糖尿病家兔欣德肢体缺血的临床前模型

外周动脉疾病 (PAD) 是一种常见的循环系统疾病, 在这种疾病中, 动脉粥样硬化斑块的形成会导致身体四肢血管变窄。最近动脉粥样硬化危险因素的增加, 包括糖尿病、肥胖和不活动, 导致血管疾病¹的发病率不断上升。目前, 据估计, 12%-20% 的60岁以上的普通人群有外周动脉疾病²。外周动脉疾病的一个主要后果是外周缺血的发展, 最常见的是在下肢。在严重的情况下, 患者会出现严重的肢体缺血, 这种状态是由于缺乏血液流动而不断出现疼痛的状态。严重肢体缺血患者在确诊后一年内被截肢的可能性为50%。此外, 糖尿病患者外周动脉疾病的发病率较高, 在干预血运重建 3^{、4 后}, 结果较差。目前治疗外周缺血的方法包括经皮治疗, 如子宫切除术和支架置入或手术旁路。然而, 对许多患者来说, 这些治疗只提供短期好处, 许多治疗对重大外科手术不够健康。在这项工作中, 我们描述了一个临床前动物模型, 用于测试针对周围血管疾病的新治疗方法, 该方法结合了在糖尿病疾病状态下通过手术结扎产生的兔子周围缺血。

对家兔后肢缺血模型已作为阻塞性血管疾病的生理模型, 是半个多世纪^以来人类研究的前前兆。由于踝关节和小腿肌肉的肌肉组织发达, 兔子往往是研究外周缺血的首选物种, 而普通的大型动物模型是有蹄类动物 (有蹄的动物)。最近的一些评论讨论了这种模型和其他模型在人类周围血管疾病模型 7^,8。在临床前对生长因子^{9、10、11、12、13、14}、 ^15,16,17,18,^19,20, 基因治疗^{21,22,23, 24,25,26,27},^{28,29, 30,31, 32, 33,34, 35,36,37,38,}39^,40^{,41, 42、43、44}和干细胞^{45、46、47、48、49、50 ,51}用于治疗四肢的新生血管。不幸的是, 这些成功的动物研究之后的临床试验并没有显示出对^{52 人的}显著好处。

一个建议的解释, 这种转化失败的原因是, 在人类患者的周围缺血的条件是一个包括抗血管生成^{信号 53,54,55,56,57,58,59}. 几项研究表明, 糖尿病和高血糖的血管生成信号通路存在缺陷。糖尿病和高脂血症导致硫酸肝素蛋白多糖的流失和切割硫酸肝素的酶的增加, 为具有生长因子的治疗血管生成/动脉生成提供了潜在的机制 60^,61. 因此, 外周缺血模型的一个关键特征应包括治疗阻力的一个方面, 以便在人类患者疾病状况的背景下评估治疗方法。

在这项工作中, 我们描述了一个兔模型的周围缺血通过手术结扎的股动脉。模型中加入了糖尿病和高脂血症诱导的引线期。我们将这一模型与另一种采用高脂肪饮食的模型进行了比较, 该模型采用了不含糖尿病的高脂肪饮食, 并发现该模型与糖尿病和低脂血症水平较低的关系更有效地减少了血管生长。我们的模型结合了不同群体所使用的进步, 目的是提供实用和标准化的方法, 以在周围血管疾病研究中取得一致的结果。

经德克萨斯大学奥斯汀分校和休斯敦机构动物护理和使用委员会 (IACUC) Uthealth科学中心 (IACUC)、美国陆军动物护理和使用审查办公室 (ACURO) 批准, 进行了涉及动物的研究医学研究和材料指挥办公室的研究保护, 并按照国家卫生研究院的动物护理指南。

