The Journal of Visualized Experiments (JoVE) is a peer reviewed, PubMed-indexed video journal. Our mission is to increase the productivity of scientific research.

Recommend to Librarian

Automatic Translation

This translation into Swedish was automatically generated through Google Translate.
English Version | Other Languages

 JoVE General

Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

1, 2, 2

1Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University, 2Department of Molecular and Cellular Physiology, Stanford University School of Medicine

You must be subscribed to JoVE to access this content.

This article is a part of   JoVE General. If you think this article would be useful for your research, please recommend JoVE to your institution's librarian.

Recommend JoVE to Your Librarian

Current Access Through Your IP Address

You do not have access to any JoVE content through your current IP address.

IP: 184.72.91.94, User IP: 184.72.91.94, User IP Hex: 3091749726

Current Access Through Your Registered Email Address

You aren't signed into JoVE. If your institution subscribes to JoVE, please or create an account with your institutional email address to access this content.

 

Video Article Chapters

Cite this Article: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

L Brown, A., E. Johnson, B., B. Goodman, M. Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in Xenopus Oocytes. J. Vis. Exp. (20), e936, doi:10.3791/936 (2008).

Abstract: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Sedan dess utveckling genom Sakmann och Neher 1, 2, har patch clamp etablerat sig som en mycket användbar teknik för elektrofysiologiska mätningar av ett eller flera jonkanaler i cellerna. Denna teknik kan tillämpas på jonkanaler i både deras naturliga miljö och uttrycks i heterolog celler, t.ex. oocyter skördats från klor afrikanska grodan, Xenopus laevis. Här beskriver vi den väletablerade tekniken med patch clamp inspelning från Xenopus oocyter. Denna teknik används för att mäta egenskaperna hos uttryckt jonkanaler antingen i populationer (macropatch) eller individuellt (singel-kanals inspelning). Vi fokuserar på tekniker för att maximera kvaliteten i äggcellen förberedelse och tätning generation. Med alla faktorer optimeras, ger denna teknik en sannolikhet för framgångsrik säl generationen över 90 procent. Processen kan optimeras på olika sätt av varje forskare bygger på de faktorer som han eller hon finner viktigast, och vi presenterar den metod som lett till den största framgången i våra händer.

Protocol: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Del 1: Ta bort vitelline membranet

  1. Förbered två uppsättningar av tång. Vi föredrar nr 5 pincett, där en uppsättning har varit något slipas med en fil. Också utarbeta en pipett glas överlåtelse genom putsning och eld-polering en 7 "pasteurpipett.
  2. Rekommenderas: att förhindra att ägg från att halka, skär en cirkel av galler (1 mm rutor) och lim i botten av en 60mm petriskål. Denna maträtt kan återanvändas på obestämd tid om hålls ren mellan användningarna.
  3. Fyll petriskål halvvägs med hyperosmotic lösning (se recept) och placera i en dissekera mikroskop.
  4. Ta bort 1-3 Xenopus ägg från sina inkubation lösning med en polerad pasteurpipett och placera i skålen.
  5. Vänta 15s - 2 min för celler att börja krympa. Längre tid att cellerna lättare att skala, kortare ledtider till friskare celler för lappning.
  6. Eftersom cellen krymper kommer vitelline membranet börjar bli knappt syns som ett genomskinligt lager över cellen. Välj en frisk cell (utan virvlar eller fel) för peeling.
  7. Med en pincett, försiktigt tag i den vitelline membranet utan att skada membranet. Med de andra, ta tag i närheten av samma plats och försiktigt riva den klara membranet isär och fri från cellen.
  8. Med pasteurpipett försiktigt flytta cellen till inspelningen kammaren. Observera att cellen blir sköra efter vitelline borttagning.

Del 2: Gigaseal generationen

  1. Fyll en inspelning pipett med koksaltlösning. Använda minsta möjliga volym av lösningen som gör att god elektrisk kontakt med elektroden tråd för att minimera pipett kapacitans.
  2. Flick pipetten flera gånger så att bubblorna flyta och glida in på elektroden tråd.
    Sätta press på den fyllda pipetten. Detta kan göras genom munnen eller med ett akvarium pump från en djuraffär. Detta tryck är avgörande för att hålla pipetten rengör när den passerar vätskan gränssnittet och flyttar till cellen.
  3. Hitta äggcellen i kammaren och fokusera skarpt på kanten av cellen.
  4. Med pipett ur badet, centrera (oskarp) spets ovanför cellen. Detta minimerar tiden i badet innan tätningen generation.
  5. Släpp pipetten ner i skarpt fokus intill cellen. Bringa det i närheten (~ 50 mikrometer). Du bör se en liten snedvridning av lösningen trycks ut av pipetten genom mottryck.
  6. Med hjälp av programvaran patch clamp, kontrollera motstånd pipett (vårt mål är cirka 3-4 Mohm) och noll aktuell med spänning offset.
  7. Med ett positivt tryck på pipetten, flytta spets långsamt mot cellen under övervakningen motståndet visuellt eller med hjälp av en ljud-bildskärm som ger en ton vars frekvens är proportionell mot motståndet. Som spetsen börjar röra cellen, kommer motståndet att öka.
  8. Plötsligt men försiktigt växla från positivt till negativt tryck på ungefär samma absoluta värde. Motståndet bör öka för att täta formation.
  9. Merparten av tiden, sker tätningen bildas inom några sekunder, ibland 30-60 sekunder krävs.
  10. När motståndet är på 1GΩ, kan trycket släppas till neutral. Du har nu en på-cell patch. För en inside-out plåster, dra bort från cellen snabbt. För utanför ut, se nedan.

