Ligature de l'artère coronaire et injection intramyocardique dans un modèle murin d'infarctus

Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).

1. Instruments chirurgicaux stériles (tableau 1) et 3 applicateurs de coton "à pointe sont placés sur une thibaude stérile. Le stérilisateur perles (Germinator 500) est activé.
2. Souris (âge:> 6 semaines; poids:> 18g) sont anesthésiés par une injection ip de 20 pi / g pc de tribromoéthanol (250mg/kg; durée - environ 40 minutes).
3. Lorsque les souris sont insensibles à l'orteil-pincement, un lubrifiant stérile (Larmes renouvelé) est appliqué sur les yeux pour les protéger contre le dessèchement et le côté gauche de la poitrine est recouverte d'épilation (par exemple Nair) pour enlever la fourrure de la peau.
4. L'épilation est lavé avec de l'eau courante chaude et bétadine / alcool écouvillonnage est utilisé pour désinfecter la zone chirurgicale.
5. La souris est placée sur un coussin chaud isotherme DeltaPhase qui est fixé à une table en plexiglas. Chaque membre est immobilisé à l'aide de bandes et d'un fil épais est placé horizontalement sous les dents du haut pour tenir la mâchoire supérieure en place.
6. La table est positionnée verticalement et une lumière brilla fibre optique est directement sur la région du cou pour l'éclairage transoesophagienne. Cela nécessite un positionnement précis tels que l'ouverture de la gorge est considéré comme un orifice bien éclairé, permettant ainsi la trachée pour être visualisé pour faciliter l'insertion du tube PE.
7. Le tube est ensuite relié au ventilateur (connecté à un O à 95% ₂ / 5% CO ₂₎ pour administrer constante ventilation à pression positive (TOPO ventilateur; taux de 125 respirations / min; pression inspiratoire de pointe de 10 à 12 cmH ₂ O, note * : paramètres varient avec la souche et le sexe 1-3). Une fois la ventilation est confirmée par les mouvements de la poitrine synchrone, la connexion est fixée à la garniture avec du ruban adhésif pour éviter l'extubation pendant la chirurgie.
8. En utilisant des pinces à dents pour tirer la peau et loin de la poitrine, une lame de scalpel stérile n ° 10 attaché à un manche de scalpel n ° 3 est utilisé pour faire une incision de 1,5 cm dans la peau parallèlement au sternum.
9. Courbé microciseaux Vanna sont utilisés pour couper les muscles pectoraux et de faire un petit trou dans le muscle intercostal.
10. Droite, microciseaux émoussées sont utilisés pour couper à travers trois côtes.
11. Un spéculum ophtalmiques 9mm pédiatrique est utilisée pour retirer de la cage thoracique.
12. Utilisation de la pince courbe, tirez le péricarde du coeur et de l'utilisation de la pince à griffes en douceur la déchirure de l'ouvrir.
13. Utilisation du porte-aiguille Castroviejo, un point de 6mm fils d'aiguille conique 3 / 8 de la suture 8-0 polyéthylène sous l'antérieur gauche artère coronaire descendante (le long du grand axe du cœur) qui lui est perpendiculaire.
    1. Pour une ligature temporaire qui peut être retiré pour une reperfusion chronométré, un stérile de 0,5-1cm morceau de PE90 est placé sur le cœur en parallèle à l'artère coronaire. La suture, qui a d'abord été bouclé dans l'artère coronaire, est alors attaché à la tuyauterie. Au moment où il doit être libéré, la ligature est desserré. Ceci peut être répété à volonté et le temps d'occlusion / réocclusion peut être modifié ^4. Selon la longueur du protocole et du type d'anesthésie utilisée, la supplémentation peut être nécessaire.
    2. Pour une occlusion permanente, la ligature lacée sous l'artère coronaire est simplement lié. Blanchiment et dyskinésie sont apparentes et la partie longue de la suture est coupé ^5-10.
