Koronar Ligation och Intramyocardial Injektion i en murin modell för infarkt

Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).

1. Sterila kirurgiska instrument (tabell 1) och 3 "bomull tippas applikatorer är placerade på en steril underpad. Vulsten Autoklaven (Germinator 500) är påslagen.
2. Möss (ålder:> 6 veckor, WT:> 18g) är bedövas med en ip injektion av 20μl / g kroppsvikt av tribromoethanol (250mg/kg, tid - cirka 40 minuter).
3. När möss svarar inte på tå-nypa, ett sterilt smörjmedel (Tears förnyade) läggs på ögonen för att skydda dem från uttorkning och vänster sida av bröstkorgen är belagd med hårborttagningsprodukter (t.ex. Nair) att ta bort päls från huden.
4. Den hårborttagningsprodukter tvättas bort med varmt rinnande vatten och Betadine / alkohol badda används för att desinficera kirurgiska området.
5. Musen placeras på en varm deltaphase isotermisk pad som fästs på ett plexiglas bord. Varje lem är immobiliserade med hjälp av tejp och en tjock tråd placeras horisontellt under den övre tänderna för att hålla den övre käken på plats.
6. Bordet placeras vertikalt och en fiberoptisk ljus lyste direkt på halsen för transesophageal belysning. Detta kräver exakt placering så att öppningen i halsen ses som en väl upplyst öppning, så att luftstrupen ska visualiseras för att underlätta införandet av PE-rör.
7. Slangen kopplas sedan till fläkten (ansluten till en 95% O ₂ / 5% CO ₂₎ för att administrera konstant övertryck ventilation (TOPO fläkt, betygsätta 125 andetag / min; topp inspiratoriska tryck 10-12 CMH ₂ O, * notera : inställningarna varierar med stam och kön 1-3). När ventilationen bekräftas av synkron bröstet rörelser, är kopplingen fast i plattan med tejp för att undvika extubering under operationen.
8. Använda tandad pincett för att dra huden upp och bort från bröstet, en # 10 steril skalpell blad bifogas en # 3 skalpell handtag används för att göra en 1,5 cm snitt i huden parallellt med bröstbenet.
9. Böjda Vanna microscissors används för att skära pectoralis musklerna och gör ett litet hål i interkostal muskeln.
10. Rak, är trubbiga microscissors används för att skära igenom tre revben.
11. En 9mm barn oftalmologiska spekulum används för att dra in bröstkorgen.
12. Med hjälp av böjda pincett, dra hjärtsäck från hjärtat och använd den tandade pincett för att försiktigt riva upp den.
13. Använda Castroviejo nål, en 6mm avsmalnande spets 3 / 8 nål trådar i 8-0 polyeten suturen under vänster främre nedstigande kranskärl (längs den långa axeln i hjärtat) vinkelrätt mot den.
    1. För en tillfällig ligatur som kan tas bort för tidsinställda reperfusion, är en steril 0,5-1cm bit PE90 placeras på hjärtat parallellt med kranskärlssjukdom. Den sutur, som först har loopas under hjärtats kranskärl, är då knuten till slangen. Vid den tiden är det att släppas, är ligatur lossas. Detta kan upprepas enligt önskemål och tiden för ocklusion / reocclusion kan ändras ^4. Beroende på längden av protokollet och den typ av använda anestesi, kan tillskott behövas.
    2. För en permanent ocklusion är ligatur spetsad under kranskärl bara bundna. Blekna och dyskinesi är uppenbara och den långa änden av sutur skärs ^5-10.
    3. För intramyocardial injektion (s), en steril Hamilton spruta med en 30 gauge fasade steril nål förs in i botten av hjärtat ovanför området för skada på höger sida av ligatur. Nålen är sedan långt in i området av skada och tillbaka en aning så att fasningen kan ses ungefär vid gränsen zon. En del av lösningen i sprutan (2-3μl) sprutas in i hjärtat och nålen hålls på plats. Sprutan dras en annan 1-3mm och resten av lösningen injiceras. Sprutan hålls på plats tills Bleb som bildas av lösningen försvinner. Nålen tas sedan bort. Om det finns någon blödning, är en bomullspinne försiktigt pressas mot nålen insticksstället tills blödningen stannar ^5-7.
14. När hjärtinfarkt manipulationer är klara är det revben upprullningsdon bort och brösthålan stängs med 2-3 madrass suturer med 6-0 surgipro sutur.
15. Två-tre madrass suturer görs sedan för att stänga pectoralis muskler, 1-3 droppar 0,25% marcaine 1:10 i steril saltlösning (0.1ml/25g mus) appliceras på muskler och sedan 2-3 madrass suturer är gjorda för att nära huden.
16. Musen är bort från respiratorn. När rytmiska, snabb, ytlig andning har verifierats mus kan extubated.
17. 0,5 ml varm steril koksaltlösning sprutas in i rygg subkutan utrymme och musen är placerad på en uppvärmning pad i en bur tills den återfår rörlighet (1 timme minimum).
18. För överlevnad experiment, möss läggs tillbaka i sina burar och återvände till vivarium fram till tidpunkten för offret. Under första 2 dagarna, fuktad matplaceras på burgolvet för att underlätta utfodring (så att de inte behöver nå upp som kan orsaka smärta) och buprenorfin bör ges var 6-12tim. Postoperativ vård ingår även daglig övervakning under den första veckan för att verifiera tillräcklig rörlighet, trimning, och matvanor.
19. Den kirurgiska instrument torkas rena med etanol och sätts in i pärlan autoklav innan nästa operation.
20. Vid tiden för offer, möss bedövas med natrium pentobarbital (65mg/ml, 55-65 mg / kg). När en lämplig plan anestesi uppnås, är brösthålan öppnas.
21. Medan hjärtat fortfarande slår, monoxime en spruta med en 23 gauge nål som innehåller kallt kaliumklorid (KCl, 30mm) eller 2,3-butanedione (BDM, 10mm) används för att punktera den bakre basala region i ventrikeln och lösningen är långsamt injiceras i kammaren tills dess att hjärtat är arresterad i diastole.
22. När hjärtat har tagits bort är en spruta med PBS används för att retrogradely BEGJUTA skölja hjärtat att ta bort blod som återstår. För akuta studier, i slutet av reperfusion perioden är LAD åter knyts ihop på den ursprungliga punkten ocklusion. En lösning som innehåller 1% Evans blå sprutas in i aorta. När hjärtat utvinns, är det skäras på tvären i 3 sektioner av samma tjocklek, ruvade i 1% 2,3,5-triphenyltetrazolium klorid, och avbildat för morfometriska analyser ^11. För kroniska studier, är hjärtat därefter ned i fixativ, bearbetas sedan och inbäddade enligt rutin förfaranden. Diabilder kan sedan färgas histologiskt och avbildat för morfometriska analyser (med hjälp av Scion, NIH Image J, eller Image Pro Plus) ^9,10,12.

