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Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

1, 2, 2

1Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University, 2Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University School of Medicine

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Cite this Article: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

L Brown, A., E. Johnson, B., B. Goodman, M. Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in Xenopus Oocytes. J. Vis. Exp. (20), e936, doi:10.3791/936 (2008).

Abstract: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Seit der Entwicklung von Sakmann und Neher 1, 2, hat der Patch-Clamp zu einem etablierten und äußerst nützliche Technik für elektrophysiologische Messung von einzelnen oder mehreren Ionenkanälen in Zellen. Diese Technik kann auf Ionenkanäle sowohl in ihrer natürlichen Umgebung angewendet werden und ausgedrückt in heterologen Zellen, wie Eizellen aus dem Krallenfrosch, Xenopus laevis geerntet. Hier beschreiben wir die gut etablierte Technik der Patch-Clamp-Aufzeichnung von Xenopus Oozyten. Diese Technik wird verwendet, um die Eigenschaften ausgedrückt Ionenkanäle entweder messen in der Bevölkerung (macropatch) oder einzeln (Single-Channel-Aufnahme). Wir konzentrieren uns auf Techniken konzentrieren, die Qualität der Eizelle Vorbereitung und Dichtung Generation zu maximieren. Bei allen Faktoren optimiert, bietet diese Technik eine Wahrscheinlichkeit für eine erfolgreiche Abdichtung Generation über 90 Prozent. Der Prozess kann unterschiedlich von jedem Forscher auf die Faktoren, er oder sie findet wichtigste Basis optimiert werden, und wir stellen den Ansatz, die zu den größten Erfolg in unseren Händen haben.

Protocol: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Teil 1: Entfernen der Dotterhaut

  1. Bereiten Sie zwei Sätze von einer Pinzette. Wir bevorzugen Nr. 5 Pinzetten, wo ein Satz wurde leicht hat mit einer Feile geschärft. Auch bereiten ein Glas Transferpipette durch Trimmen und Feuerpolitur ein 7 "Pasteurpipette.
  2. Empfohlen: Um die Eizellen ein Verrutschen zu verhindern, schnitt einen Kreis von Raster (1 mm Quadrate) und Leim in den Boden einer 60mm-Petrischale. Dieses Gericht kann unbegrenzt wiederverwendet werden, wenn sauber zwischen den Anwendungen.
  3. Füllen Sie die Petrischale zur Hälfte mit hyperosmotischen Lösung (siehe Rezept) und unter einem Binokular.
  4. Nehmen Sie 1-3 Xenopus Oozyten aus ihrem Inkubationslösung mit einem polierten Pasteurpipette und Ort in die Schüssel.
  5. Warten Sie 15s - 2 min für die Zellen beginnen zu schrumpfen. Längere Zeiten machen Zellen leichter zu schälen; kürzere Zeiten zu einem gesünderen Zellen für das Patchen führen.
  6. Da die Zelle schrumpft, und die Dotterhaut beginnen zu kaum sichtbaren als transparente Schicht über der Zelle. Wählen Sie eine gesunde Zelle (ohne Wirbel oder Defekte) zum Schälen.
  7. Mit einer Pinzette vorsichtig greifen die Dotterhaut ohne Beschädigung der Plasmamembran. Bei den anderen, in der Nähe der gleichen Stelle zu erfassen und sanft reißen die klare Membran getrennt und frei von der Zelle.
  8. Mit der Pasteurpipette vorsichtig bewegen die Zelle, um die Aufnahme Kammer. Beachten Sie, dass die Zelle wird nach vitelline Entfernung zerbrechlich.

Teil 2: Gigaseal Generation

  1. Füllen Sie eine Aufzeichnung Pipette mit Kochsalzlösung. Verwenden Sie die minimale Volumen der Lösung, die guten elektrischen Kontakt mit dem Elektrodendraht um Pipette Kapazität zu minimieren.
  2. Flick die Pipette mehrmals, damit entstehende Blasen schweben und auf die Elektrode Draht schieben.
    Druck auf die gefüllte Pipette. Dies kann durch den Mund oder mit einem Aquarium Pumpe aus einer Tierhandlung gemacht werden. Dieser Druck ist von entscheidender Bedeutung, damit die Pipette reinigt, da es die Flüssigkeit-Grenzfläche und bewegt sich in die Zelle durchquert.
  3. Finden Sie die Eizelle in die Kammer und konzentrieren sich stark auf den Rand der Zelle.
  4. Mit der Pipette aus der Badewanne, in der Mitte der (unscharf)-Spitze über die Zelle. Dies minimiert die Zeit in der Badewanne, bevor Dichtung Generation ausgegeben.
  5. Löschen Sie die Pipette nach unten in scharfen Fokus neben der Zelle. Bringen Sie es in unmittelbarer Nähe (ca. 50 Mikrometer). Sie sollten eine kleine Verzerrung der Lösung gedrängt aus der Pipette durch den Gegendruck.
  6. Mit dem Patch-Clamp-Software, überprüfen Sie den Widerstand der Pipette (unser Ziel ist es ca. 3-4 MOhm) und Null die aktuelle Verwendung der Spannungs-Offset.
  7. Mit einem positiven Druck auf die Pipette, bewegen Sie die Spitze langsam in Richtung der Zelle während der Überwachung des Widerstandes visuell oder mit Hilfe einer Audio-Monitor, einen Ton, dessen Frequenz proportional zum Widerstand erzeugt. Als die Spitze beginnt, um die Zelle zu berühren, wird Widerstand zu erhöhen.
  8. Plötzlich aber sanft von positiven Schalter Unterdruck von etwa den gleichen Betrag. Widerstand erhöhen sollte, um die Bildung zu versiegeln.
  9. Die Mehrheit der Zeit, tritt Siegel Bildung innerhalb von wenigen Sekunden, gelegentlich 30-60 Sekunden benötigt.
  10. Sobald der Widerstand bei 1GΩ, kann Druck auf neutral erscheinen. Sie haben nun eine On-Cell-Patch. Für eine inside-out patch, ziehen weg von der Zelle rasch. Für Außen-out, siehe unten.

