Submit
Browse  

The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.

Recommend to Librarian

Automatic Translation

This translation into Norwegian was automatically generated through Google Translate.
English Version | Other Languages

 JoVE General

Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

, ,

Department of Microbiology, Miami University

You must be subscribed to JoVE to access this content.

This article is a part of   JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.

Recommend JoVE to Your Librarian

Current Access Through Your IP Address

You do not have access to any JoVE content through your current IP address.

IP: 54.234.231.49, User IP: 54.234.231.49, User IP Hex: 921364273

Current Access Through Your Registered Email Address

You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please or create an account with your institutional email address to access this content.

 

Video Article Chapters

Cite this Article: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Dolhi, J. M., Ketchum, N., Morgan-Kiss, R. M. Establishment of Microbial Eukaryotic Enrichment Cultures from a Chemically Stratified Antarctic Lake and Assessment of Carbon Fixation Potential. J. Vis. Exp. (62), e3992, doi:10.3791/3992 (2012).

Abstract: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Lake Bonney er en av utallige permanent islagte innsjøer som ligger i McMurdo Dry Valleys i Antarktis. Den flerårige isen opprettholder en kjemisk stratifisert vannsøylen og i motsetning til andre innlandet vannforekomster, hovedsakelig hindrer ekstern tilførsel av karbon og næringsstoffer fra bekker. Biota er utsatt for en rekke miljømessige belastninger, blant annet helårs alvorlig næringsmangel, lave temperaturer, ekstrem skygge, hypersalinity, og 24-timers mørke vinteren en. Disse ekstreme miljøforhold begrense biota i Lake Bonney nesten utelukkende til mikroorganismer to.

Encellede mikrobielle eukaryoter (kalt "protister") er viktige aktører i biogeokjemiske sykler tre og spiller viktige økologiske roller i sykling av karbon i de tørre dalen innsjøer, opptar både grunnskoler og videregående roller i akvatisk næringskjeden. I de tørre dalen akvatiske næringskjeden, protister som løser jegnorganic karbon (autotrophy) er de største produsentene av organisk karbon for organotrophic organismer 4, 2. Phagotrophic eller heterotrofe protister stand til inntak bakterier og mindre protister opptre som toppredatorer i næringskjeden 5. Sist, er en ukjent andel av protist befolkningen i stand til kombinerte mixotrophic metabolisme 6, 7. Mixotrophy i protister innebærer evnen til å kombinere fotosyntetiske evne med phagotrophic inntak av byttedyr mikroorganismer. Denne formen for mixotrophy forskjellig fra mixotrophic metabolisme i bakterielle arter, noe som vanligvis innebærer opptak oppløste karbon molekyler. Det er for tiden svært få protist isolater fra permanent is-capped polare innsjøer, og studier av protist mangfold og økologi i dette ekstreme miljøet har vært åtte begrenset, 4, 9, 10, 5. En bedre forståelse av protist metabolsk allsidighet i det enkle tørre dalen innsjø næringskjeden vil hjelpemiddel i utvikling av modeller for role av protister i den globale karbonsyklusen.

Vi ansatt en berikelse kultur tilnærming for å isolere potensielt phototrophic og mixotrophic protister fra Lake Bonney. Prøvetaking dyp i vannsøylen ble valgt basert på plasseringen av primærproduksjonen maxima og protist fylogenetisk fire mangfold, 11, samt variasjon i viktige abiotiske faktorer som påvirker protist trofiske moduser: grunt prøvetaking dyp er begrenset for store næringsstoffer, mens dypere prøvetaking dybder er begrenset av lys tilgjengelighet. I tillegg ble innsjø vannprøver supplert med flere typer vekstmedier for å fremme veksten av en rekke phototrophic organismer.

RubisCO katalyserer det hastighetsbegrensende trinnet i Calvin Benson Bassham (CBB) syklus, den viktigste veien der autotrophic organismer fikse uorganisk karbon og gi organisk karbon for høyere trofiske nivåer i akvatiske og terrestriske næringskjeder 12. I denne studien, we brukte et radioisotop analysen modifisert for filtrerte prøver 13 til overvåke maksimalt carboxylase aktivitet som en proxy for karbon fiksering potensial og metabolsk allsidighet i Lake Bonney berikelse kulturer.

