Epidurale intracraniale druk meting in ratten met behulp van een Fiber-optic Pressure Transducer

1. Schedel penetratie

1. Verdoof rat met isofluraan (5% inductie, 1,5-2% onderhoud) in 70% _N2 en 30% O _2. Na de inleiding van de anesthesie, plaats de rat gevoelig op een warmhoudplaat, het positioneren van de rat de neus in een verdovingsmiddel neuskegel.
2. Met behoud van anesthesie, zet de kop in een stereotaxisch frame, het plaatsen van de oor-bars tot hoofd is gestabiliseerd. Zorg ervoor dat de ademhaling niet wordt belemmerd. (Figuur 2-a).
3. Subcutaan injecteren hoofdhuid, met langdurige plaatselijke verdoving, Bupivacaïne 0,3 ml 0,5% (Pfizer, Australië) voor het maken van een 1,5 cm huid middellijn hoofd incisie. (Steriele instrumenten en handschoenen moeten worden gebruikt.)
4. Blunt ontleden het zachte weefsel en de omliggende spieren om duidelijk te lokaliseren Lambda en bregma. Trek de huid en het bindweefsel.
5. Stem elke bloeding door druk op de blootgestelde schedel. Overmatige schedel bloedingen kunnen worden dichtgeschroeid.
6. Een tandheelkundige drill met een 1 mm tip braam, braam een ​​gat 2 mm breed in de rechter pariëtale bot. Burr het gat 2 mm zijdelingse en 2 mm posterior van bregma de superieure sagittale sinus te voorkomen en zorgen voor de plaatsing van de ICP sensor is over het ischemische gebied, voor een beroerte studies. Alternatieve locaties zou even geschikt voor andere toepassingen. Bramen het gat tot een diepte waar de schedel boven de duur wordt doorzichtig. (Figuur 2 B).
7. Vervang de braam met een 0,5 mm tip braam aan de schedel te verwijderen aan de basis van het gat.
8. Als de schedel begint te barsten, gebruik dan 45 ° tang om alle resterende schedel te verwijderen, zodat de basis van het gat wordt vrijgemaakt van puin. (Figuur 3).

2. Schroef Wijziging en Insertion

1. Boor een 0,7 mm gat door een zeshoekig-headed schroef met een draaibank en 0,7 mm boor.
2. Steek de controle schroef in het gat door hem ongeveer 1,5 omwentelingen (gebruik het minimumbedrag van deblijkt nodig om de schroef te vast in de schedel, zodat er geen onderliggende weefsel beschadigd raken). (Figuur 2 C en figuur 4).
3. Burr een tweede gat voor een verankering schroef in de linker pariëtale bot, 2 mm laterale en 2 mm posterior van bregma. Dit gat niet volledig van de schedel nodig, zodat de 1 mm tip bramen wordt gebruikt om de schedel van schroef inbrengen verdunnen.
4. Plaats een 2 x 4 mm zeskant-headed schroef in het tweede gat. Deze schroef helpt bij het verankeren van de tandheelkundige cement en dus de controle schroef aan de schedel.
5. Gebruik een transferpipet te mengen en tandheelkundige cement monomeren en polymeren van toepassing zijn op de basis van het hoofd van de schroeven.
6. Laat tandheelkundige cement drogen ten minste 10 minuten.

3. Intracraniële druk Transducer Insertion

1. Met behulp van witte correctievloeistof, markeer de glasvezel-sensor 4 mm van de tip.
2. Vul het gat van de monitoring schroef met een steriele zoutoplossing (0,9%) en controleren of er geenluchtbellen aanwezig zijn in de schroef.
3. Steek de ICP sonde 4 mm in de schroef, zodat de punt van de sonde is niveau met het einde van de schroef. Zorg ervoor dat de tip niet doorboren de dura.
4. Stel de punt van de sonde in de schroef tot een ICP spoor als gevolg van ventilatie en de bloeddruk hartslag golven kunnen worden waargenomen. (Figuur 5).

4. Het vormen van een luchtdichte afsluiting

1. Een luchtdichte afsluiting is noodzakelijk om een ​​nauwkeurige ICP lezen. Meng een viskeuze biocompatibel breeuwen materiaal monomeer en polymeer in de verhouding van 1:1. Omdat de druksensor is aan het uiteinde van de sonde, en dit binnen de uitgeholde schroef toepassing van vulmiddel om de as van de optische sonde geen invloed heeft op druk gevoeligheid van de sensor.
2. Breng een dun laagje rond de sonde en het hoofd van de monitoring schroef. Vermijd het verplaatsen van de ICP-sonde.
3. Laat voor 5 minuten.
4. Breng een tweede layer van breeuwen materiaal rond de gehele controle schroef en sonde. Zorg ervoor dat er geen vloeistof lekt uit een spleten in het breeuwen materiaal. (Figuur 2D).
5. Verwijder de oor-bars.
6. De rat kan blijven in de buikligging, of zorgvuldig worden gedraaid in de rugligging tijdens de ICP monitoring.
7. Een schematische weergave van de voltooide werkwijze wordt weergegeven in (figuur 6).