    3. Pour l'injection intramyocardique (s), une seringue stérile à Hamilton avec une aiguille de calibre 30 biseauté stérile est introduit dans la base du cœur au-dessus de la zone de blessure sur le côté droit de la ligature. L'aiguille est ensuite avancée dans le domaine de la blessure et retirer légèrement de sorte que le biseau peut être vu à peu près à la zone frontalière. Certains de la solution dans la seringue (2-3μl) est injecté dans le cœur et l'aiguille est maintenu en place. La seringue est retirée une autre 1-3mm et le reste de la solution est injectée. La seringue est maintenu en place jusqu'à ce que la bulle qui se forme par la solution se dissipe. L'aiguille est ensuite retirée. S'il ya un saignement, un applicateur coton-tige est doucement pressé sur le site insertion de l'aiguille jusqu'à ce que le saignement s'arrête ^5-7.
14. Une fois les manipulations du myocarde sont complets, des rétracteurs des côtes sont enlevées et la cavité thoracique est fermée avec 2-3 sutures utilisant 6-0 suture surgipro.
15. Deux-trois sutures sont ensuite mis à fermer les muscles pectoraux, 1-3 gouttes de 1:10 marcaïne 0,25% dans une solution saline stérile (la souris 0.1ml/25g) est appliquée au muscle et ensuite 2-3 sutures sont faites pour fermer la peau.
16. La souris est enlevé du ventilateur. Une fois que la respiration rythmique, rapide, superficielle est vérifiée, la souris peut être extubé.
17. 0.5ml eau chaude salée stérile est injecté dans l'espace sous-cutanée dorsale et de la souris est placée sur un coussin réchauffement dans une cage jusqu'à ce qu'il retrouve la mobilité (1 heure minimum).
18. Pour les expériences de survie, les souris sont replacés dans leurs cages et est retourné au vivarium jusqu'au moment du sacrifice. Pendant les 2 premiers jours, la nourriture est humidifiéplacé sur le plancher de la cage afin de faciliter l'alimentation (donc ils n'ont pas à atteindre ce qui peut causer de la douleur) et la buprénorphine devrait être administrée toutes les 6-12h. Soins post-opératoires comprend également un suivi quotidien de la première semaine afin de vérifier la mobilité suffisante, le toilettage, et les habitudes alimentaires.
19. Les instruments chirurgicaux sont nettoyés avec de l'éthanol et inséré dans le stérilisateur cordon avant l'opération suivante.
20. Au moment du sacrifice, les souris sont anesthésiées avec du pentobarbital de sodium (65mg/ml; 55-65 mg / kg). Quand un avion adéquat d'anesthésie est réalisée, la cavité thoracique est ouverte.
21. Alors que le cœur bat encore, une seringue avec une aiguille de calibre 23 contenant du chlorure de potassium à froid (KCl, 30 mM) ou 2,3-butanedione monoxime (BDM; 10mM) est utilisé pour perforer la région postérieure basale du ventricule et la solution est injecté lentement dans la chambre jusqu'à ce que le cœur est arrêté en diastole.
22. Une fois que le cœur est enlevé, une seringue contenant du PBS est utilisé pour perfuser rétrograde rincez le coeur d'enlever toute trace de sang qui reste. Pour études de toxicité aiguë, à la fin de la période de reperfusion, le DAL est re-ligaturé au point d'origine de l'occlusion. Une solution contenant 1% de bleu Evans est injectée dans l'aorte. Une fois que le coeur est extrait, il est coupé transversalement en 3 sections d'égale épaisseur, incubés dans 1% de chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium et imagé pour les analyses morphométriques ^11. Pour les études chroniques, le cœur est ensuite immergé dans un fixateur, puis traitées et intégrées conformément aux procédures de routine. Les diapositives peuvent ensuite être teinté histologiquement et imagé pour les analyses morphométriques (à l'aide de Scion, NIH Image J, ou Image Pro Plus) ^9,10,12.