Protocol: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

1. Eksempel Oppkjøp

  1. Velg og forberede målepunktet en dag før prøvetaking vannsøylen. Dette vil tillate stratifiserte lagene i vannsøylen for å reformere etter forstyrrelse på grunn av boring og is-hull smeltende. Identifiser plassering av borestedet ved GPS.
  2. For å få tilgang vannsøylen, begynne med å bore et hull gjennom isen med en Jiffy is Auger festet til en 4-tommers Jiffy flytur forlengelse og skjæring bit. For å hindre frysing av boret i hullet, prøv å unngå boring i flytende vann ved å stanse boring ca 4-6 inches over toppen av vannsøylen.
  3. Boret hull må utvides fra en diameter på 15 til 60 cm før prøvetaking. Dette gjøres ved bruk av et hull smelteren (Hotsy Model) som sirkulerer oppvarmet polyetylenglykol gjennom et kobberrør. Hole smelting tar vanligvis opptil 18 timer.
  4. Før prøvetaking vannsøylen, sørge for at alt nødvendig utstyr og prøve stOrage fartøy er samlet på målepunktet. Prøvetaking materialer inkluderer: Niskin flaske (5-10 L kapasitet), vinsj med dybde-kalibrert kabel, Messenger, tilstrekkelig prøveflasker for hver prøvetaking dybde og kjølere for prøve transport.
  5. Begynn prøvetaking tidlig på dagen (~ 5 am), som Lake vann filtrering skal være ferdig den dagen prøvetakingen. Samle vannprøver (1-5 L) fra ønskede dypet (for denne studien: 6-m, 15-m og 18-m prøvetaking dyp, målt fra piezometric vannstanden i isen hull) ved hjelp av en Niskin sampler festet til en kalibrert hånd vinsj. For å hindre forstyrrelser av vannsøylen samle grunne dybder før dypere seg.
  6. Oppbevar innsjø prøver i kjølere og transport fra prøven nettstedet til feltet laboratoriet ved hjelp av en slede festet til en ATV (all terrain vehicle). Prøvene skal behandles eller stabilisert (for eksempel: flash fryse i flytende nitrogen) ved feltlaboratorium umiddelbart etter prøvetaking.

2. Development av berikelse kulturer

  1. For dyrking av berikelse kulturer, Konsentrer 0,5 til 1 L av innsjøen vann på 47 mm 0,45 mikrometer porestørrelse polyetersulfon filtre bruker mild filtrering (<0,3 atm). Hvis mangfoldet i naturlige fellesskapet er ønsket, filtrere en ny prøve på 47 mm 0,45 mikrometer porestørrelse polyetersulfon filter og følger protokoller ifølge Bielewicz et al. 4 for eukaryote fylogenetisk diversitet.
  2. Overføring filter til 50 ml sterilt falk tube inneholder ca 20 ml filtrert innsjø vann hentet fra samme prøvetaking dybde som filter. Vask forsiktig celler fra filteret ved hjelp av en steril pipette.
  3. Overføring cellesuspensjon til en 25 cm 2 sterile cellekultur kolbe. Legg filtrert innsjø vann samlet fra hver prøve dybde for å øke kultur volumet til 45 ml. Sett opp flere replikater for hver prøvetaking dybde hvis enrichments på ulike dyrkingsmedier er ønsket.
  4. Suppler kultur kolber med 50X sterile løsninger til en endelig konsentrasjon på 1X av følgende vekstmedium: Fet s Basal Medium, BG11 og F / 2. Dersom dyrking av mixotrophic organismer er nødvendig, set-up to F/2-supplemented fartøy og legge 2-3 korn av sterile ris til en av flaskene.
  5. Inkuber kultur kolber ved lav temperatur (4 ° C) og lav irradians (20 mikromol fotoner m -2 s -1) i et temperaturkontrollert vekst inkubator for minst 4 uker i Antarktis før utskiping til din Amerikanske laboratorium. Hvis isolater er ønsket, plate 250 mL av berikelse kultur på agar plater som inneholder egnede vekstmedier etter to uker inkubasjon.
  6. For forsendelse til USA, overføre berikelse kulturer til sterile 50 ml falcon rør. Anmodning forsendelse kravet om "ikke fryse" og "keep cool" på frakt anmodning. Mens shipping prosessen fra Antarktis er relativt rask (2 uker etter kommersiell luft) og svært pålitelige, er det en mulighet for tap av kresen orgelISMS under transport prosessen. Dermed kan etterforskerne ønsker å bevare en subsample før levering, slik at tap av visse arter under frakt prosessen kan vurderes.
  7. Ved ankomst i USA, kronet overføring 5 ml berikelse kultur inn 45 ml av passende vekstmedier i en 125-mL sterilt erlenmeyerkolbe med en steril svamp. Berikelse kulturer bør opprettholdes som stående kulturer i en temperatur kontrollert miljø vekst kammeret (diurnal Vekst Chamber, VWR) ved 4 ° C/20 mikromol fotoner m -2 s -1. Kulturer bør overføres til friske media hver 30. dag.

