The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.

Recommend to Librarian

Automatic Translation

This translation into Swedish was automatically generated through Google Translate.
English Version | Other Languages

 JoVE General

In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

,

Department of Neurology, University of California, Los Angeles

You must be subscribed to JoVE to access this content.

This article is a part of   JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.

Recommend JoVE to Your Librarian

Current Access Through Your IP Address

You do not have access to any JoVE content through your current IP address.

IP: 54.234.180.187, User IP: 54.234.180.187, User IP Hex: 921351355

Current Access Through Your Registered Email Address

You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please or create an account with your institutional email address to access this content.

 

Video Article Chapters

Cite this Article: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

Golshani, P., Portera-Cailliau, C. In Vivo 2-Photon Calcium Imaging in Layer 2/3 of Mice. J. Vis. Exp. (13), e681, doi:10.3791/681 (2008).

Abstract: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

För att förstå nätverk dynamik mikrokretsar i hjärnbarken är det viktigt att samtidigt spela in aktiviteten hos ett stort antal nervceller. In-vivo två-photon kalcium avbildning är den enda metoden som tillåter en att spela in verksamheten i en tät neuronal befolkning med encelliga upplösning. Metoden består i att implantera en kranial imaging fönster, injicera en fluorescerande färg kalcium indikator som kan tas upp av ett stort antal nervceller och slutligen registrera aktiviteten hos nervceller med tid förfaller kalcium avbildning med en in-vivo två photon mikroskop. Samtidig injektion av astrocyternas-specifika färger gör att man kan skilja nervceller från astrocyter. Tekniken kan utföras på möss som uttrycker fluorescerande molekyler i specifika undergrupper av nervceller för att bättre förstå det nätverk interaktioner mellan olika grupper av celler.

Protocol: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

  1. Förbered fluorescerande lösningen kalcium indikator. Vi använder acetoximetyl ester färgämnen eller AM färgämnen för korta. Dessa är färgämnen som kan tas upp av celler när det injiceras extracellularly. Vi använder vanligtvis Oregon-Grön BAPTA-1 AM eller Fluo-4 ÄR vid en koncentration av 1 mm. AM färgämnen kan erhållas från Invitrogen i 50 mikrogram flaskor. Vi förbereder först en 20% lösning av Pluronic F-127 i DMSO. Vi varma lösningen före användning varje dag tills dess klara. Vi löser upp kalcium indikator på 20% Pluronic F-127/DMSO i 15-20 minuter till en koncentration på 10 mm. Vi Späd sedan lösningen till 1 mm i en lösning som innehåller, i mm: 150 NaCl, 2,5 KCl, 10 Hepes, pH 7,4. Dessutom är 100 mikroM Sulforhodamine 101 vanligtvis ingår att märka astrocyter och visualisera pipetten under injektionen. Vi filtrera lösningen innan injektion med en 0,49 mikron centrifugal-filter (Stosiek et al, 2003;.. Garaschuk et al, 2006).

  2. Implantat en kraniell fönster över det område som ska avbildas. Vi har beskrivit de allmänna riktlinjerna från JUPITER , men med följande ändringar är viktiga för kalcium färg injektion:

    Gör en mindre kraniotomi 2 mm i diameter över kortikala område av intresse med extrem försiktighet att inte skada den underliggande dura. Säkra ett täckglas på plats över kraniotomi, men bara delvis täcker kraniotomi och lämnar ett litet mellanrum mellan kanten på kraniotomi och glaset täckglas för att ge plats för en pipett att komma in i hjärnbarken snett. Före injektion, gör ett grunt bra med dentala cement runt kraniotomi. Den väl bör utvidga som rostralt i riktning och vara grunt nog att tillåta införandet av mikropipett för injektion.

  3. Överför musen över till det stadium i mikroskop och immobilisera huvudet, som visas i vår video på blodflödet avbildning .

