עצב מחנק) ו ליגטורה נעשית באמצעות 6.0/7.0 מחרוזת. מחרוזת 5.0 יכול לשמש גם.
עורק התרדמה השמאלי חיצוני (LECA) מופרד אז הקשר השני הוא עשה.
בשלב הבא, עורק התרדמה הפנימי השמאלי (LICA) מופרד קשר מוכנה עם נימה 6.0.
לאחר השגת תצפית טובה על עורק התרדמה הפנימי השמאלי (LICA) ואת pterygopalatine העורק השמאלי (אמ"ע), העורקים הן מקוטע, באמצעות קליפ כלי הדם.
חור קטן הוא חתך LCCA לפני שהוא bifurcates את LECA ואת LICA. Monofilament עשוי ניילון 8.0 מצופה בתערובת hardener סיליקון (ראו להלן) הוא הציג אז אל LICA, עד שייעצר על קליפ. שימו לב יש לשלם לא להיכנס עורק העורפית. (איור 1)
העורקים מקוטע נפתחים בעוד נימה מוכנס לתוך LICA כדי לחסום את המקור של LMCA במעגל של ויליס.
הקשר השלישי על LICA סגור כדי לתקן את הסיב בעמדה.
העכברים לקבל 0.5 מ"ל תמיסת מלח תת עורי כמו חידוש נפח. להקלה על הכאב, לידוקאין הוא ג'ל למריחה על העור, בתוך הפצע.
אם reperfusion נועד, עכברים להישאר 30-90 דקות חסימה בכלוב מחומם, הפצע יכול להיות סגור עם קליפ תפר קטן. לאחר מכן, הרדמה השני הוא ביצע, את הקשר השלישי הרשפ"ת היא רגעית נפתחה החוט נסוגה.
התפרים הנותרים הם קיצרו את העור מותאם עם תפר כירורגי.
כל בעלי החיים מקבלים חידוש הכרך השני כמתואר לעיל.
חיות הן לשים בכלוב מחומם למשך שעתיים כדי לשלוט על טמפרטורת הגוף.
בעלי חיים חייבים להיבדק מדי יום לאחר הניתוח סימנים של אי נוחות. העכברים יכול להראות כמה אובדן משקל שלאחר הניתוח. הם מקבלים מזון מחית בצלחת פטרי, שהונח על הרצפה כדי לעודד אכילה. האוכל מוחלף מדי יום במשך שבעה ימים.
2. שאם מבצע
עבור פעולות זיוף החוט מוכנס כדי לחסום LMCA ומסוגר באופן מיידי כדי לאפשר reperfusion מיידיות (1.8). המבצע הבאים זהה לזו של בעלי חיים שעברו ischaemia מוחין (1.9-1.14) כולל הרדמה השני.
3. הכנת החוט
עקרות של החוט צריך להיחשב. שימוש בציוד עיקור וכן וטיפול הולם נימה לאחר מכן היא תנאי הכרחי ניתוח סטרילי. חיטוי של נימה היא קשה, שכן רבות מהשיטות הנפוצות עיקור עלולה להחמיר את איכות החוט. אולם שיטות כגון קרינה, למשל עם אור UV או קרני γ, או עיקור כימי, למשל עם גזים תגובתי כגון אתילן אוקסיד, תקפים.
8.0 חוט ניילון הוא חתך לתוך באורכים של 11 מ"מ מתחת למיקרוסקופ
קצה החוט חייב להיות מצופה לחלוטין באופן שווה על פני אורך של 8 מ"מ בתערובת של hardener Xantopren M רירית Activator NF Optosil
4. נציג תוצאות
בהתאם תקופת ההגבלה זרימת הדם, מנוע שונה והתנהגותיים בעקבות גירעונות. גם אחרי 30 ו - 60 דקות של ischaemia מוחין, חיות ברוב המקרים להראות התנגדות ירד לדחוף לרוחב והקיפו בשל הפרעה לתנועה. פצעים קלים להתבטא במצב מכופף את li מולMBS. סימנים אלו נצפות בקלות יכול לשמש ציון בסיסי להצלחת המבצע. 2
מורפולוגית הנגע ניתן להעריך או באמצעות היסטולוגיה או תהודה מגנטית (MRI). שישים דקות חסימה של עורק המוח האמצעי מייצרת pannecrosis רקמה בשטח כולל בסטריאטום והן הניאוקורטקס, ואילו 30 דקות של ischaemia לגרום מוות של תאים עצביים בעיקר מוגבל בסטריאטום. 3 (איור 2) מבחינת היקף האוטם, אנו מצפים סטיית תקן נמוכה יותר מאשר 30% בערכה של פעולות. התמותה תלויה בזמן עם חסימה סביב 5% לאחר 30 דקות של ischaemia ו 10 - 20% לאחר 60 דקות.