3. Cell lysate Utvinning fra Filtrert enrichments

  1. Filter 5 ml berikelse kultur på en 25 mm Whatman GF / F filter bruker mild vakuum (<10 psi). Filteret kan oppbevares i flere uker ved -80 ° C før analysering RubisCO aktivitet.
  2. Skjær filteret inn 4-5 seksjoner med sterile stål saks ogoverføre bitene med steril tang til en 2 mL skrukork rør fylt en femtedel av veien full med 0,1 mm diameter zirkonia / silika perler.
  3. Legg 1.25 mL filter utvinning buffer (50 mM bicine, 10 mM MgCl 2, 1 mM EDTA, 5 mg / ml BSA, og 0,1% Triton X-100, legg frisk: 10 mm NaHCO 3, 10 mM DTT, 3,3 mM aminocaproic syre, 0,7 mM benzamidine, 7,8 pH) 13 og forstyrre celler ved hjelp av en Minibead visp tre ganger for 30s på hastighetsinnstilling 48. For å hindre oppvarming av prøven, alternative beadbeating med en min is inkubasjon.
  4. Sentrifuger filter slurry for 2 min ved 3000 xg ved 4 ° C for å danne en løs pellet av GF / F filter fibre og celleveggen rusk.
  5. Fjerne en 200 mL delmengde og senkes i 800 mL av iskald 90% aceton. Mål uttrekkbar klorofyll (CHL) en i et spektrofotometer ved bølgelengde verdier av 664 nm og 647 nm 14. Overfør supernatanten til et 1,5 ml mikrosentrifuge tube.
  6. Sentrifuger remaining supernatanten ved 4 ° C i 2 min til 15.000 xg og overføre supernatanten (unngå pellet av uløselige cellemembraner og resterende GF / F filter fiber) til en ren 1,5 mL mikrosentrifuge tube. Dette løselig celle lysate kan nå brukes i RubisCO carboxylase aktiviteten analysen.
  7. Lysate kan oppbevares ved -80 ° C etter tilsetting av 12,5% glyserol og flash frysing i flytende nitrogen. Et tap av aktivitet kan oppstå etter flere fryse / tine sykluser, avhengig av følsomheten på enzymer i lysate. Derfor bør aktiviteten fersk versus frossen lysate testes før storskala celle lysate ekstraksjon.