Del 5: Utanför ut topologi (tillval)

  1. Omedelbart efter att uppnå en gigaseal, spricka i membranet. Detta kan göras med skarpa sug, men vi föredrar ett 1 V puls för 1 ms. Motståndet bör sjunka till något mer än den ursprungliga pipetten motstånd.
  2. Flytta pipetten bort från cellen långsamt och smidigt. Du bör se ett avsnitt av cellen dra med pipett. Plötsligt, och inom några sekunder kommer cellen att gå tillbaka och motståndet bör omedelbart och samtidigt återgå till GΩs.
  3. Du har nu ett plåster på utsidan ut konfiguration. Den ectodomains av några medföljande jonkanaler är utsatt för badet.

Del 6: förväntade resultat

Generellt högre motstånd tätningar är att föredra och längre levde. 10 GΩ är en bra riktlinje för högkvalitativa tätningar. Vår erfarenhet är chanserna att få tätningar av denna kvalitet varierar beroende på många faktorer, särskilt cell och pipett kvalitet. Patch förvärv priser kan vara över 95% med friska celler, rena pipetter, och en erfaren forskare. Dessa fläckar kan pågå i många minuter och passar för alla elektrofysiologiska studier av jonkanaler som uttrycks i Xenopus oocyter, inklusive enkel-kanal inspelningar.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Det finns många parametrar elektrofysiologiska inspelning inte diskuteras här. Rigg setup, system för bullerbekämpningen, kanal uttryck, och protokoll inspelning är alla också kritiska till goda experimentella resultat.

Enligt vår erfarenhet, dessa är de mest kritiska parametrarna för att bilda pålitliga tätningar: hög kvalitet ägg, ta bort vitelline membranet snabbt (aka "peeling"), använder nya drog pipetter skyddas från damm, släta pipetter, positivt tryck användas vid inträde i badet lösning, korta tider i badet före tätning. Detta sagt, erfarenhet varierar mycket och andra har sina egna uppsättningar av de viktigaste faktorerna.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Acknowledgements: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Krympande lösning recept från labbet i RW Aldrich. Vi tackar följande finansiärer och stiftelser till stöd: National Institutes of Health, National Science Foundation, American Heart Association, muskeldystrofi Association, Donald B. och Delia E. Baxter Foundation, Klingenstein fonden och McKnight Endowment for Neuroscience.

Materials: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

Name Type Company Catalog Number Comments
Patch Clamp Amplifier & Software Instrument HEKA Instruments EPC-10 Or other similar device (e.g. HEKA EPC-9 or Axopatch 200B)
No. 5 forceps (two pairs) Tool Fine Science Tools
Oocyte shrinking solution Reagent Ingredient In mMN-methyl-D-glucamine 220HEPES 10MgCl2 1EGTA 10Aspartic Acid 220KCl 2pH to 7.4 w/ N-methyl-D-glucamine
woven mesh 800 um Spectrum Labs 146481

References: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

  1. Neher, E. & Sakmann, B. Single-channel currents recorded from membrane of denervated frog muscle fibres. Nature 260, 799-802 (1976)
  2. Sackmann, B. & Neher, E. Single-channel Recording. Plenum Press, New York (1983).

Ask the Author: Patch Clamp Registrering av jonkanaler Uttryckt i Xenopus oocyter

13 Comments

Thanks. Good presentation.

1

Reply

Posted by: Hezi DJanuary 12, 2009, 9:34 AM

How could you get attached without oocyte movement?

2

Reply

Posted by: AnonymousOctober 9, 2009, 2:07 AM

After the vitelline membrane has been removed, a healthy oocyte will loosely adhere to the bottom of the recording chamber. Unhealthy or small oocytes are often too buoyant to adhere to the chamber. I would recommend selecting larger, more mature oocytes for recording.