1. 糖尿病和高脂血症的诱发

1. 新西兰兔子 (4-6个月大) 过渡到一个标准的苜蓿周在4天的过程中0.1% 的胆固醇周。对于第1-5 天, 分别使用标准的周至胆固醇周比率为 1: 0、3、1、1、1、3和 0: 1。服用0.1% 的胆固醇后, 用阿洛沙注射液诱导兔子患糖尿病, 如以下步骤所述
2. 使用 35–75 mg/mL 氯胺酮和 1-2 mg/al 环丙嗪通过皮下注射对兔子进行镇静剂作用, 并使用 22 g 导管将导管引入左耳边缘静脉, 为静脉注射做准备。
3. 收集一滴血从兔子通过耳脉导管中心的基线血糖水平 (BGL) 测量。任何标准的葡萄糖计都可以使用。兔子的正常血糖水平通常在80至 150 Mg/dl 之间。
4. 在8分钟内, 用注射器泵在盐中以 100 mg/kg 的速度将 alloxan 注入到8毫升的体积。
5. 在接下来的12小时内, 每小时检查一次 BGL, 使用标准的血糖仪监测低血糖。
   1. 把兔子放在约束器里。
   2. 用2.5% 的利多奈尼/2.5% 的普利洛卡因乳膏对耳朵进行麻醉。
   3. 使用 27 G 针从耳外侧静脉取血, 并使用标准仪表测量 BGL。
6. 在头7天的时间里, 每天测量两次 BGL。如果 BGL 达到或超过 350 mg/dL, 给兔子注射胰岛素。
7. 准备一个3毫米的不锈钢球植入在血管造影期间的手术日之前。
   1. 用活检冲床从较大的薄片中剪下一块10毫米的圆形硅胶薄片。
   2. 使用透明的有机硅密封胶将球安装在板材中央。
   3. 用密封胶完全覆盖球。让密封胶固化至少24小时。
   4. 将球放入一个开放的2英寸 x 3 英寸低密度聚乙烯袋中, 放入灭菌袋中, 用环氧乙烷气体进行消毒。

2. 手术用兔的准备

1. 使用 20-40 mg/kg 的氯胺酮和 2 mg/kg 的咪唑安定皮下注射对家兔进行麻醉。将兔子放在1.5%–3% 异氟醚上 (通常为 2%)在整个最初使用面膜的镇静过程中。注射阿法西酮, 通过肌肉注射 3 mg kg 来维持麻醉。
2. 麻醉后, 取下面罩, 将一个带袖口的气管插管插入气道, 并连接到呼吸机。继续以1.5%–3% 的速度使用异氟醚。
3. 从两个耳朵收集中央动脉的血液, 作为基线化学面板。
4. 在整个手术过程中, 将 22 G 耳静脉导管放置在外侧耳静脉中, 用于乳化林格液滴漏。或者, 也可以使用正常的盐水 (0.9% 氯化钠)。
5. 使用侧耳的侧静脉, 在静脉中放置导管, 并在6时将阿法西酮送至 6 mggg h. 在准备期内, 将阿尔法西酮逐渐增加到 8 mg/kgh, 同时将异氟醚降低到0.6%。
6. 为了限制疼痛和感染风险, 使用 25 g 针皮下注射, 服用丁丙诺非 (0.01 mg/2 kg) 和 enro氟沙星 (5 mg/2 kg)。
7. 修剪脖子上的头发, 大腿内侧左右, 并使用剪子 (#40 刀片)。头发从背部取出, 以保持与接地垫的接触。
8. 在每个后肢上放置一个血压袖口, 并测量初始血压。将袖口放在膝盖下方, 探头就在侧面表面的 hock 上方。
9. 将兔子放在手术台上的背部, 擦洗和悬垂手术部位。这包括颈动脉通路的颈部和股动脉进入的右大腿内侧。用2% 的氯己定和70% 的乙醇交替擦洗进行灭菌擦洗。重复三次, 然后使用2% 的氯己定溶液进行最终喷雾。
10. 将已消毒的3毫米不锈钢球放在右 (擦洗) 腿顶部靠近大腿上部的低密度聚乙烯袋内, 作为血管造影测量过程中的大小参考。将无菌悬垂放在腿上, 直到手术时间。在第一次血管造影过程中, 将球放在无菌塑料袋内。

