The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.

Recommend to Librarian

Automatic Translation

This translation into Dutch was automatically generated through Google Translate.
English Version | Other Languages

 JoVE General

Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

1, 2, 2

1Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University, 2Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University School of Medicine

You must be subscribed to JoVE to access this content.

This article is a part of   JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.

Recommend JoVE to Your Librarian

Current Access Through Your IP Address

You do not have access to any JoVE content through your current IP address.

IP: 54.234.180.187, User IP: 54.234.180.187, User IP Hex: 921351355

Current Access Through Your Registered Email Address

You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please or create an account with your institutional email address to access this content.

 

Video Article Chapters

Cite this Article: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

L Brown, A., E. Johnson, B., B. Goodman, M. Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in Xenopus Oocytes. J. Vis. Exp. (20), e936, doi:10.3791/936 (2008).

Abstract: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Sinds de ontwikkeling door Sakmann en Neher 1, 2, is de patch clamp worden opgericht als een zeer nuttige techniek voor elektrofysiologische metingen van enkele of meervoudige ion kanalen in cellen. Deze techniek kan worden toegepast op ionkanalen, zowel in hun eigen omgeving en uitgedrukt in heterologe cellen, zoals eicellen geoogst uit de klauwkikker, Xenopus laevis. We beschrijven hier de gevestigde techniek van patch clamp opnames van Xenopus oöcyten. Deze techniek wordt gebruikt om ofwel het meten van de eigenschappen van ionenkanalen uitgedrukt in populaties (macropatch) of individueel (single-channel-opname). We richten ons op technieken om de kwaliteit van de eicel voorbereiding en zegel generatie te maximaliseren. Met alle factoren geoptimaliseerd, deze techniek geeft een kans van een succesvolle afsluiting generatie meer dan 90 procent. Het proces kan verschillend worden geoptimaliseerd door iedere onderzoeker op basis van de factoren die hij of zij vindt het belangrijkste, en presenteren we de aanpak die moet leiden tot het grootste succes in onze handen.

Protocol: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Deel 1: Het verwijderen van de vitelline membraan

  1. Bereid twee sets van de tang. Wij geven de voorkeur nr. 5 tang, waar een set enigszins is aangescherpt met een vijl. Ook voorbereiden van een glas transferpipet door trimmen en brand-polishing een 7 "Pasteur pipet.
  2. Aanbevolen: Om te voorkomen dat de eicellen uit te glijden, snijd een cirkel van rooster (1 mm vierkantjes) en lijm in de bodem van een 60 mm petrischaal. Dit gerecht kan onbeperkt worden hergebruikt als u ze schoonmaken tussen toepassingen.
  3. Halverwege Vul de petrischaal met hyperosmotische oplossing (zie recept) en plaats onder een dissectie microscoop.
  4. Verwijder 1-3 Xenopus oöcyten uit hun incubatie-oplossing met een gepolijste Pasteur pipet en plaats in de schaal.
  5. Wacht 15s - 2 min voor de cellen om te beginnen te krimpen. Langere tijden maken cellen gemakkelijker te pellen; kortere leiden tot een gezondere cellen voor het patchen.
  6. Als de cel krimpt, zal de vitelline membraan begint te worden nauwelijks zichtbaar als een transparante laag over de cel. Selecteer een gezonde cel (zonder kransen of defecten) voor het schillen.
  7. Met een pincet voorzichtig pakt u de vitelline membraan zonder beschadiging van de plasmamembraan. Met de andere, pak de buurt van de dezelfde plek en voorzichtig uit elkaar scheuren de duidelijke membraan en vrij van de cel.
  8. Met het Pasteur pipet voorzichtig verplaatst de cel om de opname kamer. Merk op dat de cel zal fragiele na vitelline verwijdering.

Deel 2: Gigaseal generatie

  1. Vul een opname pipet met een zoutoplossing. Gebruik het minimale volume van de oplossing die een goed elektrisch contact maakt met de draad om pipet capaciteit te minimaliseren.
  2. Flick de pipet enkele malen te laten bellen om te drijven en schuif op de elektrode draad.
    Oefen druk uit op de gevulde pipet. Dit kan gedaan worden via de mond of met een aquarium pomp uit een dierenwinkel. Deze druk is van cruciaal belang om de pipet reinigt als het kruist de vloeistof-interface en verhuist naar de cel.
  3. Zoek de eicel in de kamer en de focus sterk op de rand van de cel.
  4. Met het pipet uit het bad, in het midden van de (van de focus) tip boven de cel. Dit minimaliseert de tijd doorgebracht in het bad voor de afdichting generatie.
  5. Laat de pipet naar beneden in scherp naast de cel. Breng het in de nabijheid (~ 50 micron). Ziet u een kleine verdraaiing van de oplossing naar buiten geduwd van de pipet door de tegendruk.
  6. Met behulp van de patch clamp software, controleer dan de weerstand van de pipet (ons doel is ongeveer 3-4 MΩ) en nul het huidige gebruik van compensatie van de spanning.
  7. Met een positieve druk op de pipet, langzaam de tip naar de cel, terwijl het toezicht op de weerstand visueel of met behulp van een audio-monitor die een toon waarvan de frequentie is evenredig met de weerstand genereert. Als de tip begint te raken de cel, zal weerstand te verhogen.
  8. Plotseling maar voorzichtig overschakelen van positief naar negatief druk van ongeveer dezelfde absolute waarde. Weerstand moet verhogen tot de vorming verzegelen.
  9. Het merendeel van de tijd, sluit de vorming plaatsvindt binnen enkele seconden, zo nu en dan 30-60 seconden nodig.
  10. Zodra de weerstand op 1GΩ, kan de druk worden vrijgegeven naar neutraal. Je hebt nu een on-cell patch. Voor een inside-out patch, weg te trekken uit de cel snel. Voor buiten-out, zie hieronder.

