器官型海馬切片培養

1。海馬スライスの準備を開始する前に。

1. テフロンシートの部分を置き、新​​しいブレードを取り付けることで、組織スライサーを準備します。
2. 70％エタノールで組織培養（TC）フードを拭き、解剖顕微鏡の内部に設定してください。フード、顕微鏡、組織スライサーおよびUV光で15分間すべての解剖器具を滅菌する。
3. シックスウェルTCプレートを準備します。各ウェルに750μLのスライス培養培地（SCM）ウェルあたりと場所​​細胞培養インサートを追加。膜が下にない泡で十分に濡れていることを確認してください。 35℃インキュベーターでプレートを置きます°必要になるまで、5％CO ₂でガス処刑。
4. 100mLのビーカーに50mLの低Na ^+の ACSFを（解決策を解剖）注ぎ、氷塩ミックスの上に置きます。色の変化とACSFが凍結し、液体溶液（10〜20分）のスラリーの混合を形成するまで5％CO ₂ / 95％O ₂とバブル低Na ^+の ACSF。
5. P5 - P7のラットは、子犬得る。最大3つの仔を使用することができます。

2。海馬スライスの準備。

1. シャープのユーティリティはさみで動物の頭をカット。皮膚をカットし、頭蓋骨を公開。両耳間のラインに沿って、その後、小さなはさみで矢状縫合に沿って左右にカットして頭蓋骨を開きます。フロントの左右にオプションのカットは、骨と脳の露出を除去する容易にするために行うことができます。丸いスプーンミクロスパチュラで迅速に脳をかき出すと、約1分間冷却する為のソリューションを解剖のスラリーに入れてください。 〜60mmの皿に氷冷解剖溶液10 mLを入れ、ビーカーから皿に脳を転送する。脳は、解剖ソリューションでカバーされるべきである。
2. 解剖顕微鏡の下：脳を置き、60mmの皿の底に押さ解剖ピンセットで正中線でそれを保持する。中脳を残して半球を分けるために海馬解剖ツールを使用してください。海馬は、それぞれの半球で公開されています。その後そっとツールを解剖海馬と海馬をかき出す。完全に海馬を分離し、可能な限りそれをきれいに解剖針を使用してください。
3. P1000フィルターピペットチップのsnipped先端を使用して、ゆっくりと海馬を吸引除去し、組織のスライサーにテフロンシートに転送します。その凹面側の海馬を置きます。
4. 冠状のセクションを取得し、液体の過剰を排出するためにブレードに海馬の垂直位置を合わせます。
5. 海馬は、400μmのスライス。
6. 別のsnipped P1000フィルターチップとコールドSCMを使用してスライサーから海馬をスライスした60mmディッシュと転送に約10 mLの冷SCMを注ぐ。泡を作ることは避けてください。
7. アイリスのヘラとストレートヘラの助けを借りてそっとお互いのスライスを切り離す。
8. 明確に定義し、破損していないスライスは、破損したスライスから区切ります。

3。海馬スライスの文化

1. インキュベーターからSCMや細胞培養インサートで6 - ウェルプレートを持参。別のsnipped P1000フィルターチップの助けを借りて、メンブレンに個々のスライスを転送する。膜4〜5のスライスを置きます。スライスのいずれかのインサート壁に近づけたり、互いに近くに配置しないように注意してください。必要な場合には、別のスライスにアイリスのヘラを使用してください。余分な培地を取り外します。彼らは細胞膜上に存在したら、できるだけ少ないとしてスライスをタッチ。
2. 35でバックインキュベーターにプレートと文化を移動℃、5％CO _2。
3. パスツールピペットでSCMを吸引することによってTCのフード内SCM、48時間毎に変更する。ウェル当たりの新鮮予め温めておいたSCMを750μLを加える。は気泡が膜の下に形成されていないことを確認してください。

4。ソリューション

1. ローのNa ⁺ ACSF -スライス培養のための解剖ソリューション
   イオンと滅菌H ₂ Oを追加するには：
   

   	500mLのための	1000mLのための	最終濃度
   のCaCl 2（1 M）	0.5mLの	1 mLの	1mMの
   D -グルコース	0.901グラム	1.802グラム	10 mMの
   塩化カリウム	0.149グラム	0.298グラム	4mMの
   MgCl 2の （1 M）	2.5mLの	5 mLの	5mMの
   NaHCO 3の	1.092グラム	2.184グラム	26mmの
   スクロース	40グラム	80グラム	234 mMの
   DPBSでフェノールレッド溶液0.5パーセント	0.5mLの	1 mLの	0.1パーセントV / V