2.1

Reply

Posted by: Brandon JohnsonOctober 9, 2009, 10:54 AM

how patch clam techneque is performed?

3

Reply

Posted by: shyamsunderOctober 30, 2009, 3:32 AM

If possible, I would like to know which kind of glass you are using for the inside out macropatch of Oocytes.
Let me at your convenience.
Unfortunately I could not look at the presentation




4

Reply

Posted by: Lijuan M.February 23, 2010, 8:59 AM

I would like to know what does your pipete solution contains?

5

Reply

Posted by: AnonymousMay 10, 2010, 12:49 PM

my pipete solution contains 2mM KCl, 91 mM NaMeSO3, 1 mM MgCl2, 5mM NaOH and 5mM HEPES.

5.1

Reply

Posted by: LijuanMay 11, 2010, 3:17 AM

Did you try different oocyte shrinking solutions or just took occasionally the first one from the literature?
Thank you.
I did not watch the movie. :)

6

Reply

Posted by: VadimApril 6, 2011, 1:37 PM

Vadim,
Here is the recipe for the shrinking solution: (in mM) NMDG-aspartate (220), MgCl2 (1), EGTA (10), KCl (2), HEPES (10), and amiloride (0.3), adjusted to pH 7.4 with NMDG.

6.1

Reply

Posted by: Miriam G.April 6, 2011, 3:35 PM

thank you for your comment. I did not try different shrinking solutions and sometimes I did not using the shrinking solution at all to peel the vitelline membrane. I will try the shrinking solution you referred to me and let me know when I succeed to get the patch.

7

Reply

Posted by: LijuanApril 7, 2011, 3:28 AM

Dear mbg,

thank you. I'm wondering why you add amiloride? Do you know what it is? :) My question is because there are several compositions of shrinking solutions in literature. You success rate with sealing is very high, 90%, it may depend on the group of oocytes (frog), shrinking solution, other factors. So, it's not so strict. Also Axon does sell Axopatch, not EPC-10. You can also use the other twissors, not No. 5 forceps from Fine Science Tools.
Thank, but in general the idea is good. :)
Actually, what is important for shrinking solution and how is will effect the sealing %? pH, low Ca, just osmotic composition? It's a question not for you, you have good results. Some people have a publication in using enzyme to remove vitelline membrane.
You can read here: http://yanala.wikispaces.com/Xenopus+Laevis+Oocytes http://mdc.custhelp.com/euf/assets/content/AxoBits12.pdf (p. 6) http://www.sciencedirect.com/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WBK-4DGD8RT-3&_user=983321&_coverDate=11%2F19%2F2004&_rdoc=1&_fmt=high&_orig=gateway&_origin=gateway&_sort=d&_docanchor=&view=c&_searchStrId=1709419840&_rerunOrigin=google&_acct=C000044920&_version=1&_urlVersion=0&_userid=983321&md5=d2723b89477973ada3dd53dc11638c1f&searchtype=a
Best wishes.

8

Reply

Posted by: VadimApril 7, 2011, 8:48 AM

We include amiloride in our solutions because we study amiloride-sensitive currents. This drug is not needed for other ion channels.

8.1

Reply

Posted by: Miriam G.July 20, 2011, 2:44 PM

Yes, sure, thank you. I worked with ENaC, so the question was rather to see that you understand what you are doing. I recorded single channels today also, but with the different shrinking solution. There might be more flexibility and not so exact recipes. Good luck.

10

Reply

Posted by: VadimJuly 20, 2011, 5:42 PM

hi, what type of glass pippettes are you using?

11

Reply

Posted by: IsabellaNovember 8, 2011, 2:51 AM

We use borosilicate glass to make our pipettes. See our other videos on pulling pipettes and pressure polishing for tips on pipette fabrication

12

Reply

Posted by: Miriam G.November 8, 2011, 3:10 AM

Hi, How do you know what type of channel you have at the tip? There are several hundreds to thousands of channels on a cell membrane.

13

Reply

Posted by: SrinivasanMarch 15, 2012, 7:48 PM

The technique is about over- expressing your channel of interest in the Xenopus oocytes membrane, by inyecting the RNA into the cell, so It's not a problem to identify that is your channel what you are recording. Also you can avoid having other kinds of channels by co-inyecting the antisense of that specific sequence or just blocking it in some other way (for example working at calcium free conditions in your recording solution, to avoid activation of Cl- channels activated by calcium). Also, this kind of recording is done at the whole cell level so you know you're measuring several channels, not just one. If you want just one the single channel technique can be applied (after taking out the vitelline membrane of the oocyte).

14

Reply

Posted by: CAAMarch 15, 2012, 8:06 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Waiting
simple hit counter