Representativa resultat:

När du gjort korrekt, det överlevnad hos möss (hane: ålder 8-10 veckor, 22-28g, kvinnlig: ålder 10-12 veckor, 20-26g) är: över 90% vid akut ischemi / reperfusion och ischemisk förkonditionering experiment, under 85% i permanent studier artär ligation, och cirka 80% för intramyocardial injektioner. Sedan början av skada är mer synligt genom att metabola förändringar snarare än strukturella, infarkt storlek beslutsamhet ischemi / reperfusion och ischemisk prekonditionering experiment utförs genom infusion 1% Evans blå färg i aorta som kommer BEGJUTA hjärtat som inte tillhandahålls av LAD ( Figur 1A). När hjärtat har tagits bort och skurna på tvären i halv, är vävnaden inkuberas i 1% lösning av 2,3,5-triphenyltetrazolium klorid att mäta infarkt storlek (Figur 1B). De områden mäts med Scion eller NIH bildhanteringsprogram som kan kalibreras med hjälp av en mikrometer avbildad på samma förstoring. Dessa nummer används för att beräkna riskområdet / vänster kammare och infarkt storlek / yta riskerar ^11. Sila skillnader kan leda till variationer i kroppsvikt och hjärtat storlek och så försiktighet bör vidtas för att normalisera dessa åtgärder hjärta vikt, kroppsvikt, eller skenbenet längd i jämförande syfte.

