利用热刺激和机械性伤害感受模式评估小鼠中吗啡诱导的痛觉过敏和镇痛耐受

以下实验的总体目标是观察小鼠中阿片类药物诱导的痛觉过敏和镇痛耐受的发展。通过在第零天给予吗啡后，测量 naive 小鼠在一段时间内的热刺激和机械性伤害感受反应，作为第二步来实现该目标。在第七天给予吗啡之前，每天测量一次伤害感受阈值。

再次通过时间过程测定吗啡的镇痛效果，以揭示镇痛耐受性的形成。结果显示，随着反复给予吗啡，疼痛敏感性增加，同时出现镇痛耐受性的形成。

尽管该方法可用于研究多只小鼠疼痛过敏反应及镇痛耐受性的形成机制，但在长期阿片类药物处理后，也可应用于其他阿片类药物或基因修饰小鼠。本实验操作将由我实验室的一名研究生进行示范。为尽量减少应激诱导的镇痛效应，小鼠需每日抓握处理五分钟，并进行适应性训练，直至其可自由进入固定装置。

适应环境后，将恒温器设定为 48 摄氏度，开始尾浸实验。轻柔地将小鼠放入固定器中。待小鼠被妥善固定后，将其尾部外露的远端三分之二浸入水浴，并启动计时器。

区分伤害性感受与伤害性反应是本实验步骤中的关键环节。正确的判断和熟练的操作对成功至关重要。密切观察动物的运动情况，并及时停止计时器。

一旦小鼠将其尾巴从热水中缩回，立即记录缩尾潜伏期。将小鼠放回笼中，按相同顺序测试下一只动物，直至完成整组实验。重复疼痛反应测量再进行两次。

每只小鼠的伤害性反应潜伏期（秒）取连续三次测定的平均值。进行尾部压力测试时，首先将小鼠轻轻放入固定器中，并将其尾巴置于 anal JMeter 的圆锥形探头下方。固定到位后，踩下脚踏开关，使压力均匀地施加于尾巴近端。

一旦出现伤害性反应的最初迹象，立即撤回探头。伤害性反应可能包括挣扎、吱叫或尾巴回缩。记录引发伤害性反应的电流强度，单位为克。

在同一小鼠尾巴的中段和远端部分以32分度间隔重复此测量，然后将动物放回其饲养笼中，并重复上述步骤，直至所有小鼠均完成测试。首先，根据相似的平均伤害感受值将动物分为两组。接着，测量并记录每只动物的体重。

在建立生理盐水组和吗啡组后，用生理盐水配制用于皮下注射的吗啡溶液。分别在尾浸法和尾压法测试中测定两组动物的伤害感受反应潜伏期，并将这些值记录为各组的 0.0 时间点。随后，根据分组对每只动物注射吗啡或生理盐水。

30分钟后，开始记录每只动物的伤害性反应。需密切关注截止值，因为小鼠在此早期时间点通常不会对伤害性刺激产生反应。若未出现伤害性反应，则采用25秒的截止时间，以防止组织损伤，并保持相同的测试顺序。

对于慢性吗啡处理，在注射后每30分钟重复一次伤害性感受测量，直至3.5小时。通过如前所述在TIT和TPT上测量动物的伤害性感受反应，获得第1天的数值。配制新鲜的吗啡溶液。

根据分组情况给予动物吗啡或生理盐水注射，并让动物休息至次日。第二天，在给予第二轮注射前，使用TIT和TPT测量伤害性反应。连续六天每天重复上述步骤。

在第7天评估吗啡诱导的镇痛作用。根据之前在尾浸试验中展示的时间过程范式，吗啡的最大镇痛效应在给药后30分钟达到。然而，在尾部加压试验中，与注射生理盐水的对照组相比，其最大效应在给药后60分钟达到。

这些结果表明，在为期七天的治疗期间，每日注射吗啡导致热刺激和机械刺激的基础痛觉阈值出现显著且渐进性的降低。经过慢性处理后，吗啡处理小鼠的基础痛觉阈值显著低于生理盐水注射对照组小鼠。在给予急性吗啡后，慢性吗啡处理组的痛觉反应显著升高，但仅略高于生理盐水注射对照组的基础痛觉阈值。

在TIT和TPT中于30分钟测量小鼠，在TIT中于60分钟测量小鼠，此处绘制了生理盐水或吗啡注射后30分钟测得的第零天和第七天的伤害感受阈值。此后的发展表明，该技术为疼痛研究领域的研究人员探索药理学或遗传干预对慢性吗啡给药诱导的疼痛超敏反应及镇痛耐受发展的影响铺平了道路。