  4. Dra pipetter glas mikroelektrod till en spets diameter ger 2-4 Mega Ohm i motstånd med hjälp av en pipett avdragare. Ladda kalcium blandningen indikatorn färg på glaspipett hjälp av mikrospruta. Med hjälp av en mikromanipulator försiktigt sänka mikropipett på ytan av hjärnan med hjälp av en 4X mål, som sedan fint placerad under en 40X mål. Välj en lämplig plats för injektion, så att det finns få eller inga överliggande blodkärlen att skymma avbildning. Med hjälp av två-photon mikroskopi, är spetsen på pipetten visualiseras och avancerade långsamt i hjärnbarken, till ett djup av 200 mikrometer under dura. Då trycket injicera färgämne blandningen vid 10 PSI i 1 minut med hjälp av en Picospritzer. Vi levererar vanligtvis två till fyra injektioner av AM kalcium färg blanda, separerade i rymden med cirka 200-300 mikrometer. Denna delen lastning tillvägagångssätt något överlappande injektioner garanterar att en yta lika stor som 600 x 600 mikrometer tillräckligt färgas för kalcium avbildning. Börja avbildning 1 timme efter injektion av AM färg blandningen, för att möjliggöra färgen att sprida och tas upp av nervceller.

  5. Utför in-vivo två-photon avbildning med en skräddarsydd två-photon mikroskop med hjälp av en kameleont Ti-Sapphire Laser (inställd på 800-880 nm) och Cambridge Technology speglar galvanometer. Vi förvärvar bilder med ScanImage Programvara som utvecklats i Karel Svoboda laboratorium (Pologruto et al., 2003). Laser Power är normalt en bra bit under 70 mW vid provet. Hela fältet bilder förvärvas antingen med en 20X (0,95 NA) eller 40X (0,8 NA) Olympus mål på 1,95 till 15,63 bilder per sekund (512 x 256 pixlar till 256 x 64 pixlar). Linje skannar förvärvas vid 500 Hz. Vid avbildning, är djur som hålls i ljus isoflurananestesi (0,6-0,9%), och är också hållits vid 37 ° C med en Harvard Apparatur enhet temperaturreglering. Man ser till att hålla andningsfrekvensen av djur så nära 100 andetag / minut som möjligt. Denna nivå av anestesi användning är den lägsta nivå som immobilizes djuret, men ändå tillåter spontan verksamhet som ska registreras.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

Fördelen med denna metod under elektrofysiologiska inspelningar är att det är mindre invasiv och gör inspelningarna av aktivitet i tät neuronala neuronala nätverk. När du gör detta förfarande det är viktigt att komma ihåg att största försiktighet när du utför kraniotomi inte skada dura. Även en liten mängd subdural blödning med obskyra kraftigt avbildning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

Acknowledgements: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

Vi vill tacka för Olga Garaschuk för bra diskussioner om optimering merparten lastning av kalcium indikatorer.

Materials: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

Name Type Company Catalog Number Comments
Oregon Green BAPTA1-AM Reagent Invitrogen O-6807
Fluo 4- AM Reagent Invitrogen F-14201
Sulforhodamine 101 Reagent Invitrogen S-359
Pluronic F-127 in DMSO Reagent Invitrogen P-3000MP
Centrifugal Filter (0.45 micron) Reagent EMD Millipore UFC3 0HV 0S

References: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

1. Garaschuk O., Milos R.I.  & Konnerth A.  Targeted bulk-loading of fluorescent indicators for two-photon brain imaging in vivo.;1(1): 380-6.Nat Protoc. (2006)

2. Stosiek, C., Garaschuk, O., Holthoff, K.,& Konnerth,A. In-vivo two-photon calcium imaging of neuronal networks. Proc Natl Acad Sci USA 100(12), 7319-24 (2003)

3. Pologruto, T.A., Sabatini, B.L., Svoboda, K.. ScanImage: flexible software for operating laser scanning microscopes.   Biomed Eng Online 2:13 (2003).