Les résultats représentatifs:

Quand c'est fait correctement, le taux de survie chez les souris (mâles: l'âge de 8-10 semaines, 22-28g; femmes: âge 10-12 semaines, 20-26g) sont les suivants: plus de 90% à la phase aiguë d'ischémie / reperfusion et l'ischémie expériences préconditionnement, plus 85% dans les études permanentes ligature de l'artère, et environ 80% pour les injections intra-myocardique. Depuis blessures précoce est plus facilement visible par les changements métaboliques plutôt que structurel, détermination de la taille de l'infarctus chez une ischémie / reperfusion et ischémiques expériences préconditionnement est réalisé en injectant 1% de colorant bleu Evans dans l'aorte qui se perfuser le cœur qui n'est pas fourni par le DAL ( La figure 1A). Une fois que le cœur est enlevé et coupées transversalement en deux, le tissu est incubé dans une solution de 1% de chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium pour mesurer la taille d'infarctus (figure 1B). Les superficies sont mesurées à l'aide de Scion ou NIH logiciel d'imagerie qui peut être calibré à l'aide d'un micromètre imagé au même grossissement. Ces numéros sont utilisés pour calculer la superficie à risque / infarctus du ventricule gauche et la taille / zone à risque ^11. Différences entre les souches peuvent entraîner des variations de poids corporel et la taille du cœur et si les soins doivent être prises pour normaliser ces mesures de poids du cœur, du poids corporel, ou la longueur du tibia à des fins comparatives.

Permanent des résultats ligature de l'artère en gros changements structurels tels que la nécrose, amincissement des parois, et la dilatation de chambre. Comparaison des effets du traitement et / ou de temps sur la taille de l'infarctus et la nécrose par rapport à la ventricule gauche, zone de la chambre, paroi septale et gauche épaisseur de la paroi libre du ventricule dans le modèle d'occlusion permanente (figure 2A) peut également être mesurée en utilisant l'imagerie Scion ou NIH logiciel. Coloration du collagène avec picrosirius rouge / vert rapide (figure 2B) peut être utilisé pour mesurer la fibrose insterstitial ce qui correspond à des indices fonctionnels de ^8-10 raidissement mur. L'image de la figure 3 représente la distribution de la solution 6UL (bleu Evans) injecté dans la zone frontière de la ligature de l'artère cardiaque après permanente. Notez que c'est un produit dans le sens de la blessure ainsi que vers la base et également transmurale.

Figure 1. A. Evan l 'Bleu injecté dans l'aorte avant l'excision. Cette image montre les régions perfusées du cœur (teint) et la zone occluse (non coloré). Evan B. l' Bleu et coloration TTC suivant l'ischémie aiguë / reperfusion. Ceci est une image représentative (20x) montrant la distribution du colorant bleu teinté où les régions sans occlusion ainsi que coloration des tissus viables TTC métaboliquement (rouge). Zones nécrosées ne tache pas et si elles restent pâles (décrites).

Figure 2. A. hématoxyline et éosine. Ceci est une image représentative (20x) de la coloration H & E d'un cœur de souris coupé transversalement dans la région d'infarctus à 4 jours post-IM (20x). Le * indique une nécrose des tissus, les flèches pointent dans les tissus de granulation, VD = ventricule droit et ventricule gauche = LV. B. Picrosirius rouge et vert rapide tache. C'est uneimage représentative (20x) de picrosirius rouge / fast coloration verte d'une coupe transversale de cœur de souris à 4 semaines post-IM. Le vert cytoplasme des taches et des fibres de collagène sont rouges.

Figure 3. Bleu d'Evans de distribution de teinture tache après l'injection intramyocardique 6UL. Ceci est une image représentative montrant la répartition mondiale et transmurale du colorant bleu Evan tout au long du coeur suite à l'injection intramyocardique 6UL à la zone frontalière, immédiatement après la ligature des artères coronaires (12x).

Les maladies coronariennes continue d'être un point de vue épidémiologique et fiscalement problème important de santé publique. Considérables de la recherche fondamentale sont encore nécessaires pour comprendre les mécanismes par lesquels les blessures et le remodelage et comment procéder thérapeutiques potentiels susceptibles de moduler ces processus, si elles doivent être développés pour une utilisation clinique. Les rongeurs sont les plus couramment utilisées et la vaste gamme de souris génétiquement modifiées disponibles rend cette espèce un modèle plus attrayant.