4. RubisCO Carboxylase Aktivitet Filter Assay

  1. Overføring 125 mL av løselig lysate til en 15 mL skrukork mikrosentrifuge tube (cap ikke nødvendig) som har blitt kjølt på is. For negative kontrollprøver, legg 125 mL løselig lysate til 15 ml skrukork mikrosentrifuge tube, men ikke legge substrat (i trinn 4.7). Kjørduplisere reaksjoner for alle prøver og negative kontroller.
  2. Forbered 10 mL av analysen buffer fersk (50 mM Bicine-NaOH, 8,0 pH, 50 mm 3 NaHCO, 25 mM MgCl 2) og chill på is. Delmengde nok av analysen buffer for alle prøvene og negative kontroller (100 mL per prøve / kontroll pluss 100 mL ekstra) til en 5 ml tube. Utfør alle etterfølgende trinn under en avtrekkshette.
  3. Legg 40 mL NaH 14 CO 3 (500 μCi / ml) per ml av analysen buffer til alikvoteres buffer og holde buffer på is.
  4. Ta 10 mL av analysen buffer som inneholder 14 C og spe den i 1 mL analysen buffer. Etter å snu for å blande, tilsett 100 mL av 1:100 fortynnede blandingen til 3 ml Bio-Safe II scintillation telle cocktail i en scintillation hetteglass. Inverter å blande. Scintillation tellinger (Beckman LS6500) bør være over 18 000 kopier i minuttet før du fortsetter med analysen.
  5. Når nok NaH 14 CO 3 er lagt til analysen buffer,flytte reaksjon rør til en tørr bad forhåndsinnstilt til 25 ° C og inkuber 3-5 minutter.
  6. Tilsett 100 mL analysen buffer til lysates og inkuber i 5 minutter ved 25 ° C.
  7. Tilsett 20 mL av 15 mm ribulose-bifosfatase-karboksylase/oksygenase-proteinet, til prøver og la reaksjonen å fortsette i 5-10 minutter ved 25 ° C.
  8. Tilsett 100 mL propionsyre (100%) (Fisher) for å stoppe reaksjonen. Sentrifuger i 1 time ved 2000 xg til eksos kommunefritt 14 C.
  9. Overfør det totale volumet av prøvene til scintillation hetteglass som inneholder 3 ml Bio-Safe II scintillation telle cocktail. Bestem cpm av syre stabile sluttprodukter av scintillation telling (B. Witte, R. Tabita personlig kommunikasjon).
  10. Beregn RubisCO aktivitet priser på CHL en basis 14.

5. Representative Resultater

Vi utnyttet berikelse dyrkning å isolere kaldt tilpasset phototrophic og mixotrophic protister bosatt i Antarktis LÅke Bonney. For å fange et større mangfold av organismer, testet vi tre vekstmedier typer: Fet s Basal Medium (BBM) 15, F/2-Si Marine 16 Medium, 17 og BG11 Medium 18. Visuell inspeksjon av berikelse kulturer ved lysmikroskopi avslørte at kulturene ble dominert av phototrophic protister (indikert ved tilstedeværelsen av klorofyll pigment i de fleste celler) og næret en rekke celle morfologi avhengig av prøvetaking dybden hvorfra podestoff ble tatt og medietype som brukes i kulturen (Fig. 1).

Vi målte maksimalsatser for carboxylase aktivitet katalysert av enzymet RubisCO som en proxy for CO fiksering potensial. CHL en overflod ble også overvåket som et estimat phototrophic protist biomasse (Fig. 2). Til tross for dyrking av alle kulturer under samme temperatur / lys regime (dvs. 4 ° C/20 mikromol m -2 s -1), karbon fiksering potensiellog phototrophic biomasse variert dramatisk mellom berikelse kulturer. Maksimum RubisCO aktivitet ble observert i berikelse kulturer vokser i enten BBM (enrichments 4 og 6) eller BG11 (enrichments 13 og 14) vekstmedier, mens kulturer beriket på F / 2 vekst medium (19 enrichments, 21, 23) viste en 4 - til 34 ganger lavere maksimal carboxylase aktiviteter. Disse forskjellene var ikke på grunn av lavere biomasse i F / 2 kulturer, som carboxylase aktivitet ble uttrykt på en CHL en basis. Dessuten gjorde RubisCO aktivitet ikke korrelerer med CHL en konsentrasjon (r = -0,023, p> 0,1;. Fig. 2, innfelt). De BBM kulturer inokulert med lake vann fra 6 m og 15 m (enrichments 4 og 5) hadde den høyeste CHL noen nivåer, mens alle andre kulturer utstilt relativt lav CHL en, uavhengig av RubisCO enzymaktivitet (Fig. 2).

Figur 1
Figur 1.Representative mikrobielle eukaryote berikelse kulturer som har valgt for veksten av forskjellige organismer. Identitet av kulturen er gitt i nedre venstre panelene. Alle bilder representerer lys mikrografer generert ved hjelp av olje nedsenking på 1000x forstørrelse.