Ask the Author: In Vivo 2-Photon Kalcium Imaging i Layer 2 / 3 av Möss

6 Comments

Dear Dr. Golshani,

    Do you close the craniotomy site completely with the coverslip and secure it after the injection fo the indicator?  Or do you image with the half open craniotomy hole?  Also during craniotomy, do you keep the animal under deeper anesthesia unlike during imaging?

Thanks

James T. Russell

2

Reply

Posted by: James T. RussellJuly 15, 2008, 11:27 AM

Hi James,

 

I image with a 2/3 closed craniotomy.  The craniotomy is performed under isoflurane anesthesia (breath-rate around 60-80) with all withdrawl reflexes completely suppressed.  We image animals under light isoflurane anesthesia (with the breath-rate close to 100 bpm).

2.1

Reply

Posted by: Peyman GolshaniAugust 2, 2008, 8:30 PM

Any trick to go trough the dura with the pipette ? (as opposed to just push the dura with the pipette)

Thanks

3

Reply

Posted by: Romain FranconvilleJuly 17, 2008, 11:56 AM

We position the pipette at 30 degrees to the dura, and then slowly advance it into the brain.  We have had no problems with the pipette breaking or with penetration of the dura.  We are imaging mice.  The situation may be different with rats or other animals.

 

Peyman

3.1

Reply

Posted by: Peyman GolshaniAugust 2, 2008, 8:32 PM

Dear Dr. Golshani,
Thanks for your share.In my lab,we use P-97 Micropipette Puller.Could you tell me the Parameters for pulling the Micropipette in your experiment?
Thanks.
feili

4

Reply

Posted by: li feiNovember 4, 2009, 7:44 AM

Dear Dr. Golshani,
I am wondering if you used the recording chamber, just as in Garaschuk's paper.

Thanks,
Melissa

5

Reply

Posted by: melissa chandraMarch 12, 2010, 3:19 AM

No, the cortex buffer solution is stationary above the brain. Garaschuk uses a perfusion method, much like slice recordings.

5.1

Reply

Posted by: Peyman GolshaniAugust 13, 2010, 12:22 PM

Hi Dr. Golshani,
thanks for the great video. I have a question about using fluo-4--I find it much trickier than using OGB-1. It seems not to dissolve as well--when I filter it, there seems to be a large amount of the dye filtered out, even if I've vortexed and sonicated for half an hour, leaving the resulting solution very pale. Is this normal, or there any trick to using fluo-4 (warming the solution? sonicating for longer?) as opposed to OGB-1?
thanks very kindly,
Kelly

6

Reply

Posted by: Kelly C.November 10, 2010, 6:47 PM

I treated Fluo-4 just like OGB and was able to stain a smaller proportion of cells. Cells appear dimmer but flash brighter with each spike.

6.1

Reply

Posted by: AnonymousNovember 10, 2010, 8:08 PM

Thanks--maybe I am just using the wrong filter material. Can you recommend the model of filter you use for your solution? Thanks!

6.1.1

Reply

Posted by: Kelly C.November 12, 2010, 2:28 PM

The filter is mentioned above: 0.45 micron centrifugal filter.

6.1.1.1

Reply

Posted by: PeymanNovember 17, 2010, 10:42 AM

Right sorry, I meant, what manufacturer/model number? The filter material itself might play a role in affecting the final dye concentration--for example if the material has an affinity for esters or something of that nature.
Thanks!

6.1.1.1.1

Reply

Posted by: Kelly C.November 18, 2010, 4:42 PM

Hi Dr. Golshani and Portera-Cailliau,

Thanks for the excellent video! We mean to begin performing experiments with a similar method and I have a quick question. Are you able to perform the experiments chronically, or must it be acute because the entire cortex is not covered and presumably the imaging window becomes occluded?

Thanks!

7

Reply

Posted by: William F.December 10, 2012, 4:17 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Waiting
simple hit counter