3. 血管造影

1. 暴露正确的颈动脉
   1. 用带 #15 刀片的手术刀做一个4-5 厘米长的切口, 只是侧向气管。
   2. 使用钝性解剖暴露颈动脉, 并使用小威特兰纳牵引器打开切口。小心地将颈动脉与颈静脉和迷走神经隔离开来。通常情况下, 弯曲的 Metzenbaum 剪刀和弯曲的蚊子止血器用于钝性解剖。一定要得到充分分离颈动脉从神经和颈静脉, 使结扎只结扎动脉。
2. 在暴露的动脉的近端和远端使用4-0 丝缝合线进行结扎。将颈动脉远端与外科医生的结, 后面跟着四个正方形的结。在近端, 使用木棒, 让它根据需要收紧或松动。使用放置在暴露动脉近端的木质素库可以帮助确保引导者和导管的安全。
3. 通过 IV 管理 500 iu 的肝素。使用约0.5 毫升1% 利多卡因应用沿暴露的颈动脉扩张血管。一种治疗通常就足够了, 但可以根据需要重复。使用手术刀或虹膜剪刀切割大约一半穿过颈动脉, 然后将4英寸的电线插入工具进入动脉。
4. 通过插入工具将0.014 英寸 x 185 厘米的导丝送入主动脉的撕裂, 并在下降的主动脉的髋关节顶部。取下插入工具, 并在电线上插入3F 猪尾血管造影导管。
5. 在下降的主动脉的髋关节顶部, 将猪尾导管的近端推进到主动脉分叉的2厘米。
6. 将导管的尖端放置在第七腰椎和第一肱骨椎之间。通过手动注入2-4 毫升造影剂来测试导管的位置。
7. 通过导管注射100微克硝酸甘油, 以增加血管舒张。
8. 通过导管向兔子注射0.8 毫升1% 利多卡因, 以协助血管造影期间的血管扩张。将注射器的导管连接到导管上, 并取出生产线上的任何气泡。使用自动血管造影注射器通过导管注入8-9 毫升造影剂。
9. 使用血管造影记录后肢的序列图像。
   1. 将电源喷射器设置为在 3 Ml/sec 时注入对比度, 总值为 8-9 mL。以每秒6帧的速度进行数字减影血管造影。
   2. 选择创建的串行图像, 并使用大约-40% 的设置更改每个血管造影的照片, 以最大限度地减少骨骼的外观, 并通过对比捕捉血管灌注的完整图像。图 1显示了股动脉结扎术后血管流动的血管造影。

4. 股动脉的分离

1. 使用手术刀 (#15 刀片) 在右股动脉上的皮肤上做一个纵向切口。确保切口从腹股沟韧带下部延伸, 结束于与膝盖骨近端的区域 (约6厘米)。
2. 使用弯曲的 Metzenbaum 剪刀或弯曲的蚊子止血器进行钝性解剖, 以暴露股动脉。
3. 使用威特朗尔牵引器将切口打开。
4. 局部添加0.5% 毫升原, 以减少神经刺激, 促进血管扩张。
5. 继续对组织进行钝性解剖, 以释放股动脉的整个长度以及股动脉的所有分支, 包括上腹部下部、股骨深部、侧向弯曲和浅上腹部动脉 (图 2a).
6. 沿着下肢和隐动脉以及外侧腹腔动脉进一步解剖 (图 2a)。定期用盐水滋润该区域, 以防止组织损伤。如果钝性解剖是沿着股骨槽 (肌肉之间) 进行的, 则无需割伤肌肉。
7. 仔细将动脉与静脉和神经分离, 如图 2B, c所示。用4.0 丝线连接图所指示的动脉, 将两个纽带与它们之间有足够的空间来切断动脉。这些领带是用外科医生的结, 后面跟着四个正方形的结来表演的。
8. 用小的梅琴鲍姆剪刀在结扎动脉上的两条领带之间剪断。将股动脉从其近端原为外侧动脉的分支, 测量到远端的点, 在那里分叉形成隐动脉和下肢动脉。

5. 重复血管造影

1. 使用4-0 丝缝合线连接硅胶片, 3 毫米不锈钢球到股四头肌的上部。球就位后, 将其拉过。
2. 通过导管注射100微克硝酸甘油, 以增加血管舒张。
3. 如果需要, 通过导管给兔子再给出0.8 毫升1% 利多卡因, 以协助血管造影期间的血管扩张。
4. 使用自动血管造影注射器注入8-9 毫升造影剂。
5. 按照步骤3.9 中的说明执行血管造影。