אפשרות נוספת פולשני מינימלי הוא השימוש לייזר דופלר flowmetry (LDF) במהלך המבצע, המאפשר שליטה ישירה של ההצלחה שלה. בשנת חיה בודדים, הפחתה עד 10 - 20% של ערכים preocclusion מצביע בבירור על גיוס מוצלח של איסכמיה מוחית מוקד 4 עם זאת, LDF אינו יכול לשמש כאמצעי להשוואות interindividual, מאז LDF יכול רק למדוד שינויים כמותיים (באחוזים) של דם. הזרימה בתוך נפח קטן ומוגבל דגימת רקמות. זה לא נותן מידע על היקף המרחבי של הפחתת זרימת הדם. 5
ישנן מספר בדיקות כדי להעריך את ההיבטים ההתנהגותיים לאחר שבץ, ניתוח כולל הילוך 6,7, Rotarod 8, הקוטב מבחן 9,10 הבדיקה, הסרת דבק 11,12, 13,14 גרם מדרגות מבחן, מבחן שלב בסולם 15,16 ו מבוך מוריס מים 17. בכל המבחנים הללו, עכברים נתון MCAo לבצע בהצלחה פחות מאשר בעלי חיים שליטה.
באיור 1. Scheme של ארכיטקטורת כלי לספק את המוח (מתואר ברקע) ב העכבר. זנים שונים עשויים להציג וריאציות, למשל העורק העורפית לפעמים עלים בעורק התרדמה הפנימי.
איור 2. איור סכמטי של נגעים גדלים בדרך כלל אחרי נקודות זמן שונות של reperfusion במודל MCAo הפרוקסימלי. באמצע, במהלך אופייני של פעילות פונקציונלית זרימת הדם במוח לאחר MCAo מתוארים. (MCAo: חסימה בעורק המוח התיכון, LDF: לייזר דופלר למדידת זרם)
המודל של חולף, הפרוקסימלי MCA חסימה 18,19 המוצגים כאן מחקה את אחד הסוגים הנפוצים ביותר של שבץ איסכמי בחולים. סמך 20 פעמים reperfusion משתנה, המודל מציע דרגות שונות של נזק החל התקף איסכמי חולף (TIA) גדולים אוטמים כולל החלקים העיקריים של האונה איסכמי. זו מאפשרת לחוקר לבחון מנגנוני pathophysiological שונה לאחר שבץ. 20,21
הניתוח יכול להתבצע בתוך פרק זמן קצר ומייצרת נגעים לשעתקו מאוד. עם זאת, זה דורש בקרה מעמיקה של לערפלנים. 22 הבדלים קטנים בטכניקת הניתוח עשוי להסביר את השפעות שונות על האוטם. 23,24 יתר על כן, בשל סטיות באנטומיה של כלי הדם המוחיים, עכבר זנים שונים להראות תוצאה אחרת. 25,26 גוף הטמפרטורה משפיעה על נזק נוירולוגי, עם היפותרמיה המוביל נגעים קטנים 27 ו היפרתרמיה כדי גירעונות חמורים יותר. 28 לפיכך, בקרת טמפרטורה ותחזוקה רלוונטי ביותר במודל זה. 29 בנוסף, לחץ הדם ואת גזי הדם לערפלנים חשוב של התוצאה ואת הצורך להיות במעקב. 30,31 שימוש בשיטות פולשניות מהיר מינימלי (לא פולשנית למדידת לחץ דם, מתאים וקל נגיש אוסף אתרים דם) מומלץ. הבחירה של ההרדמה הוא גם חשוב מאוד, כמו כמה יש תופעות neuroprotective, ו / או להיות vasodilators, כמו למשל Isoflurane. 32 כתוצאה מכך, החשיפה הרדמה צריך להיות קצר ככל האפשר סטנדרטית. אנו לא כוללים חיות אשר עברו ניתוח דקות יותר מ 15.