5. Intracraniale druk Transducer verwijderen en opnieuw

1. Bij de voltooiing ICP gevolg, kan de ICP sensor worden verwijderd door zachtjes te trekken de katheter uit de schroef en afdichten materiaal.
2. De SAMBA sensor moet onmiddellijk plaats zijn in 1% TERG-A-Zyme oplossing voor tip corrosie te voorkomen.
3. Het gat achterblijft in de vulmiddel moet worden bedekt met een extra dichtingsmateriaal. (Rat kan worden gewekt in deze fase).
4. Om de SAMBA katheter voor extra controle plaats deze weer terug, snijdhet vulmiddel op het niveau van de kop van de schroef.
5. Herhaal stappen 3.2 - 5.3.

6. Representatieve resultaten

Figuur 5 is een weergave van ICP metingen tien seconden. Bij aanvang is de gemiddelde ICP in een Wistar rat is 6 mmHg. De gebeurtenissen van kortere intervallen afgebeeld in figuur 5 weerspiegelt de bloeddruk pols golven. De gebeurtenissen van langer periodiciteit vertonen ventilatie evenementen. Merk op dat de SAMBA-sensor een ventilatie amplitude van 3-4 mmHg en pulsamplitude van 1-2 mmHg weerspiegelt.

Om de positie van de SAMBA-sensor te bevestigen in elk experiment moet ICP sporen worden getest op gevoeligheid voor abdominale compressies en respiratoire gebeurtenissen, zoals perioden van apneu. Een abdominale compressie is afgebeeld in figuur 7.

Perioden van apneu (geïllustreerd in figuur 8) zijn waargenomen in de meeste experimenten invo Levenskunst spontaan ademende dieren. Deze gebeurtenissen worden geïdentificeerd op de fysiologische records door een afwezigheid van respiratoire doorbuigingen op respiratoire (membraan transducer) en de arteriële druk sporen. Een equivalent wijziging in de ICP spoor valideert de ICP sonde positionering.

Figuur 9 toont een typische ICP spoor na verwijdering van het oor-bars (stap 4.6). Het inbrengen van het oor-bars in stap 1,2 resulteert in een lichte compressie van de schedel en de daaruit voortvloeiende verstoring van de intracraniële volume en daarmee een verhoogde ICP. Als de sensor goed is gepositioneerd, zal ICP dalen ten minste 4 - 5 mmHg met het verwijderen van het oor-bars.

Histologische analyse kan worden gebruikt om te controleren schade aan de corticale gebied direct onder de druksensor en schroef. Een voorbeeld van een traumatische en niet traumatisch schroef inbrengen in figuur 4.

_upload/3689/3689fig1.jpg "/>
Figuur 1. Met vocht gevulde Vs SAMBA ICP Traces. ICP werd gelijktijdig opgenomen via de SAMBA glasvezel-katheter (boven) en een met vocht gevulde katheter (onder). De gemiddelde ICP waarden waren vergelijkbaar in beide sporen, maar de met vocht gevulde catheter signaal met name werd getemperd in vergelijking met de duidelijke ademhalings-en arteriële druk golfvormen gezien met de glasvezel-katheter.

Figuur 2. Intracraniale druk katheter is ingebracht voor de procesvoering. De rat hoofd werd vastgezet in een stereotaxisch frame met oor-bars en een verdoving neus [A]. Een gat van ca. 2 mm in diameter, werd geboord in de juiste pariëtale bot [B]. A 2 x 4 mm schroef met een 0,7 mm in de as is geplaatst [C]. Een verankering schroef werd ingebracht in de linker pariëtale botten en de schedel en de operatiewond gedekt in de tandheelkundige cement. De ICP catheter (zwarte pijl) werd vervolgens ingebracht in de schroef-gat en een luchtdichte afdichting gemaakt met het vulmiddel (witte pijl) [D]. Nieten (voor schaal) = 12 mm x 5 mm.

Figuur 3. Monitoring Schroef Burr Hole Oriëntatie. De schedel werd vrijgesproken van bindweefsel om Lambda (zwart sterretje) en bregma (wit sterretje) vinden en het gat geboord 2 mm zijdelingse en 2 mm achter uit bregma. Het gat puin geruimd was het verlaten van de dura en pial schepen (zwarte pijl) intact. Nieten (voor schaal) = 12 mm x 5 mm.

Figuur 4. Histologie van de hersenen van de rat 24 uur na de Bezetting van de ICP Monitoring Schroef. Haemotoxylin en eosinekleuring, 6 pm coronale secties. Links: Niet-traumatische schroef inbrengen. Rechts: Traumatische schroef inbrengen,gebied van bleekheid toont beschadigd weefsel met vergelijkbare cellulaire morfologie van een beroerte beschadigde gebied (pijl). Voegt een snelheid van 4x doelstelling.

