非创伤性脑室内出血啮齿动物模型中的颅内压监测

脑室内出血（IVH）是颅内出血（ICH）的一种，是一种毁灭性的疾病，具有很高的死亡率和发病率。IVH的特征是血液制品在颅内脑室内的积聚。孤立性脑室内出血不常见，通常发生在成人¹.它可能与高血压出血、颅内动脉瘤破裂或其他血管畸形、肿瘤或创伤有关¹.IVH导致继发性脑损伤以及脑积水^{的发展2。}IVH的幸存者在受伤后通常会留下明显的功能，记忆和认知障碍。据报道，这些长期认知和记忆缺陷在高达44%的非物质文化遗产³幸存者中。在蛛网膜下腔出血（SAH）中，另一种类型的ICH中，众所周知，大约一半的幸存者会有记忆缺陷，对于那些除了SAH之外还有IVH的患者，结果往往明显更差⁴，^5，6。

IVH后记忆功能障碍的潜在机制仍有待阐明。利用具有功能和记忆功能障碍的非创伤性IVH动物模型进行体内研究对于发现此类患者的潜在治疗靶点至关重要。IVH后记忆和功能障碍更严重的动物模型将是研究这些变化的最佳方法。资深作者的实验室也一直在专门研究高颅内压（ICP）在IVH大鼠模型中记忆缺陷发展中的作用。因此，在IVH期间精确测量ICP的方法对于研究非常重要。在本文中，我们报告了在IVH大鼠模型中精确测量ICP的方法。虽然ICP监测以前已用于创伤性ICH和蛛网膜下腔出血动物模型，但自发性IVH啮齿动物模型中的ICP监测并^{不像文献中}常见报道的那样7^，8。因此，本文提出的实验设计包括三组Sprague Dawley大鼠:假手术、标准200μl脑室内出血和载体对照。IVH组采用自体脑室内注射血液模型。对于载体对照动物，使用无菌乳酸林格氏溶液的心室内注射。术中记录ICPs、平均动脉压（MAP）和脑灌注压（CPP），结果在此报告。

所有研究方法和动物护理/维护均按照加州大学戴维斯分校的机构指南进行。加州大学戴维斯分校的机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准了所有动物使用方案和实验程序（IACUC协议#21874）。

1. 动物饲养

1. 获得8-10个月大的Sprague-Dawley大鼠。在任何实验程序之前，将大鼠饲养在动物饲养室中，并在随意进食和水的12小时光照/黑暗循环后，在笼子中允许至少1周的一般适应。

2. 麻醉和术前程序

1. 用4%异氟醚麻醉大鼠4分钟。将大鼠的牙齿仰卧挂在插管平台上，并使用气管插管和喉镜在气管内插管。
2. 将麻醉和插管的大鼠放在呼吸机上（2%异氟醚和O 2 / N 2载气）。如果观察到对后腿夹伤等疼痛刺激没有反应，则对大鼠进行充分麻醉。
3. 插入直肠温度计以连续监测温度。
4. 使用无菌技术执行所有操作程序。手术前，剪下头部和股骨区域的头发，并用三种Betadine和70%酒精交替擦洗皮肤。
5. 通过暂时将大鼠从呼吸机中取出并用连接到 10 mL 注射器的 PE-50 管吸出分泌物来吸出任何积聚的呼吸道分泌物。
6. 用无菌人造泪液眼膏保护大鼠的眼睛。
7. 在头皮切口之前，将局部布比卡因（~0.1 mL 的 0.25% 溶液）注射到皮肤和皮下组织中。