Bien qu'il existe des différences entre les souris et les autres espèces, il ya beaucoup d'avantages à un modèle murin. L'utilisation d'un champ simple, dissection ou une loupe et des conditions bien éclairés permettent la vascularisation d'être facilement vu (pour anatomie détaillée de la vascularisation, voir Salto-Tellez et al., 2004 ^13). Pour réduire le risque de mortalité postopératoire, il est très important d'éviter de rompre les grands navires, puisque le volume total de sang de souris 25g est inférieure à 2 ml ^14. Dans le cas où survient un saignement excessif, l'application d'une pression douce ou la cautérisation identifier peut être utilisé pour arrêter le saignement.

Cette procédure peut également être modifié dans une variété de façons. Par exemple, les souris peuvent être anesthésiés en utilisant l'isoflurane, la kétamine / xylazine, ou du pentobarbital de sodium et de la sélection approprié est déterminé par la durée du protocole de ^15-18. Le réflexe des orteils pincement est l'indice le plus couramment utilisé de la profondeur de l'anesthésie. En outre, pour améliorer la probabilité de survie à long terme, certains chercheurs utilisent les médicaments anti-arythmiques tels que la lidocaïne pour réduire l'incidence des arythmies mortelles ^19,20 cependant, il doit être pris en compte que cela a été récemment démontré avoir des propriétés anti-apoptotiques dans un aiguës modèle ^21. Aussi, pour réduire les douleurs post-opératoires, les analgésiques tels que la buprénorphine peut être administré pendant les 48 premières heures après la chirurgie ^{3,16,17,22,23.} Pour maintenir la température du corps pendant la chirurgie (surtout pour les plus de protocoles), une sonde rectale en série avec un coussin chauffant est souvent utilisé à la place du pad isotherme. Pour l'ischémie / reperfusion et / ou ischémiques pré-ou postconditionnement: la durée de l'occlusion (s) et de la reperfusion (s) peut être modifiée, car une occlusion permanente, la taille de l'infarctus peut être modifiée en ajustant la position de la ligature; et pour les injections intra-myocardique (par exemple les cellules, les protéines), il peut y avoir d'injection endroits 1-3 et le volume par injection peut être jusqu'à 15 ²⁴ pl. Si les cellules sont injectées, le calibre de l'aiguille utilisée (généralement 26-30) ^5,25,26 doivent être choisis en fonction de la taille des cellules de sorte que le diamètre interne de l'aiguille est assez grand pour éviter la tonte. Pour éviter confond en raison de processus inflammatoire déclenchée par la chirurgie, certains chercheurs ont déclaré utiliser un piège qui est manipulé ex vivo à s'obstruer et reperfuser les cœurs dans une souris à thorax fermé à tout moment après la chirurgie ^27-29. Plus récemment, Gao et al. ³⁰ ont montré que l'occlusion temporaire et permanent peut être réalisé sans la nécessité d'une ventilation et un peu de laboratoires ont commencé à utiliser les ultrasons pour effectuer thorax fermé intramyocardique injections ^25,31.

Depuis la première étude démontrant la faisabilité de la ligature des artères coronaires chez des souris a été publiée par Johns et Olson en 1954 ^32, de nombreux autres ont adopté ce modèle et l'a modifié pour étudier divers aspects de la lésion du myocarde et le remodelage ^3,33-45. La nature de la souris en termes de taille, la capacité de reproduction, et les frais relativement moins à l'achat et l'entretien font de cette espèce un outil attrayant pour un large éventail d'études physiologiques et physiopathologiques. Comme la miniaturisation de la technologie pour l'imagerie in vivo en avances ^46-49, ainsi que les moyens d'exécuter et d'analyser la génomique à grande échelle et de la protéomique, criblage de médicaments, l'efficacité des thérapies basées sur les cellules et / ou des protéines ainsi que des biomatériaux ^50-64, combinée avec la gamme plus large de manipulations génétiques offertes par ubiquitaire ou spécifique de tissu des souris transgéniques ou mutantes / KO, le modèle murin d'infarctus du myocarde sans aucun doute continuer à être un outil précieux dans l'évaluation de lésion cardiaque aiguë et à long terme de remodelage. Par conséquent, il ya une valeur incontestable d'être en mesure d'effectuer ces expériences de manière fiable et reproductible.

Ce protocole a été approuvé par les animaux et est en conformité avec les directives et les règlements énoncés par le soin des animaux et du Comité institutionnel utilisation à l'East Carolina University.