גילוח באתר כירורגית מייצרת microabrasions ודלקת ומשחרר שברי שיער. זה עשוי להגביר את הדלקת לטפח זיהום מקומי, אשר עשוי להשפיע על פתופיזיולוגיה שבץ. תנאי הדיור, במיוחד את השימוש העשרה, עשוי להשפיע על התוצאה שבץ צריך להיות סטנדרטי המתואר דוחות מחקר. 6,33,34 השימוש העשרת הסביבה והשפעתה על reproducibility היא עניין של דיון. Confounder 35 נוסף חשוב הוא הסיכון הנגרם משבץ עבור זיהום במיוחד לאחר פעמים יותר של ischaemia 36, אשר מוביל לתחלואה ותמותה מוגברת נוספים. 37,38 כמו זיהומים להיות סימפטומטי בסביבות יום 3-5, זה יש השלכות חשובות לטווח ארוך מעקב מודלים כאלה.
כדי לייצר תוצאות רלוונטיות לפיתוח אסטרטגיות טיפול חדשנית סטנדרטיזציה שבץ, בקרת איכות חשוב ביותר במחקר קליני שבץ translational 39 "נהלי מעבדה תקינים" 40,41 מנדטים.:
תיאור הולם ומפורט של בעלי החיים המשמשים;
גודל המדגם חישוב ודיווח על גודל ההשפעה הצפויה;
הכלה והדרה קריטריונים, הקים לפני המחקר;
אקראיות ההקצאה לקבוצות;
הקצאת הסתרה לגבי החוקרים;
דיווח חיות מחוץ ניתוח;
הערכה עיוור התוצאה;
דיווח התנגשויות פוטנציאליות של עניין מימון ללימודים.
עבודה זו מומנה על ידי תוכנית המסגרת השביעית של הקהילה האירופית (FP7/2007-2013) מענק לפי הסכם n ° 201024 ו n ° 202213 (רשת שבץ האירופי). מימון נוסף ניתנה על ידי für Bundesministerium Bildung und Forschung (המרכז לחקר שבץ ברלין), ואת Forschungsgemeinschaft דויטשה (Exzellenzcluster NEUROCURE).
המחברים מבקשים להודות Mareike Thielke (Dep. עבור Experimental Neurology, Charité ברלין) על התמיכה במהלך המבצע אלקה לודוויג (Charité שירותי וידאו) להפקת האנימציה.
Dirnagl, U. & Members of the MCAO-SOP Group, Standard operating procedures (SOP) in experimental stroke research: SOP for middle cerebral artery occlusion in the mouse. Nature Precedings (Available online <http://precedings.nature.com/documents/3492/version/2>) (2010).
Bederson, J.B. et al., Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke 17 (3), 472-476 (1986).
Katchanov, J. et al., Selective neuronal vulnerability following mild focal brain ischemia in the mouse. Brain Pathol 13 (4), 452-464 (2003).
Dirnagl, U., Complexities, Confounders, and Challenges in Experimental Stroke Research: A checklist for researchers and reviewers in Rodent models of stroke, edited by U. Dirnagl (Springer, New York Dordrecht Heidelberg London, 2010), pp. 267.
Dirnagl, U., Kaplan, B., Jacewicz, M., & Pulsinelli, W., Continuous measurement of cerebral cortical blood flow by laser-Doppler flowmetry in a rat stroke model. J Cereb Blood Flow Metab 9 (5), 589-596 (1989).
Wang, Y. et al., A comprehensive analysis of gait impairment after experimental stroke and the therapeutic effect of environmental enrichment in rats. J Cereb Blood Flow Metab 28 (12), 1936-1950 (2008).
Lubjuhn, J. et al., Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods 184 (1), 95-103 (2009).