3. 手术方案

1. 放置心室内针和颅内压 （ICP） 监测仪
   1. 将大鼠置于立体定向框架中的俯卧位置，并用耳巴固定大鼠。
   2. 用 15 刀片手术刀沿中线切开 1.5 厘米的头皮切口。
   3. 用纱布轻轻按压止血。
   4. 使用无菌棉尖涂抹器，将骨膜与颅骨分开，直到可见前臼标志。
   5. 使用立体定位并标记前鼻，并标记出两个双侧毛刺孔的位置，即前膛侧 1.4 mm 和后侧 0.9 mm。
   6. 使用手持式钻头，在左右半球创建这两个小（最大 2 毫米）颅毛刺孔。用无菌乳酸林格氏溶液冲洗掉任何多余的骨屑。
   7. 在右半球，将 22-G 导引套管放置在毛刺孔水平处，将 28 G 针穿过套管插入右侧心室深度（相对于前膛 4.6 mm），以产生 IVH。
   8. 将光纤压力传感器连接到读出单元。打开读出单元并确保所选单位以毫米汞柱为单位。然后，通过将传感器的尖端浸入装有乳酸林格溶液的小烧杯中来启动传感器，直到读出单元读出零。一旦它在乳酸铃声溶液中归零，就可以插入了。
   9. 在左半球，将压力传感器轻轻插入皮层 2-3 mm 深度，以进行实时 ICP 监测。
2. 股动脉插管和平均动脉压 （MAP） 监护仪的插入
   1. 插入ICP监视器后，转动大鼠的下躯干，以便于进入左大腿和腹股沟区域。
   2. 无菌制备和局部布比卡因给药后，用 15 刀片手术刀在后肢上做一个 1.5 cm 的皮肤切口。
   3. 首先用止血器浅表解剖左股动脉，然后在显微镜下用细尖的镊子解剖更深的层。识别深蓝色股静脉以帮助定位邻近动脉。
   4. 使用3-0丝线绑住股动脉远端，并在股动脉近端放置一个临时金属夹。
   5. 将第二个光纤压力传感器连接到已启动的读出单元。将压力传感器插入聚乙烯 （PE-50） 管中，聚乙烯 （PE-50） 管插入 Tuohy Borst 然后关闭。将 Tuohy Borst 连接到一端连接到 1 mL 注射器的 3 路旋塞阀，另一端连接到带有 PE-50 管的 22-G 针头。
   6. 在显微镜下，用微型剪刀进行2毫米的股动脉切开术，并用连接到其余装置的PE-50管插管。
3. 脑室内注射
   1. 使用 1 mL 注射器吸出 500 μL 血液，然后转动 3 路旋塞阀，使压力传感器读取 MAP。
   2. 将连接到PE-50管的28-G脑室内针头与IVH动物的吸血和载体对照动物的乳酸林格氏体一起灌注。然后将该针插入引导套管至右侧心室深处。
   3. 以 100 μL/min 的速度，用拇指泵送 1 mL 注射器，将血液或无菌乳酸林格氏溶液 （200 μL） 注入右侧心室。在此之前和脑室内注射期间，监测和记录 ICP、动脉血压和直肠温度。
   4. 监控并记录注射后的 ICP 和 MAP 值。
4. 关闭
   1. 完成脑室内注射后，取出插入股动脉的压力传感器的PE-50管，并将临时夹子敷在股动脉上以防止出血。
   2. 使用 3-0 丝线绑住股动脉的近端部分。
   3. 使用3-0丝以中断的方式关闭股骨切口。
   4. 用脑室内针和ICP监测仪移除导引套管。
   5. 用骨蜡密封毛刺孔。
   6. 以中断的方式用3-0丝缝合线关闭颅切口。
   7. 在切口处应用局部布比卡因，术后注射0.35mL卡洛芬（5mg / kg）。在动物恢复足够的意识以维持胸骨卧位之前，不要让它们无人看管。
   8. 让大鼠在手术后在监督下完全康复，并在康复后将它们送回家中的笼子，并免费获得食物和水。

4. 术后管理

1. 每天检查所有术后动物，持续七天，以监测其恢复、神经系统状态、行为、体重和切口。
2. 在手术时以及术后第1和第2天通过皮下注射给予0.35mL卡洛芬（5mg / kg）。
3. 术后第7天以无菌方式拆线。

颅内、平均动脉和脑灌注压
在所有动物的术中监测ICP和MAP（图1）。大鼠年龄为8-10个月大，平均体重为495±17克。还收集了实时ICP图（图2）。排除假手术组，IVH和载体对照组在脑室内注射期间ICP显着增加（图3）。与车辆对照组（36.5 mmHg）相比，IVH组（43 mmHg）的ICP峰值更高。然后，在这些动物组中，ICP在脑室内注射后5分钟内迅速下降并恢复正常。光纤传感器已成功用于实时监测ICP和MAP。观察到MAP在整个过程中保持相似，而CPP在脑室内注射血液或乳酸林格氏溶液时降低（图3）。

图 1:实验设置 。 （A） 毛刺孔的位置。（B）描述整个实验装置。缩写:A-P，前轴到后轴;M-L，内侧至侧轴。 请点击此处查看此图的大图。

图 2:ICP 记录。 （A）假动物，（B）IVH和（C）载体对照动物的实时颅内压（ICP）记录。箭头表示 IVH/LR 注射的开始。每组 N=1。 请点击此处查看此图的大图。

图 3:ICP、MAP 和 CPP 图。 （A） IVH 和载体对照动物心室注射前、心室注射期间和心室注射后的平均颅内压 （ICP）、（B） 平均动脉压 （MAP） 和 （C） 平均脑灌注压 （CPP） 值。每组 N=1。请点击此处查看此图的大图。

所有作者均未报告存在利益冲突。