Teil 5: Outside-out-Topologie (optional)

  1. Unmittelbar nach Erreichen eines Gigaseal, Ruptur der Membran. Dies kann mit scharfen Saug getan werden, aber wir bevorzugen eine 1 V-Impuls für 1 ms. Der Widerstand sollte auf etwas mehr als die erste Pipette Widerstand fallen zu lassen.
  2. Bewegen Sie die Pipette von der Zelle langsam und gleichmäßig. Sie sollten einen Teil der Zelle ziehen mit der Pipette. Plötzlich und innerhalb von wenigen Sekunden, wird die Zelle wieder einrasten und den Widerstand sollte sofort und gleichzeitig GΩs zurückzukehren.
  3. Sie haben jetzt einen Patch in der outside-out-Konfiguration. Die Ektodomänen aller enthaltenen Ionenkanäle in das Bad ausgesetzt.

Teil 6: Erwartete Ergebnisse

Generell sind höhere Beständigkeit Dichtungen vorzuziehen und länger lebten. 10 GOhm ist ein guter Richtwert für hochwertige Dichtungen. In unserer Erfahrung, unterscheiden sich die Chancen auf Dichtungen von dieser Qualität mit vielen Faktoren, insbesondere Zell-und Pipette Qualität. Patch-Abtastraten können über 95% mit gesunden Zellen, saubere Pipetten und ein erfahrener Forscher sein. Diese Patches können für viele Minuten dauern und sind für jede elektrophysiologische Untersuchung von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert, darunter Einzel-Kanal-Aufnahmen geeignet.

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Discussion: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Es gibt viele Parameter elektrophysiologische Ableitung hier nicht diskutiert. Rig Setup, sind System-Management-Lärm-, Kanal-Ausdruck, und die Aufnahme Protokolle allem auch entscheidend für die gute experimentelle Ergebnisse.

Nach unserer Erfahrung sind die wichtigsten Parameter für die Bildung zuverlässige Dichtungen: hochwertige Eizellen, die Beseitigung der Dotterhaut schnell (auch bekannt als "Peeling"), verwenden Sie neu gezogen Pipetten vor Staub geschützt, glatte Pipetten, positive Druck beim Betreten des Bades Lösung kurze Zeit in das Bad vor der Versiegelung. Nachdem dies gesagt ist, die Erfahrung ist sehr unterschiedlich und andere haben ihre eigenen Sätze wichtigsten Faktoren.

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Disclosures: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Acknowledgements: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Schrumpfende Lösung Rezept stammt aus dem Labor von RW Aldrich. Wir danken folgenden Förderorganisationen und Stiftungen für die Unterstützung: National Institutes of Health, National Science Foundation, der American Heart Association, Gesellschaft für Muskeldystrophie, die Donald B. und Delia E. Baxter-Stiftung, die Klingenstein Fonds und der McKnight Endowment for Neuroscience.

Materials: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Name Type Company Catalog Number Comments
Patch Clamp Amplifier & Software Instrument HEKA Instruments EPC-10 Or other similar device (e.g. HEKA EPC-9 or Axopatch 200B)
No. 5 forceps (two pairs) Tool Fine Science Tools
Oocyte shrinking solution Reagent Ingredient In mMN-methyl-D-glucamine 220HEPES 10MgCl2 1EGTA 10Aspartic Acid 220KCl 2pH to 7.4 w/ N-methyl-D-glucamine
woven mesh 800 um Spectrum Labs 146481

References: Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

  1. Neher, E. & Sakmann, B. Single-channel currents recorded from membrane of denervated frog muscle fibres. Nature 260, 799-802 (1976)
  2. Sackmann, B. & Neher, E. Single-channel Recording. Plenum Press, New York (1983).

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13 Comments

Thanks. Good presentation.

1

Reply

Posted by: Hezi DJanuary 12, 2009, 9:34 AM

How could you get attached without oocyte movement?