Figuur 5. Typische ICP Trace. Pulse drukgolven zijn afgebeeld door gebeurtenissen van kleinere amplitude (*). Ventilatie wordt weerspiegeld door de gebeurtenissen van langere periodiciteit (#).

Figuur 6. ICP Probe Insertion Schematische. Diagram illustreert plaatsing van ondersteuning schroef (rechts) en afdichten materiaal gecoat ICP sonde in schroef (links).

Figuur 7. Abdominale Compressie. De buik werd tijdelijk gecomprimeerd (~ 1 sec) om de levensvatbaarheid van de ICP-signaal te valideren. Compressie resulteert in een verminderde cerebrale veneuze terugkeer,toenemende intracraniale volume waardoor ICP. Arteriële druk (Pa) gelaten na de eerste ICP stijging.

Figuur 8. Periode van Apneu. De tijdelijke stopzetting van de ademhaling komt tot uiting in het middenrif transducer spoor, de arteriële druk (Pa) spoor en de ICP spoor.

Figuur 9. Ear-Bar verwijderen. ICP moeten laten vallen met het verwijderen van de stereotaxisch frame oor-bars.

De procedure die hier wordt gepresenteerd geeft een zeer gevoelige en nauwkeurige registratie van de intracraniële druk. Deze minimaal invasieve techniek vermijdt belangrijke hersentrauma door het plaatsen van de druksensor in de epidurale ruimte en niet het hersenweefsel of ventrikels.

De kritische stappen omvatten: 1) boren door de schedel - voorzichtigheid is geboden niet te doorboren de duur of de schade ten grondslag liggen aan hersenweefsel, 2) zorgen voor een goede afdichting van de vulmiddel - als er een lek is, zal de ICP spoor niet betrouwbaar. Wanneer de ICP sensor de juiste wijze wordt geplaatst, wordt de lezing geeft een getrouw spoor van niet alleen de ICP, maar ook ademhaling en hartslag. Met inspiratie, hoe meer negatieve intrathoracale druk vermindert stroomafwaarts intravasculaire druk, waardoor er een grotere druk gradiënt en het vergroten van cerebrale veneuze terugkeer. De verdere verlaging CBV resulteert in een afname van ICP. Omgekeerd expirantsoen verhoogt de stroomafwaartse veneuze en verhoogt ICP. Korte, kan een seconde buik compressies worden uitgevoerd in elk proefdier een stimulans vergelijkbaar met een Valsalva manoeuvre te simuleren. Wanneer toegepast, wordt deze fysiologische stimulus bekend cerebrale veneuze terugkeer te verminderen en in een tijdelijke stijging van de ICP tot gevolg hebben. Een gebrek aan reactie op de buik compressie (geen stijging van de ICP) duidt op een lek in de luchtdichte afdichting of verstopping van de holle schroef. Indien een lek blijkt kan een derde laag afdichtingsmateriaal worden rond de sensor om een ​​luchtdichte afdichting te verkrijgen. Merk op dat de dichtingsmateriaal niet de optische vezel comprimeren, zodat een extra laag alleen een voldoende afdichting waarborgen. Als de schroef wordt geblokkeerd, verwijdert u het vulmiddel en de sensor voorzichtig spoelen van de schroef met een steriele zoutoplossing en herhaal de stappen 3,2 tot 4,5. Als de ICP spoor is nog steeds zwak is, moet de glasvezelkabel worden gecontroleerd. De SAMBA glasvezel kabel kan tolereren een buigradius van 10 cm, als dit is exceeded de ICP trace zal worden aangetast.

De dura is in zeer dicht bij de schedel, en daarom is uiterste voorzichtigheid geboden bij het verwijderen van de schedel in stap 1.8. Bij het leren van deze techniek kan de dura per ongeluk worden doorboord en cerebrospinale vloeistof (CSF) zal lekken in de epidurale ruimte en in de controle vast. Een Knick in de dura, zal echter geen invloed op de ICP-meting, omdat de neurocranium is verzegeld.

Deze methode is geschikt voor dieren onder narcose, maar het is gemakkelijk aanpasbaar te voeren opnamen met een kabel systeem wakkere dieren. De beschreven techniek heeft de potentie om te gebruiken in verschillende modellen van ICP meting. De optische vezel gebruikt in deze methode is ongevoelig voor iedere vorm van electro-magnetische velden en is derhalve verenigbaar met beeldvormende technieken zoals MRI, CT, PET en SPECT. De kwaliteit van de opnamen en de betrouwbaarheid van metingen in de tijd beter is those verkregen met behulp van commercieel beschikbare vloeistof gevulde catheter systemen.