Permanent artär ligatur resulterar i grova strukturella förändringar som nekros, gallring vägg, och kammarmusik utvidgning. Jämförelse av effekter av behandling och / eller tid på infarkt storlek och nekros i förhållande till vänster kammare, kammare område, septal väggen och vänster kammares fria godstjocklek i den permanenta ocklusion modellen (Figur 2a) kan också mätas med Scion eller NIH avbildning programvara. Kollagen färgning med picrosirius röd / snabb grön (Figur 2b) kan användas för att mäta insterstitial fibros som korrelerar till funktionella index för vägg förstärkningar ^8-10. Bilden i figur 3 representerar fördelningen av 6ul lösning (Evans blå) sprutas in i gränszonen av hjärtat följande permanenta artär ligatur. Observera att det fortskrider i riktning mot skadan samt mot basen och även transmurally.

Figur 1. A. Evan: s Blå injiceras i aorta före excision. Denna bild visar perfusion regioner i hjärtat (färgade) och det ockluderade området (ofärgade). B. Evan är blått och TTC färgning efter akut ischemi / reperfusion skada. Detta är en representativ bild (20x) som visar blå färg distribution som målat den unoccluded regionerna samt TTC färgning av metaboliskt livskraftig vävnad (röd). Nekrotiska områden gör fläcken inte och så att de är bleka (beskrivs).

Figur 2. A. Hematoxylin och eosin fläcken. Detta är en representativ bild (20x) av H & E färgning av en mus hjärta skäras på tvären genom infarkt regionen på 4 dagar efter hjärtinfarkt (20x). Den * anger vävnadsnekros, Pilarna pekar granulationsvävnad, RV = höger kammare och LV = vänster kammare. B. Picrosirius röd och snabb gröna fläcken. Detta är ettrepresentativ bild (20x) i picrosirius röd / snabb grön färgning av ett tvärsnitt av musen mitt på 4 veckor efter MI. Cytoplasman fläckar grönt och fibrer kollagen är röda.

Figur 3. Evans blått färgämne fläcken fördelning efter 6ul intramyocardial injektion. Detta är en representativ bild som visar globala och transmural distribution av Evans blå färg i hela hjärtat efter 6ul intramyocardial injektion vid gränszonen omedelbart efter koronar ligation (12x).

Kranskärlssjukdom fortsätter att vara ett epidemiologiskt och skattemässigt betydande folkhälsoproblem. Betydande grundforskning behövs fortfarande för att förstå de mekanismer genom vilka skador och ombyggnader gå vidare och hur potentiella läkemedel kan modulera dessa processer om de skall utvecklas för kliniskt bruk. Gnagare är vanligast och det breda utbudet av genetiskt modifierade möss som finns gör denna art till en mer attraktiv modell.

Även om det finns skillnader mellan möss och andra arter, det finns många fördelar med att en mus modell. Användning av en enkel dissekera omfattning eller förstoringsglas och väl upplysta förhållanden gör det möjligt för kärlsystem till lätt ses (för detaljerad anatomi i kärlsystemet, se Salto-Tellez et al. 2004 ^13). För att minska risken för postoperativ dödlighet, är det mycket viktigt att undvika att skära stora fartyg eftersom den totala blodvolymen hos en 25g mus är mindre än 2 ml ^14. I händelse av att kraftig blödning uppstår kan lätt tillämpning av tryck eller precisera BRÄNNING användas för att stoppa blödningen.