Je tiens à remercier le ministère de la Recherche et études supérieures pour fournir des fonds pour soutenir mes recherches et le département de médecine comparée pour leur vigilance et leur aide. Je tiens également à reconnaître le Département de physiologie pour leurs soutien et des conseils ainsi que les étudiants et techniciens dans mon laboratoire pour leur aide. Enfin, je tiens à remercier mon post-doctorat mentor, le Dr Charles E. Murry, pour l'occasion une formation au cours de laquelle j'ai appris la microchirurgie de la souris.

1. Reinhard, C. et al. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome 13, 429-437, doi:10.1007/s00335-002-3005-6 (2002).
2. Schulz, H. et al. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand 174, 367-375, doi:955 [pii] (2002).
3. Tarnavski, O. et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics 16, 349-360, doi:10.1152/physiolgenomics.00041.2003 00041.2003 [pii] (2004).
4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T. & Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res 74, 29-38, doi:S0008-6363(06)00514-1 [pii] 10.1016/j.cardiores.2006.11.026 (2007).
5. Murry, C. E. et al. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature 428, 664-668 (2004).
6. Nussbaum, J. et al. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J 21, 1345-1357, doi:fj.06-6769com [pii] 10.1096/fj.06-6769com (2007).
7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I. & Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther 15, 627-636 (2004).
8. Virag, J. A. et al. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol, doi:01280.2008 [pii] 10.1152/ajpheart.01280.2008.
9. Virag, J. A. et al. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol 171, 1431-1440, doi:ajpath.2007.070003 [pii 10.2353/ajpath.2007.070003 (2007).
10. Virag, J. I. & Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol 163, 2433-2440 (2003).
11. Cozzi, E. et al. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol 291, H894-903 (2006).
12. Virag, J. A. et al. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol 298, H1088-1095, doi:01280.2008 [pii] 10.1152/ajpheart.01280.2008 (2010).
13. Salto-Tellez, M. et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol 13, 91-97, doi:10.1016/S1054-8807(03)00129-7 S1054880703001297 [pii] (2004).
14. Diehl, K. H. et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol 21, 15-23, doi:10.1002/jat.727 [pii] (2001).
15. Lichtenberger, M. & Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 10, 293-315, doi:S1094-9194(06)00135-6 [pii] 10.1016/j.cvex.2006.12.002 (2007).
16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci Appendix 4, Appendix 4B, doi:10.1002/0471142301.nsa04bs42 (2008).
17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth 71, 885-894 (1993).
18. Kolk, M. V. et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp, doi:1438 [pii] 10.3791/1438 (2009).
19. Kinoshita, H. et al. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation 120, 743-752, doi:CIRCULATIONAHA.109.857011 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.857011 (2009).
20. Mulder, P. et al. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol 29, 416-421, doi:S0735109796004913 [pii] (1997).
21. Kaczmarek, D. J. et al. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology 110, 1041-1049, doi:10.1097/ALN.0b013e31819dabda (2009).
22. Blaha, M. D. & Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci 47, 8-19 (2008).
23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 4, 47-56, vi (2001).
24. Dries, J. L., Kent, S. D. & Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol 589, 1725-1740, doi:jphysiol.2010.202366 [pii] 10.1113/jphysiol.2010.202366 (2011).
25. Springer, M. L. et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol 289, H1307-1314, doi:00164.2005 [pii] 10.1152/ajpheart.00164.2005 (2005).
26. Wang, C. C. et al. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res 77, 515-524, doi:cvm046 [pii] 10.1093/cvr/cvm046 (2008).
27. Nossuli, T. O. et al. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol 278, H1049-1055 (2000).
28. Kim, S. C. et al. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol 7,5, doi:1472-6793-7-5 [pii] 10.1186/1472-6793-7-5 (2007).
29. Fazel, S. S. et al. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J 22, 930-940, doi:fj.07-8636com [pii] 10.1096/fj.07-8636com (2008).
30. Gao, E. et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res 107, 1445-1453, doi:CIRCRESAHA.110.223925 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.110.223925 (2010).
31. Fujii, H. et al. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging 2, 869-879, doi:S1936-878X(09)00337-4 [pii] 10.1016/j.jcmg.2009.04.008 (2009).
32. Johns, T. N. & Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg 140, 675-682 (1954).
33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res 58, 88-111, doi:S1043-6618(08)00108-4 [pii] 10.1016/j.phrs.2008.06.007 (2008).