2

Reply

Posted by: AnonymousOctober 9, 2009, 2:07 AM

After the vitelline membrane has been removed, a healthy oocyte will loosely adhere to the bottom of the recording chamber. Unhealthy or small oocytes are often too buoyant to adhere to the chamber. I would recommend selecting larger, more mature oocytes for recording.

2.1

Reply

Posted by: Brandon JohnsonOctober 9, 2009, 10:54 AM

how patch clam techneque is performed?

3

Reply

Posted by: shyamsunderOctober 30, 2009, 3:32 AM

If possible, I would like to know which kind of glass you are using for the inside out macropatch of Oocytes.
Let me at your convenience.
Unfortunately I could not look at the presentation




4

Reply

Posted by: Lijuan M.February 23, 2010, 8:59 AM

I would like to know what does your pipete solution contains?

5

Reply

Posted by: AnonymousMay 10, 2010, 12:49 PM

my pipete solution contains 2mM KCl, 91 mM NaMeSO3, 1 mM MgCl2, 5mM NaOH and 5mM HEPES.

5.1

Reply

Posted by: LijuanMay 11, 2010, 3:17 AM

Did you try different oocyte shrinking solutions or just took occasionally the first one from the literature?
Thank you.
I did not watch the movie. :)

6

Reply

Posted by: VadimApril 6, 2011, 1:37 PM

Vadim,
Here is the recipe for the shrinking solution: (in mM) NMDG-aspartate (220), MgCl2 (1), EGTA (10), KCl (2), HEPES (10), and amiloride (0.3), adjusted to pH 7.4 with NMDG.

6.1

Reply

Posted by: Miriam G.April 6, 2011, 3:35 PM

thank you for your comment. I did not try different shrinking solutions and sometimes I did not using the shrinking solution at all to peel the vitelline membrane. I will try the shrinking solution you referred to me and let me know when I succeed to get the patch.

7

Reply

Posted by: LijuanApril 7, 2011, 3:28 AM

Dear mbg,

thank you. I'm wondering why you add amiloride? Do you know what it is? :) My question is because there are several compositions of shrinking solutions in literature. You success rate with sealing is very high, 90%, it may depend on the group of oocytes (frog), shrinking solution, other factors. So, it's not so strict. Also Axon does sell Axopatch, not EPC-10. You can also use the other twissors, not No. 5 forceps from Fine Science Tools.
Thank, but in general the idea is good. :)
Actually, what is important for shrinking solution and how is will effect the sealing %? pH, low Ca, just osmotic composition? It's a question not for you, you have good results. Some people have a publication in using enzyme to remove vitelline membrane.
You can read here: http://yanala.wikispaces.com/Xenopus+Laevis+Oocytes http://mdc.custhelp.com/euf/assets/content/AxoBits12.pdf (p. 6) http://www.sciencedirect.com/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WBK-4DGD8RT-3&_user=983321&_coverDate=11%2F19%2F2004&_rdoc=1&_fmt=high&_orig=gateway&_origin=gateway&_sort=d&_docanchor=&view=c&_searchStrId=1709419840&_rerunOrigin=google&_acct=C000044920&_version=1&_urlVersion=0&_userid=983321&md5=d2723b89477973ada3dd53dc11638c1f&searchtype=a
Best wishes.

8

Reply

Posted by: VadimApril 7, 2011, 8:48 AM

We include amiloride in our solutions because we study amiloride-sensitive currents. This drug is not needed for other ion channels.

8.1

Reply

Posted by: Miriam G.July 20, 2011, 2:44 PM

Yes, sure, thank you. I worked with ENaC, so the question was rather to see that you understand what you are doing. I recorded single channels today also, but with the different shrinking solution. There might be more flexibility and not so exact recipes. Good luck.

10

Reply

Posted by: VadimJuly 20, 2011, 5:42 PM

hi, what type of glass pippettes are you using?

11

Reply

Posted by: IsabellaNovember 8, 2011, 2:51 AM

We use borosilicate glass to make our pipettes. See our other videos on pulling pipettes and pressure polishing for tips on pipette fabrication

12

Reply

Posted by: Miriam G.November 8, 2011, 3:10 AM

Hi, How do you know what type of channel you have at the tip? There are several hundreds to thousands of channels on a cell membrane.

13

Reply

Posted by: SrinivasanMarch 15, 2012, 7:48 PM

The technique is about over- expressing your channel of interest in the Xenopus oocytes membrane, by inyecting the RNA into the cell, so It's not a problem to identify that is your channel what you are recording. Also you can avoid having other kinds of channels by co-inyecting the antisense of that specific sequence or just blocking it in some other way (for example working at calcium free conditions in your recording solution, to avoid activation of Cl- channels activated by calcium). Also, this kind of recording is done at the whole cell level so you know you're measuring several channels, not just one. If you want just one the single channel technique can be applied (after taking out the vitelline membrane of the oocyte).

14

Reply

Posted by: CAAMarch 15, 2012, 8:06 PM

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