Figur 2
Figur 2. Potensiell karbon fiksering kapasitet og uttrekkbar klorofyll a nivået i Antarktis mikrobielle eukaryote berikelse kulturer isolert fra Lake Bonney og dyrket på ulike dyrkningsmedier. Se tabell 1 for kultur detaljer Innfelt:. Pearson korrelasjon mellom klorofyll en overflod og bundet karbon potensial i Antarktis mikrobielle eukaryote berikelse kulturer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Nyere molekylære studier har rapportert høy diversitet av encellede eukaryote tvers av en rekke tre miljøer, 19, 20, men på grunn av mangel på isolater over hele spekteret av protist habitater de funksjonelle roller disse individuelle arter i næringskjeder i stor grad ukjent. I denne studien har vi beskrevet metoder for å berike for mikrobielle eukaryote arter stiller metabolsk allsidighet fra en relativt undersampled miljø, en permanent islagte Antarktis innsjø. Kulturer beriket fra ulike prøvetaking dybder i Lake Bonney utstilt differensiallikninger bundet karbon priser som var veksten medium-avhengig. For eksempel reflekterer lav karbon fiksering potensial i kulturer beriket i F / 2 versus BBM eller BG 11 vekstmedier sannsynlig forskjeller i protist mangfold og metabolsk kapasitet. BBM vekst medium velger for grønne alger arter (eller chlorophytes) og våre kulturer synes å være en monokultur av en grønn alge arter (Fig.1A, B). Disse organismene er kjent for å i stor grad avhenge photoautotrophy. Ett isolat fra Lake Bonney utstillinger ren photoautotrophic metabolisme, ha en streng krav til lys som eneste energikilde en. I kontrast er F / 2 vekstmediet laget for å berike for et bredt spekter av marine protister, inkludert potensielt mixotrophic organismer 12. Selv om vi ikke fullt ut utforske mangfoldet av F / 2 kulturer, mikroskopiske utsikt over disse enrichments viser tydelig et konsortium av protister av ulike celle morfologi (Fig. 1C, D). Dermed reduseres RubisCO aktivitet i F / 2 kulturer kan skyldes utnyttelse av alternative karbon / energi oppkjøp moduser. Til støtte for denne spådommen, rene kulturer av photoautotrophic Antarktis isolatene viser signifikant høyere maksimal RubisCO carboxylase priser sammenlignet med Antarktis isolerer at utstillingen mixotrophy (Dolhi & Morgan-Kiss, upubliserte resultater). Nærmere studier av heterotrofe EnzYme aktivitet i disse prøvene vil bidra til å fullt ut karakterisere den metabolske allsidigheten av protist berikelse kulturer og er for tiden i gang i vårt laboratorium. I tillegg vil de fysiologiske data som er beskrevet i denne artikkelen suppleres med fylogenetisk og metagenomic sekvensering informasjon som en del av et stort sekvensering innsats for å karakterisere mikrobielle samfunn over hele kloden kalt jorda microbiome Project ( http://www.earthmicrobiome.org/~~V ) .

Den modifiserte filteret analysen beskrevet i denne rapporten kan også brukes til celle lysate hentet fra filtrerte innsjøen vannprøver. Men for nye anvendelser av denne analysen, bør optimal lysate volum bestemmes ved å analysere tre forskjellige volumer og bruke det som gir kpm minst 3 til 4 ganger over de negative kontrollene. Analyser av karbon fiksering potensial i forbindelse med enzymatiske analyser av heterotrofe aktiviteterty i naturlige protist samfunn ville gi en mer detaljert visning av rollen protist trofisk evne og karbon sykling i akvatiske miljøer. Vi er for tiden søker denne tilnærmingen for å forstå den rollen abiotiske miljøfaktorer i protist metabolsk allsidighet i Lake Bonney og andre antarktiske innsjøene. Den RubisCO carboxylase filteret analysen metoden vil være et verdifullt verktøy for å studere potensialet karbon fiksering og metabolsk allsidighet i småskala berikelse kulturer så vel som hele innsjøen systemer.