Deel 5: Buiten-out topologie (optioneel)

  1. Onmiddellijk na het behalen van een gigaseal, scheuren het membraan. Dit kan gedaan worden met scherpe zuigen, maar wij de voorkeur aan een een V-puls voor 1 ms. De weerstand moet dalen tot iets meer dan de aanvankelijke weerstand pipet.
  2. Beweeg de pipet uit de buurt van de cel langzaam en gelijkmatig. Ziet u een deel van de cel te trekken met de pipet. Plotseling, en binnen een paar seconden, zal de cel terug snap en de weerstand moet onmiddellijk en tegelijkertijd terug te keren naar GΩs.
  3. Je hebt nu een patch in de buitenwereld-out configuratie. De ectodomains van een eventueel opgenomen ionkanalen wordt blootgesteld aan het bad.

Deel 6: de verwachte resultaten

In het algemeen hogere weerstand afdichtingen zijn voorkeur en langer leefden. 10 GΩ is een goede richtlijn voor hoogwaardige afdichtingen. In onze ervaring, is de kans op het krijgen van zegels van deze kwaliteit variëren met vele factoren, in het bijzonder cel en pipet kwaliteit. Patch acquisitie tarieven kunnen meer dan 95% met gezonde cellen, schoon pipetten, en een ervaren onderzoeker. Deze patches kan duren voor vele minuten en zijn geschikt voor elke elektrofysiologische studie van ionenkanalen, uitgedrukt in Xenopus oöcyten, waaronder single-channel opnamen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Er zijn vele parameters van elektrofysiologische opname hier niet besproken. Rig setup, systeem beheer van vliegtuiggeluid, kanaal expressie, en het opnemen van protocollen zijn ook allemaal van cruciaal belang voor een goede experimentele resultaten.

In onze ervaring zijn dit de meest kritische parameters voor het vormen van een betrouwbare zegels: hoge kwaliteit eicellen, het verwijderen van de vitelline membraan snel (aka, 'peeling'), gebruik dan pas getrokken pipetten beschermd tegen stof, glad pipetten, toegepaste positieve druk bij het betreden van het bad oplossing, korte tijden in het bad voorafgaand aan de afdichting. Dit gezegd zijnde, ervaring varieert sterk en anderen hebben hun eigen sets van de belangrijkste factoren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Acknowledgements: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Krimpen oplossing recept komt uit het lab van RW Aldrich. Wij bedanken de volgende financierende instanties en stichtingen voor ondersteuning: National Institutes of Health, National Science Foundation, American Heart Association, spierdystrofie Vereniging, de Donald B. en Delia E. Baxter Foundation, het Fonds en de Klingenstein McKnight Endowment for Neuroscience.

Materials: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

Name Type Company Catalog Number Comments
Patch Clamp Amplifier & Software Instrument HEKA Instruments EPC-10 Or other similar device (e.g. HEKA EPC-9 or Axopatch 200B)
No. 5 forceps (two pairs) Tool Fine Science Tools
Oocyte shrinking solution Reagent Ingredient In mMN-methyl-D-glucamine 220HEPES 10MgCl2 1EGTA 10Aspartic Acid 220KCl 2pH to 7.4 w/ N-methyl-D-glucamine
woven mesh 800 um Spectrum Labs 146481

References: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

  1. Neher, E. & Sakmann, B. Single-channel currents recorded from membrane of denervated frog muscle fibres. Nature 260, 799-802 (1976)
  2. Sackmann, B. & Neher, E. Single-channel Recording. Plenum Press, New York (1983).

Ask the Author: Patch Clamp Opname van ionenkanalen Uitgedrukt in Xenopus Eicellen

13 Comments

Thanks. Good presentation.

1

Reply

Posted by: Hezi DJanuary 12, 2009, 9:34 AM

How could you get attached without oocyte movement?