   
   ミックス〜30分
   滅菌0.22μmフィルターを通過させることによってIZE
   2ヶ月以上を50mL分注し、4℃で保存されなくてください。
2. スライス培養培地（SCM）
   

   	500mLのための	1000mLのための	最終濃度
   MEMイーグル培地	4.2グラム	8.4グラム	8.4グラム/リットル
   不活化ウマ血清熱	100mLの	200 mLの	20パーセント
   L -グルタミン（200mMの）	2.5mLの	5 mLの	1mMの
   のCaCl 2（1 M）	0.5mLの	1 mLの	1mMの
   MgSO 4を （1 M）	1 mLの	2 mLの	2mMの
   塩酸0.01 Nに溶解インスリン（1 mg / mL）は、	0.5mLの	1 mLの	1mg / lの
   アスコルビン酸、溶液（25％w / v）の	0.024 mLの	0.048 mLの	0.00125%
   D -グルコース	1.16グラム	2.32グラム	13 mmの
   NaHCO 3の	0.22グラム	0.44グラム	5.2 mMの
   HEPES	3.58グラム	7.16グラム	30mMの

   
   完全に溶解するまで混合し、室温にもたらす。
   1 N NaOHで7.27から7.28にpHを調整する
   浸透圧を測定します。脱イオン滅菌H _{2 O}で320ミリモル/ kgに調整する約25〜40 mLを追加する予定。再び浸透圧を確認してください。
   浸透圧を調整しながら*** pHが若干変更される可能性がある、これはOKです、それは浸透圧が正しい範囲（317〜323）になっていることより重要です。
   0.22μmフィルターを通過させることによって滅菌する。
   4で二から三週間までに20 mLのアリコートとストアを行います℃に
   Gluatamineの株式：2.5 mLのアリコートで-20℃で200mmと店舗の濃度で準備する。
   アスコルビン酸の株式：25％の濃度（w / v）で準備し、100μLのアリコートで-20℃で保存されている。

5。代表的な結果：

スライスは黒い斑点なし解剖範囲で白く見えるとよく定義されており、無傷のCA1、CA3、および歯状回領域があります。細菌汚染を簡単にSCMの培地や濁度に黒の斑点を移動すると見られている。顕微鏡下に置かれたとき、スライスの表面には、はっきりと目に見えて細胞体と培養中の4日後にきれいになるはずです。明確な細胞体は見られないと多くの破片が4日後に表面を覆っている場合は、健全なスライスではありません。

このメソッドは、 最初のStoppini らの方法に基づいて¹¹および文化海馬スライスへの迅速な方法を提供しています。このプロトコルの最も重要な側面は、スライスが無菌維持することであるため、それは適切な無菌テクニックを使用するために、適切に組織と接触するすべての素材を消毒殺菌することが重要です。

異なる血清源は、スライスの品質に影響を与えることができる。まず、いくつかのバッチをテストすることをお勧めします。汚染が再発問題がある場合は、インキュベーターや汚染源となる可能性のための組織培養フードを確認してください。全体の手順の実行中に無菌テクニックの適切な使用が不可欠です。

断頭から膜上とインキュベーター内のスライスを配置する合計時間は1.5時間を超えるべきではない。手続きに時間がかかりすぎると、それは、スライスの健康が損なわれます。

毛管現象によって形成されているSCMの薄い層を介して多孔質膜の保証適切な酸素と栄養上のスライスを配置する。このメソッドは、組織の密度が適切な酸素化と栄養の浸透を可能にすることが提供する他の脳領域に適応させることができます。したがって、組織の密度が若い組織には、このメソッドを制限します。海馬の場合は、P6 - P7の動物300から400μm厚のスライスは、最良の結果を与えるように見える。スライスのこのタイプは、急速に組織が空気にさらされる時間を減少させる組織スライサーで取得できます。

重要なのはシナプスの生理学を研究する人にとっては、文化の数日後、死細胞からのすべての破片は、電気生理学やイメージングの実験のために非常に適して清浄表面を残して、削除されています。さらに、器官型海馬切片では、急性スライス^12〜匹敵する通常の接続の開発を継続する。ニューロンは、スライスのシナプス活性を増大させるあまりに多くの接続を形成し始めると、しかし、文化の中で2週間後に、この通常の接​​続が消えます。