Jones, B.J. & Roberts, D.J., The quantiative measurement of motor inco-ordination in naive mice using an acelerating rotarod. J Pharm Pharmacol 20 (4), 302-304 (1968).
Matsuura, K., Kabuto, H., Makino, H., & Ogawa, N., Pole test is a useful method for evaluating the mouse movement disorder caused by striatal dopamine depletion. J Neurosci Methods 73 (1), 45-48 (1997).
Bouet, V. et al., Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol 203 (2), 555-567 (2007).
Freret, T. et al., Delayed administration of deferoxamine reduces brain damage and promotes functional recovery after transient focal cerebral ischemia in the rat. Eur J Neurosci 23 (7), 1757-1765 (2006).
Modo, M. et al., Neurological sequelae and long-term behavioural assessment of rats with transient middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods 104 (1), 99-109 (2000).
Montoya, C.P., Campbell-Hope, L.J., Pemberton, K.D., & Dunnett, S.B., The "staircase test": a measure of independent forelimb reaching and grasping abilities in rats. J Neurosci Methods 36 (2-3), 219-228 (1991).
Baird, A.L., Meldrum, A., & Dunnett, S.B., The staircase test of skilled reaching in mice. Brain Res Bull 54 (2), 243-250 (2001).
Metz, G.A. & Whishaw, I.Q., Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. J Neurosci Methods 115 (2), 169-179 (2002).
Farr, T.D., Liu, L., Colwell, K.L., Whishaw, I.Q., & Metz, G.A., Bilateral alteration in stepping pattern after unilateral motor cortex injury: a new test strategy for analysis of skilled limb movements in neurological mouse models. J Neurosci Methods 153 (1), 104-113 (2006).
Morris, R., Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods 11 (1), 47-60 (1984).
Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., & Ooneda, G., Experimental studies of ischemic brain edema. I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke 8, 1 - 8 (1986).
Longa, E.Z., Weinstein, P.R., Carlson, S., & Cummins, R., Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke 20 (1), 84-91 (1989).
Endres, M. & Dirnagl, U., Neuroprotective Strategies in Animal and in vitro-Models of Neuronal Damage: Ischemia and Stroke in Molecular and Cellular Biology of Neuroprotection in the CNS, edited by Christian Alzheimer (Kluver Academic and Landes Bioscience, New York, 2003), Vol. 513, pp. 455 - 474.
Dirnagl, U., Iadecola, C., & Moskowitz, M.A., Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends Neurosci 22 (9), 391-397 (1999).
Liu, S., Zhen, G., Meloni, B.P., Campbell, K., & Winn, H.R., Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med 2 (2), 2-27 (2009).
Chen, Y., Ito, A., Takai, K., & Saito, N., Blocking pterygopalatine arterial blood flow decreases infarct volume variability in a mouse model of intraluminal suture middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods 174 (1), 18-24 (2008).
Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S.S., & Weinstein, P.R., Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res 970 (1-2), 131-139 (2003).
Beckmann, N., High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med 44 (2), 252-258 (2000).
Barone, F.C., Knudsen, D.J., Nelson, A.H., Feuerstein, G.Z., & Willette, R.N., Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab 13 (4), 683-692 (1993).
Florian, B. et al., Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia. Neurosci Lett 438 (2), 180-185 (2008).
Noor, R., Wang, C.X., & Shuaib, A., Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett 349 (2), 130-132 (2003).
Barber, P.A., Hoyte, L., Colbourne, F., & Buchan, A.M., Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes. Stroke 35 (7), 1720-1725 (2004).
Shin, H.K. et al., Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke 39 (5), 1548-1555 (2008).
Bottiger, B.W. et al., Global cerebral ischemia due to cardiocirculatory arrest in mice causes neuronal degeneration and early induction of transcription factor genes in the hippocampus. Brain Res Mol Brain Res 65 (2), 135-142 (1999).
Kapinya, K.J., Prass, K., & Dirnagl, U., Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism? Neuroreport 13 (11), 1431-1435 (2002).
Endres, M. et al., Mechanisms of stroke protection by physical activity. Ann Neurol 54 (5), 582-590 (2003).
Gertz, K. et al., Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow. Circ Res 99 (10), 1132-1140 (2006).