2

Reply

Posted by: AnonymousOctober 9, 2009, 2:07 AM

After the vitelline membrane has been removed, a healthy oocyte will loosely adhere to the bottom of the recording chamber. Unhealthy or small oocytes are often too buoyant to adhere to the chamber. I would recommend selecting larger, more mature oocytes for recording.

2.1

Reply

Posted by: Brandon JohnsonOctober 9, 2009, 10:54 AM

how patch clam techneque is performed?

3

Reply

Posted by: shyamsunderOctober 30, 2009, 3:32 AM

If possible, I would like to know which kind of glass you are using for the inside out macropatch of Oocytes.
Let me at your convenience.
Unfortunately I could not look at the presentation




4

Reply

Posted by: Lijuan M.February 23, 2010, 8:59 AM

I would like to know what does your pipete solution contains?

5

Reply

Posted by: AnonymousMay 10, 2010, 12:49 PM

my pipete solution contains 2mM KCl, 91 mM NaMeSO3, 1 mM MgCl2, 5mM NaOH and 5mM HEPES.

5.1

Reply

Posted by: LijuanMay 11, 2010, 3:17 AM

Did you try different oocyte shrinking solutions or just took occasionally the first one from the literature?
Thank you.
I did not watch the movie. :)

6

Reply

Posted by: VadimApril 6, 2011, 1:37 PM

Vadim,
Here is the recipe for the shrinking solution: (in mM) NMDG-aspartate (220), MgCl2 (1), EGTA (10), KCl (2), HEPES (10), and amiloride (0.3), adjusted to pH 7.4 with NMDG.

6.1

Reply

Posted by: Miriam G.April 6, 2011, 3:35 PM

thank you for your comment. I did not try different shrinking solutions and sometimes I did not using the shrinking solution at all to peel the vitelline membrane. I will try the shrinking solution you referred to me and let me know when I succeed to get the patch.

7

Reply

Posted by: LijuanApril 7, 2011, 3:28 AM

Dear mbg,

thank you. I'm wondering why you add amiloride? Do you know what it is? :) My question is because there are several compositions of shrinking solutions in literature. You success rate with sealing is very high, 90%, it may depend on the group of oocytes (frog), shrinking solution, other factors. So, it's not so strict. Also Axon does sell Axopatch, not EPC-10. You can also use the other twissors, not No. 5 forceps from Fine Science Tools.
Thank, but in general the idea is good. :)
Actually, what is important for shrinking solution and how is will effect the sealing %? pH, low Ca, just osmotic composition? It's a question not for you, you have good results. Some people have a publication in using enzyme to remove vitelline membrane.
You can read here: http://yanala.wikispaces.com/Xenopus+Laevis+Oocytes http://mdc.custhelp.com/euf/assets/content/AxoBits12.pdf (p. 6) http://www.sciencedirect.com/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WBK-4DGD8RT-3&_user=983321&_coverDate=11%2F19%2F2004&_rdoc=1&_fmt=high&_orig=gateway&_origin=gateway&_sort=d&_docanchor=&view=c&_searchStrId=1709419840&_rerunOrigin=google&_acct=C000044920&_version=1&_urlVersion=0&_userid=983321&md5=d2723b89477973ada3dd53dc11638c1f&searchtype=a
Best wishes.

8

Reply

Posted by: VadimApril 7, 2011, 8:48 AM

We include amiloride in our solutions because we study amiloride-sensitive currents. This drug is not needed for other ion channels.

8.1

Reply

Posted by: Miriam G.July 20, 2011, 2:44 PM

Yes, sure, thank you. I worked with ENaC, so the question was rather to see that you understand what you are doing. I recorded single channels today also, but with the different shrinking solution. There might be more flexibility and not so exact recipes. Good luck.

10

Reply

Posted by: VadimJuly 20, 2011, 5:42 PM

hi, what type of glass pippettes are you using?

11

Reply

Posted by: IsabellaNovember 8, 2011, 2:51 AM

We use borosilicate glass to make our pipettes. See our other videos on pulling pipettes and pressure polishing for tips on pipette fabrication

12

Reply

Posted by: Miriam G.November 8, 2011, 3:10 AM

Hi, How do you know what type of channel you have at the tip? There are several hundreds to thousands of channels on a cell membrane.

13

Reply

Posted by: SrinivasanMarch 15, 2012, 7:48 PM

The technique is about over- expressing your channel of interest in the Xenopus oocytes membrane, by inyecting the RNA into the cell, so It's not a problem to identify that is your channel what you are recording. Also you can avoid having other kinds of channels by co-inyecting the antisense of that specific sequence or just blocking it in some other way (for example working at calcium free conditions in your recording solution, to avoid activation of Cl- channels activated by calcium). Also, this kind of recording is done at the whole cell level so you know you're measuring several channels, not just one. If you want just one the single channel technique can be applied (after taking out the vitelline membrane of the oocyte).

14

Reply

Posted by: CAAMarch 15, 2012, 8:06 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Waiting
simple hit counter