Før utviklingen av dyrkingsmetoder uavhengige molekylære verktøy, ble protister tradisjonelt identifisert ved dyrking og taksonomisk klassifisert basert på deres cellemorfologi. Dermed er det en lang historie av berikelse og isolering av protister bosatt i et bredt spekter av habitater. Tidlige undersøkelser særlig er historisk verdifull for detaljert taksonomisk identifikasjon (anmeldt i: 21, 22). Mens isolering av protisterbruker berikelse tilnærminger er relativt sjelden i Antarktis ferskvann miljøer, flere marine protist isolater fra anriking av Antarktis sjøvann er tilgjengelige 23-26. I tillegg er flere kultur samlinger dedikert til protist og microalgal isolater (for eksempel: den Provasoli-Guillard kultur samling, https://ncma.bigelow.org/~~V ). Pålitelige og billig sekvensering teknologier har produsert en massiv genetisk database av utmark protistan sekvenser. Selv om disse databasene har vært veldig informativ om mangfold og distribusjon av denne viktige gruppen av mikroorganismer, er det et økende gap i å knytte sekvens data med vår forståelse av protist økologi og fysiologi. Dermed vil tradisjonelle dyrking teknikker, særlig i undersampled miljøer som polare akvatiske habitater fortsette å spille en viktig rolle mot å forstå betydningen og økologiske rollerav protister i globale geokjemiske sykling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Vi har ingenting å avsløre.

Acknowledgements: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Forfatterne takker J. Priscu, A. Chiuchiolo og McMurdo Filterpressens limnologi team for bistand i innsamling og bevaring av prøvene i Antarktis. Vi takker Ratheon Polar Services og Phi helikoptre for logistisk støtte. Lette mikrografer ble generert i Miami senter for avansert mikroskopi og Imaging Center. Dette arbeidet ble støttet av NSF Office of Polar radioprogrammer Grants 0631659 og 1056396.

Materials: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

Name Company Catalog Number Comments
BBM Sigma-Aldrich B5282
BG11 Sigma-Aldrich C3061
F/2 Sigma-Aldrich G9903
GF/F filter, 25 mm Fisher Scientific 09-874-64
GF/F filter, 47 mm Fisher Scientific 09-874-71
Polyethersulfone filter, 0.45 µm pore, 47 mm Pall Corporation 61854
Sterile cell culture flask, 25 cm2 Corning 430639
Diurnal growth chamber VWR international 35960-076
Zirconia/silica beads, 0.1 mm diamter Biospec Products 11079101z
Mini-Bead beater Biospec Products 3110BX
Screw-cap microcentrifuge tube (1.5 µL) USA Scientific, Inc. 1415-8700
NaH14CO3 ViTrax VC 194 Keep in aliquots of 400 μL at -20°C
RuBP Sigma-Aldrich R0878-100mg Dissolve in 10 mM Tris-propionic acid (pH 6.5)