Detta förfarande kan ocksÃ¥ ändras pÃ¥ olika sätt. Till exempel kan mössen vara sövda med isofluran, ketamin / xylazin, eller natrium pentobarbital och urval bestäms av varaktigheten av protokollet ^15-18. TÃ¥-nypa reflex är den mest använda index pÃ¥ djupet av anestesi. Vidare, för att förbättra sannolikheten för lÃ¥ngsiktig överlevnad, vissa forskare använder antiarytmika sÃ¥som lidokain för att minska förekomsten av dödliga arytmier ^19,20 Det mÃ¥ste dock beaktas att detta nyligen har visat sig ha antiapoptotic egenskaper i en akut modell ^21. Dessutom, för att minska postoperativ smärta kan analgetika sÃ¥som buprenorfin ges under de första 48 timmarna efter operationen ^{3,16,17,22,23.} För att upprätthÃ¥lla kroppstemperaturen under operation (särskilt för längre protokoll), är en rektalsond i serie med en värmedyna som ofta används i stället för isotermisk pad. För ischemi / reperfusion och / eller ischemisk före eller postconditioning: hur länge ocklusion (er) och reperfusion (s) kan ändras, för permanent ocklusion, kan storleken pÃ¥ infarkten ändras genom att justera placeringen av ligatur; och för intramyocardial injektioner (t.ex. celler, proteiner) kan det vara 1-3 injektion platser och volymen per injektion kan vara upp till 15 l ^24. Om celler som injiceras, mätaren för nÃ¥len som används (vanligen 26-30) ^5,25,26 bör väljas utifrÃ¥n storleken pÃ¥ cellerna sÃ¥ att innerdiameter nÃ¥len är tillräckligt stor för att undvika sheering. För att undvika förväxlar pÃ¥ grund av inflammatoriska processer som utlöses av operationen, har vissa forskare rapporteras med en snara som är manipulerad ex vivo för att täppa och reperfuse hjärtan i en sluten kista mus som helst efter operationen ^27-29. PÃ¥ senare tid Gao et al. ³⁰ har visat att tillfälliga och permanenta ocklusion kan utföras utan behov av ventilation och ett fÃ¥tal laboratorier har börjat använda ultraljud för att utföra stängd kista intramyocardial injektioner ^25,31.

Sedan den första studie som visar möjligheten att underbindning av kranskärl i möss publicerades av Johns och Olson 1954 ^32, har många andra antagit denna modell och modifierade den för att studera olika aspekter av myokardskada och ombyggnad ^3,33-45. Den typ av möss i fråga om storlek, reproduktiv förmåga och jämförelsevis mindre kostnader för inköp och underhåll gör denna art ett tilltalande verktyg för ett brett utbud av fysiologiska och patofysiologiska studier. Som miniatyrisering av teknik för avbildning in vivo framsteg ^46-49, samt resurser för att utföra och analysera storskaliga genomik och proteomik, drug screening, effekt av cell-baserade och / eller protein behandlingar samt biomaterial ^50-64, kombinerat med allt bredare spektrum av genetiska manipulationer som erbjuds genom allmänt förekommande eller vävnad specifika transgena eller mutant / knockoutmöss kommer murina modell av hjärtinfarkt fortsätter utan tvekan att vara ett ovärderligt verktyg för att utvärdera akut hjärt-skada och lång sikt ombyggnad. Därför finns det obestridliga värde i att kunna utföra dessa experiment tillförlitligt och reproducerbart.

Detta djur protokoll godkändes av och är i enlighet med de riktlinjer och regler som anges av Institutional Animal Care och användning kommittén vid East Carolina University.