6. 伤口愈合和愈合

1. 从右动脉取出导管。使用已经在动脉周围放置的4-0 丝缝合线将动脉系好。
2. 缝合两个伤口关闭。在锥形针上使用4-0 聚二氧酮或3-0 多视胶 910 (见材料表) 在连续缝合图案上关闭肌肉和角质层。在反向切割针 (见材料表) 上使用4-0 聚二氧酮或4-0 聚格列丁910在埋在地下的连续近角质层缝合图案中关闭皮肤。
   注: 如果可用, 聚二恶英是首选的两者。
3. 使用带有 25 G 针的注射器在切口附近注射0.25% 的布比卡因。插入针头, 并在将针头拉回时注射 0.5 mL。为颈部切口每侧注射一次颈部切口 (颈部两次注射), 为腿部切口每侧注射两次 (腿部4次注射; 共6次注射)。注射总体积为3毫升 (0.5 mL x6 注射)。
4. 在 0.12 mg/kg 下注射 0.5 mg/kg meloxicam 并持续释放丁丙诺非。
5. 监测兔子从麻醉中恢复。兔子将自动开始吞咽, 因为它从麻醉醒来。吞咽反应发生后, 取出气管内管。提供密切的监测和热支持, 直到兔子能够保持心血管功能和体温。一旦兔子能够移动, 就把它送回它的圈地。
6. 使用新鲜蔬菜和/或注射器喂养的关键护理饮食, 以及皮下注射盐水, 如果兔子不容忍手术后的食物。卷心菜、花椰菜、花椰菜、胡萝卜或其他时令蔬菜均可使用。把蔬菜切碎, 混合在一起, 帮助兔子恢复进食。

7. 监测

1. 如步骤2.8 所述, 每两周对兔子进行一次麻醉, 以获得两条腿的血压。从耳朵中央动脉采集的血液, 用于血液化学检测。或者, 从隐静脉或头静脉取血。在每个时间点取大约2毫升。使用标准的血液化学面板进行分析。如果需要, 添加低密度脂蛋白 (LDL)、高密度脂蛋白 (HDL) 或血红蛋白 A1c (HbA1c) 的测试。
2. 取少量的血液进行 BGL 测量。

8. 治疗

1. 准备10个注射器与治疗, 载体, 和交联剂。在使用100Μl 硫酸钙浆料之前, 用生长因子或其他处理方法填充每个注射器, 使海藻酸盐最接近注射器的尖端。
2. 在准备下一个肌肉之前, 先给一个人准备注射肌肉。这减少了海藻酸盐与注射器中的硫酸钙相互作用的时间。将注射沿大腿股动脉两侧均匀地间隔。为了实现均匀的注射, 创建一个硅胶板与孔, 以指导注射, 如其他研究¹⁹所述。这可以很容易地准备使用活检冲床, 以创建在市售有机硅薄板孔。