Richter, S.H., Garner, J.P., & Wurbel, H., Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods 6 (4), 257-261 (2009).
Liesz, A. et al., The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia: immunodepression versus immunomodulation. Stroke 40 (8), 2849-2858 (2009).
Meisel, C., Schwab, J.M., Prass, K., Meisel, A., & Dirnagl, U., Central nervous system injury-induced immune deficiency syndrome. Nat Rev Neurosci 6 (10), 775-786 (2005).
Engel, O. & Meisel, A., Models of Infection Before and After Stroke: Investigating New Targets. Infect Disord Drug Targets 9 (5) (2010).
Dirnagl, U., Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab 26 (12), 1465-1478 (2006).
Macleod, M.R. et al., Good laboratory practice: preventing introduction of bias at the bench. Stroke 40 (3), e50-52 (2009).
STAIR Group, Recommendations for standards regarding preclinical neuroprotective and restorative drug development. Stroke 30 (12), 2752-2758 (1999).
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Congratulations for this video. my name is tiago cavalcante and I work in the research clinic laboratory in rouen - france. I'd like to known the xantopren/optosil that you use for buying and how do you make the mixture?thank you and congratulations.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
To answer an oftne asked question about the filaments, let me briefly describe it here.
Before I come to the filament preparation, I would like to let you know, that these filaments are also commercially available ( http://www.doccol.com/ ).
For the filament prepararion, we use from Heraeus the silicon Xantopren M and the activator Universal Plus.
For the preparation of the filament, first cut 8-0 nylon monofilaments into length of 11 mm (or 12 mm, if you intend to make the hole a little bit more backwards)
Afterwards, you take a size of a pea of Xantopren M and put it on a piece of paper (e.g. with a forceps) You should prepare your filament ready to grasp now.
Then you take a small amount of Activator and mix it with the Xantopren. Take the filament and pull it through the silicon. Afterwards you remove excessive silicon to achive an evenly and completely coated filament.
It’s of importance, not to use to much activator (silicon gets hard very fast) and not to less (no hardening). The mass should stay flexible for a couple of minutes and then harden completely.
As this depends on the instruments you use and your personal way of doing it, the best way is to test it out in your lab, and you will soon get a feeling about the optimal ratio for you (less activator makes it easier).
Filament should be in total 0.18 – 0.2 mm in diameter.
Silicon hardens within ca. 5 min, we stick the uncoated end in modelling clay and let the filaments dry in air.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
I have a bad rate of success in getting the right measure of the diameter of the silicon.
I see in the video that you use a paper with lines to remove the silicon in excess, do you compare the diameter with the lines on the paper to have a correct measure? is it a particular type of paper?
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Sorry for answering later.
We don't use a special paper. The paper is normal 80g/m2 printer paper, as it is a suitable ground for removing excessive silicon mixture.
A very exact measure is to have measurement lines in the ocular of your microscope. The more simple (and cheap) possibility is to use one measured filament with the right diameter as reference.
This could be one of your own or a comercial one.
Generally, the clue to success is the right mixture of silicone/hardener. If one uses to much hardener, the silicon hardens too fast and you don't get a proper result. I guess that this might be an explanation.
If you try with very little hardener, you will easily get smooth filaments in the right thickness. Then increase the hardener until the filaments hardens firmly after 5 min drying.
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Hi there,
Great informative video, I was just wondering which supplier you use for the Xantopren M Mucosa and the Activator Universal Plus?
Thanks
Fiona
You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.
Personally, I put a small amount of Xantopren M Mucosa on a paper (approximately the size of a pea). I then just add a drop of the activator (I take this drop in my forceps, and I have a mark on my forceps, how big the drop should be).
That sounds pretty unprecise, but basically there is not the one and only ratio. The more activator you take, the faster it hardens - so it should harden slower than your working speed.
On the other hand, it should harden enough that your filament reach a certain stiffness (which is depending on your preferences during OP).
I would recommend to play a little bit with the ratio and check how it suits you.
For example, my drop is in a straight #5 Dumont forceps 2.3 cm long.
2
ReplyPosted by: weiFebruary 2, 2012, 2:02 AM