Jag vill tacka för avdelningen för forskning och forskarutbildning för att ge medel till stöd för min forskning och avdelningen för komparativ medicin för sin vaksamhet och hjälp. Jag skulle också vilja att erkänna institutionen för fysiologi för deras stöd och vägledning samt studenter och tekniker i mitt labb för deras hjälp. Avslutningsvis vill jag tacka mina postdoktorala mentor, Dr Charles E. Murry, för utbildning möjlighet att under denna tid jag lärde musen mikrokirurgi.

1. Reinhard, C. et al. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome 13, 429-437, doi:10.1007/s00335-002-3005-6 (2002).
2. Schulz, H. et al. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand 174, 367-375, doi:955 [pii] (2002).
3. Tarnavski, O. et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics 16, 349-360, doi:10.1152/physiolgenomics.00041.2003 00041.2003 [pii] (2004).
4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T. & Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res 74, 29-38, doi:S0008-6363(06)00514-1 [pii] 10.1016/j.cardiores.2006.11.026 (2007).
5. Murry, C. E. et al. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature 428, 664-668 (2004).
6. Nussbaum, J. et al. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J 21, 1345-1357, doi:fj.06-6769com [pii] 10.1096/fj.06-6769com (2007).
7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I. & Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther 15, 627-636 (2004).
8. Virag, J. A. et al. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol, doi:01280.2008 [pii] 10.1152/ajpheart.01280.2008.
9. Virag, J. A. et al. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol 171, 1431-1440, doi:ajpath.2007.070003 [pii 10.2353/ajpath.2007.070003 (2007).
10. Virag, J. I. & Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol 163, 2433-2440 (2003).
11. Cozzi, E. et al. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol 291, H894-903 (2006).
12. Virag, J. A. et al. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol 298, H1088-1095, doi:01280.2008 [pii] 10.1152/ajpheart.01280.2008 (2010).
13. Salto-Tellez, M. et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol 13, 91-97, doi:10.1016/S1054-8807(03)00129-7 S1054880703001297 [pii] (2004).
14. Diehl, K. H. et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol 21, 15-23, doi:10.1002/jat.727 [pii] (2001).
15. Lichtenberger, M. & Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 10, 293-315, doi:S1094-9194(06)00135-6 [pii] 10.1016/j.cvex.2006.12.002 (2007).
16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci Appendix 4, Appendix 4B, doi:10.1002/0471142301.nsa04bs42 (2008).
17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth 71, 885-894 (1993).
18. Kolk, M. V. et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp, doi:1438 [pii] 10.3791/1438 (2009).
19. Kinoshita, H. et al. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation 120, 743-752, doi:CIRCULATIONAHA.109.857011 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.857011 (2009).
20. Mulder, P. et al. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol 29, 416-421, doi:S0735109796004913 [pii] (1997).
21. Kaczmarek, D. J. et al. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology 110, 1041-1049, doi:10.1097/ALN.0b013e31819dabda (2009).
22. Blaha, M. D. & Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci 47, 8-19 (2008).
23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 4, 47-56, vi (2001).
24. Dries, J. L., Kent, S. D. & Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol 589, 1725-1740, doi:jphysiol.2010.202366 [pii] 10.1113/jphysiol.2010.202366 (2011).
25. Springer, M. L. et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol 289, H1307-1314, doi:00164.2005 [pii] 10.1152/ajpheart.00164.2005 (2005).
26. Wang, C. C. et al. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res 77, 515-524, doi:cvm046 [pii] 10.1093/cvr/cvm046 (2008).
27. Nossuli, T. O. et al. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol 278, H1049-1055 (2000).
28. Kim, S. C. et al. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol 7,5, doi:1472-6793-7-5 [pii] 10.1186/1472-6793-7-5 (2007).
29. Fazel, S. S. et al. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J 22, 930-940, doi:fj.07-8636com [pii] 10.1096/fj.07-8636com (2008).
30. Gao, E. et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res 107, 1445-1453, doi:CIRCRESAHA.110.223925 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.110.223925 (2010).
31. Fujii, H. et al. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging 2, 869-879, doi:S1936-878X(09)00337-4 [pii] 10.1016/j.jcmg.2009.04.008 (2009).
32. Johns, T. N. & Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg 140, 675-682 (1954).
33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res 58, 88-111, doi:S1043-6618(08)00108-4 [pii] 10.1016/j.phrs.2008.06.007 (2008).