References: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

  1. Morgan-Kiss, R.M., Priscu, J.P., Pocock, T., Gudynaite-Savitch, L., & Hüner, N.P.A. Adaptation and acclimation of photosynthetic microorganisms to permanently cold environments. Microbiol Mol. Biol. Rev. 70, 222-252 (2006).
  2. Priscu, J.C., Wolf, C.F., Takacs, C.D., Fritsen, C.H., Laybourn-Parry, J., Roberts, J.K.M., & Berry-Lyons, W. Carbon transformations in the water column of a perennially ice-covered Antarctic Lake. Biosci. 49, 997-1008 (1999).
  3. Caron, D.A., Worden, A.Z., Countway, P.D., Demir, E., & Heidelberg, K.B. Protists are microbes too: a perspective. ISME J. 3, 4-12 (2009).
  4. Bielewicz, S., Bell, E.M., Kong, W., Friedberg, I., Priscu, J.C., & Morgan-Kiss, R.M. Protist diversity in a permanently ice-covered Antarctic lake during the polar night transition. ISME J. 5, 1559-1564 (2011).
  5. Laybourn-Parry, J. No place too cold. Science. 324, 1521-1522 (2009).
  6. Roberts, E.C. & Laybourn-Parry, J. Mixotrophic cryptophytes and their predators in the Dry Valley lakes of Antarctica. Freshwat. Biol. 41, 737-746 (1999).
  7. Roberts, E.C., Priscu, J.C., & Laybourn-Parry, J. Microplankton dynamics in a perennially ice-covered Antarctic lake-Lake Hoare. Freshwat Biol. 27, 238-249 (2004).
  8. Bell, E.M. & Laybourn-Parry, J. Mixotrophy in the Antarctic phytoflagellate Pyramimonas gelidicola. J. Phycol. 39, 644-649 (2003).
  9. De Wever, A., Leliaert, F., Verleyen, E., Vanormelingen, P., Van der Gucht, K., Hodgson, D.A., et al. Hidden levels of phylodiversity in Antarctic green algae: further evidence for the existence of glacial refugia. Proc. Biol. Sci. 276, 3591-3599 (2009).
  10. Laybourn-Parry, J. Survival mechanisms in Antarctic lakes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 357, 863-869 (2002).
  11. Lizotte, M.P. & Priscu, J.C. Distribution, succession and fate of phytoplankton in the dry valley lakes of Antarctica, based on pigment analysis. In: Ecosystem Dynamics in a Polar Desert: The McMurdo Dry Valleys. Priscu, J.C., ed., American Geophysical Union, 229-240 (1998).
  12. Ellis, R.J. Most abundance protein in the world. Tren. Biochem. Sci. 4, 241-244 (1979).
  13. Tortell, P.D., Martin, C.L., & Corkum, M.E. Inorganic carbon uptake and intracellular assimilation by subarctic Pacific phytoplankton assemblages. Limnol. Oceanogr. 51, 2102-2110 (2006).
  14. Jeffrey, S.W. & Humphrey, G.F. New spectrophotometric equations for determining chlorophyll a, b, c1, c2 in higher plants, algae and natural phytoplankton. Biochem. Physiol. Pflanz. 167, 191-194 (1975).
  15. Morgan, R.M., Ivanov, A.G., Priscu, J.C., Maxwell, D.P., & Hüner, N.P.A. Structure and composition of the photochemical apparatus of the Antarctic green alga, Chlamydomonas subcaudata. Photosyn. Res. 56, 303-314 (1998).
  16. Guillard, R.R.L. Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates. In: Culture of Marine Invertebrate Animals. Smith, W.L. & Chanley, M.H., eds., New York, Plenum Publishing, 29-60 (1975).
  17. Johnson, M.D., Tengs, T., Oldach, D., & Stoecker, D.K. Sequestration, performance, and functional control of cryptophyte plastids in the ciliate Myrionecta rubra (Ciliophora). J. Phycol. 42, 1235-1246 (2006).
  18. Rippka, R., Deruelles, J., Waterbury, J., Herdman, M., & Stanier, R. Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. J. Gen. Microbiol. 111, 1-61 (1979).
  19. Not, F., del Campo, J., Balague, V., De Vargas, C., & Massana, R. New insights into the diversity of marine picoeukaryotes. PLoS ONE. 4, e7143 (2009).
  20. Sherr, B.F., Sherr, E.B., Caron, D.A., Vaulot, D., & Worden, A.Z. Oceanic Protists. Oceanography. 20, 130-135 (2007).
  21. Finlay, B.J. Protist taxonomy: an ecological perspective. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 359, 599-610 (2004).
  22. Foissner, W. Protist diversity: estimates of the near-imponderable. Protist. 150, 363-368 (1999).
  23. Gast, R.J., Moran, D.M., Dennett, M.R., & Caron, D.A. Kleptoplasty in an Antarctic dinoflagellate: caught in evolutionary transition? Environmental Microbiology. 9, 39-45 (2007).
  24. Gast, R.J., Moran, M.A., Beaudoin, D.J., Blythe, J.N., Dennett, M.R., & Caron, D.A. High abundance of a novel dinoflagellate phylotype in the Ross Sea, Antarctica. J. Phycol. 42, 233-242 (2006).
  25. Moran, D.M., Anderson, O.R., Dennett, M.R., Caron, D.A., & Gast, R.J. A Description of Seven Antarctic Marine Gymnamoebae Including a New Subspecies, Two New Species and a New Genus: Neoparamoeba aestuarina antarctica n. subsp., Platyamoeba oblongata n. sp., Platyamoeba contorta n. sp. and Vermistella antarctica n. gen. n. sp. Journal of Eukaryotic Microbiology. 54, 169-183 (2007).
  26. Rose, J.M., Vora, N.M., Countway, P.D., Gast, R.J., & Caron, D.A. Effects of temperature on growth rate and gross growth efficiency of an Antarctic bacterivorous protist. The ISME journal. 3, 252-260 (2009).

Ask the Author: Etablering av Mikrobielle Eukaryote berikelse kulturer fra en kjemisk Stratifisert Antarktis Lake og vurdering av Carbon Fiksering Potential

0 Comments

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Waiting
simple hit counter