34. Dobaczewski, M. & Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed) 1, 391-405, doi:33 [pii] (2009).
35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W. & Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res 106, 463-478, doi:106/3/463 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.109.208801 (2010).
36. Nithipatikom, K. & Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther 15, 112-119, doi:1074248409358408 [pii] 10.1177/1074248409358408 (2010).
37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C. & Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target? Cardiovasc Res 82, 229-239, doi:cvp001 [pii] 10.1093/cvr/cvp001 (2009).
38. Michael, L. H. et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol 269, H2147-2154 (1995).
39. Patten, R. D. et al. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol 274, H1812-1820 (1998).
40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med 1, 215-220 (1995).
41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont'eva, T. A. & Zolotareva, A. G. [Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods]. Kardiologiia 17, 125-128 (1977).
42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol 573, 115-137, doi:10.1007/978-1-60761-247-6_7 (2009).
43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C. & Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol 298, H75-91, doi:00515.2009 [pii] 10.1152/ajpheart.00515.2009 (2010).
44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C. & Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol 48, 504-511, doi:S0022-2828(09)00308-3 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2009.07.015 (2010).
45. Zhao, Z. Q. et al. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol 285, H579-588, doi:10.1152/ajpheart.01064.2002 01064.2002 [pii] (2003).
46. Thibault, H. et al. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol 293, H496-502, doi:00087.2007 [pii] 10.1152/ajpheart.00087.2007 (2007).
47. Scherrer-Crosbie, M. et al. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr 12, 834-840, doi:S0894731799000395 [pii] (1999).
48. Stypmann, J. et al. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim 43, 127-137, doi:la.2007.06001e [pii] 10.1258/la.2007.06001e (2009).
49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T. & Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp, doi:2100 [pii] 10.3791/2100 (2010).
50. Zimmermann, W. H. et al. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res 71, 419-429, doi:S0008-6363(06)00151-9 [pii] 10.1016/j.cardiores.2006.03.023 (2006).
51. Mangi, A. A. et al. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med 9, 1195-1201, doi:10.1038/nm912 nm912 [pii] (2003).
52. Chavakis, E., Koyanagi, M. & Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation 121, 325-335, doi:121/2/325 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.901405 (2010).
53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M. & Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol, doi:S0022-2828(10)00292-0 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2010.08.005 (2010).
54. Fromstein, J. D. et al. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A 14, 369-378, doi:10.1089/tea.2006.0410 (2008).
55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today? Methods Mol Biol 660, 1-6, doi:10.1007/978-1-60761-705-1_1 (2010).
56. Segers, V. F. & Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res, doi:10.1007/s12265-010-9207-5 (2010).
57. Webber, M. J. et al. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med, doi:10.1002/term.273 (2010).
58. Kofidis, T. et al. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation 112, I173-177, doi:112/9_suppl/I-173 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.104.526178 (2005).
59. Vunjak-Novakovic, G. et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev 16, 169-187, doi:10.1089/ten.TEB.2009.0352 (2010).
60. Guyette, J. P., Cohen, I. S. & Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr 20, 35-50, doi:275393334da16faf,17060ab259c70586 [pii] (2010).
61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol, doi:S0022-2828(10)00247-6 [pii] 10.1016/j.yjmcc.2010.06.010 (2010).
62. Ott, H. C., McCue, J. & Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair--the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol 100, 504-517, doi:10.1007/s00395-004-0558-z (2005).
63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R. & Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res 106, 479-494, doi:106/3/479 [pii] 10.1161/CIRCRESAHA.109.208991 (2010).
64. Nelson, T. J. et al. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation 120, 408-416, doi:CIRCULATIONAHA.109.865154 [pii] 10.1161/CIRCULATIONAHA.109.865154 (2009).

12 Comments

You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.