9. 端点血管造影、安乐死、灌注固定和组织收获

1. 在端点日期, 按照步骤3中的描述进行血管造影, 但使用左颈动脉进行访问。
2. 血管造影后, 将动物转移到尸检桌上, 并进行灌注固定, 以保存后肢组织:
   1. 将异氟醚增加到 3%--4%, 并进行脚趾捏, 以确认麻醉足够深。
   2. 静脉注射1000-2000 肝素 IU。
   3. 用手术刀与 #20 刀片一起沿着胸腔的中线创建一个切口, 并跨越横隔膜的长度。
   4. 随着肋骨笼子的暴露, 用肋骨切割机割断中线左侧的肋骨。使用威特朗尔牵引器来暴露心脏。
   5. 设置泵与输出管的内径为半英寸和 18 g 针的末尾。预加载与盐水的线, 并有至少600毫升的盐水和福尔拉林准备在单独的容器中灌注。
   6. 通过心脏的先端将连接到泵的 18 G 针插入左心室。在右心房插入另一根 18 G 针 (不附加于任何东西), 让血液流出尸检表的下腔。
   7. 使用灌注泵来控制大约500毫升的盐水进入心脏的流量。使用泵设置可流动 110 Ml/min。
   8. 一旦来自心脏的液体是明确的, 移动油管从盐水水库到一个充满了10% 福尔拉林溶液。如果灌注工作正常, 所有四肢都会发生抽搐。将大约500毫升的福尔拉林溶液泵入左心室。
   9. 关闭泵, 并从心脏上取下针头。
3. 用 #20 刀片的手术刀切开髋关节, 切除髋关节的两个后肢。使用一个小肋骨切割机, 以删除四肢。使用非缺血性肢体作为对照。
4. 在4°C 下将四肢储存在福尔沙林中 24小时, 然后在4°C 下储存在70% 乙醇中。
5. 为了进行组织学分析, 从四肢进行多次活检。我们使用了8例6毫米活检, 在大腿和小腿的两侧区域进行。
   注: 虽然踝关节血压测量和血管造影是最常用的测量血流量恢复的方法, 但其他方法可用于跟踪动物的恢复情况, 包括多普勒超声、激光多普勒成像、红外线热像^{仪 62}, 微球测定^{灌注 63,}64, 计算机断层扫描 (ct) 成像, 磁共振成像 (mri)⁶⁵。

在诱导糖尿病和开始0.1% 胆固醇饮食后, 糖尿病和胆固醇饮食家兔的总胆固醇为 123.3±35.1 mg/dL (n = 6只雄性兔子) 的平均总时间点和兔子。这些家兔的 BGL 水平为 248.3±50.4 mg/dL (n = 6只雄性兔子)。图 3显示了典型家兔的血液化学和腿部血压比与胆固醇饮食较高的家兔 (1% 胆固醇) 相比的时间过程。在非糖尿病动物中, 即使胆固醇较高, 我们发现在最后时间点, 缺血性肢体的血压和血管造影中的血管恢复增加 (图 3)。较高胆固醇脂肪饮食的动物也显示出脂肪蛋白 A 水平的增加, 这表明对肝脏的压力。因此, 胆固醇水平较低的糖尿病导致在研究终点的灌注更严重。组织学上, 在某些部位, 肌肉结构的变化与水肿和缺血性损伤一致.在某些情况下, 人们可以观察到由于缺血引起的肌纤维的变化损伤。这可以观察到在组织学分析中的肌肉纤维的损失或中断, 正如在小鼠的一些后肢缺血模型中观察到的那样。然而, 需要注意将这些变化与组织处理的组织学文物区分开来。PECAM 和αSMA 的免疫染色可用于识别组织切片中的血管和较大血管的数量 (图 4)。总体而言, 使用低胆固醇饮食的糖尿病模型产生了可重复的血压缺陷和血管化高于高胆固醇饮食模型没有糖尿病。

图 1: 糖尿病和非糖尿病兔术前、术后和术后康复后70天的血管造影.(A) 缺血性肢体 (左) 和对侧对照肢体 (右) 血管造影。(B) 结扎部位缺血性肢体的扩大图像。请点击这里查看此图的较大版本.

图 2: 通过股动脉结扎和切除诱导兔后肢缺血.(A) 说明兔后肢的血管解剖结构。在所有标记为结扎动脉的点上打领带。修改并在允许的情况下使用71。(B) 手术场显示结扎前的股动脉切割。(C) 股动脉, 结扎到位, 诱发后肢缺血。请点击这里查看此图的较大版本.

图 3: 模型过程中后肢缺血的家兔的典型血压和血化学.糖尿病/MC 组被诱导患有糖尿病, 并给予0.1% 的胆固醇饮食。非糖尿病/HC 组给予1% 的胆固醇饮食。BGL = 血糖水平。TC = 总胆固醇。LIPA = 脂蛋白 (a)。BP = 缺血性肢体和非缺血性肢体之间的血压比。请点击这里查看此图的较大版本.

图 4: 糖尿病兔股动脉结扎70天后后肢肌肉的组织学分析.对内皮标记、PECAM 和血管平滑肌细胞标记α-Sma 进行了 h & E 染色和免疫组织化学染色。从缺血性肢体和非缺血对侧对照肢体进行组织样本。请点击这里查看此图的较大版本.

作者没有什么可透露的。