34. Dobaczewski, M. & Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed) 1, 391-405, doi:33 [pii] (2009).
35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W. & Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res 106, 463-478, doi:106/3/463 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.109.208801 (2010).
36. Nithipatikom, K. & Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther 15, 112-119, doi:1074248409358408 [pii] 10.1177/1074248409358408 (2010).
37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C. & Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target? Cardiovasc Res 82, 229-239, doi:cvp001 [pii] 10.1093/cvr/cvp001 (2009).
38. Michael, L. H. et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol 269, H2147-2154 (1995).
39. Patten, R. D. et al. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol 274, H1812-1820 (1998).
40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med 1, 215-220 (1995).
41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont'eva, T. A. & Zolotareva, A. G. [Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods]. Kardiologiia 17, 125-128 (1977).
42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol 573, 115-137, doi:10.1007/978-1-60761-247-6_7 (2009).
43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C. & Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol 298, H75-91, doi:00515.2009 [pii] 10.1152/ajpheart.00515.2009 (2010).
44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C. & Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol 48, 504-511, doi:S0022-2828(09)00308-3 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2009.07.015 (2010).
45. Zhao, Z. Q. et al. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol 285, H579-588, doi:10.1152/ajpheart.01064.2002 01064.2002 [pii] (2003).
46. Thibault, H. et al. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol 293, H496-502, doi:00087.2007 [pii] 10.1152/ajpheart.00087.2007 (2007).
47. Scherrer-Crosbie, M. et al. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr 12, 834-840, doi:S0894731799000395 [pii] (1999).
48. Stypmann, J. et al. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim 43, 127-137, doi:la.2007.06001e [pii] 10.1258/la.2007.06001e (2009).
49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T. & Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp, doi:2100 [pii] 10.3791/2100 (2010).
50. Zimmermann, W. H. et al. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res 71, 419-429, doi:S0008-6363(06)00151-9 [pii] 10.1016/j.cardiores.2006.03.023 (2006).
51. Mangi, A. A. et al. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med 9, 1195-1201, doi:10.1038/nm912 nm912 [pii] (2003).
52. Chavakis, E., Koyanagi, M. & Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation 121, 325-335, doi:121/2/325 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.901405 (2010).
53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M. & Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol, doi:S0022-2828(10)00292-0 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2010.08.005 (2010).
54. Fromstein, J. D. et al. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A 14, 369-378, doi:10.1089/tea.2006.0410 (2008).
55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today? Methods Mol Biol 660, 1-6, doi:10.1007/978-1-60761-705-1_1 (2010).
56. Segers, V. F. & Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res, doi:10.1007/s12265-010-9207-5 (2010).
57. Webber, M. J. et al. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med, doi:10.1002/term.273 (2010).
58. Kofidis, T. et al. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation 112, I173-177, doi:112/9_suppl/I-173 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.104.526178 (2005).
59. Vunjak-Novakovic, G. et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev 16, 169-187, doi:10.1089/ten.TEB.2009.0352 (2010).
60. Guyette, J. P., Cohen, I. S. & Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr 20, 35-50, doi:275393334da16faf,17060ab259c70586 [pii] (2010).
61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol, doi:S0022-2828(10)00247-6 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2010.06.010 (2010).
62. Ott, H. C., McCue, J. & Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair--the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol 100, 504-517, doi:10.1007/s00395-004-0558-z (2005).
63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R. & Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res 106, 479-494, doi:106/3/479 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.109.208991 (2010).
64. Nelson, T. J. et al. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation 120, 408-416, doi:CIRCULATIONAHA.109.865154 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.865154 (2009).

12 Comments

You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.