December 4th, 2020
在这里,我们将 纳索尼亚维特里彭尼斯 高效注射 pupal 和成人注射的方法描述为胚胎微注射的可访问替代品,通过 RNA 干扰 (RNAi) 或通过 CRISPR/Cas9 基因组编辑进行基因敲除,实现感兴趣的基因的功能分析。
对非典型昆虫模型(如寄生蜂)的研究是有限的,因为胚胎显微注射非常具有挑战性。我们的方法绕过了这个问题,实现了位点特异性和可遗传的种系突变。注射蛹或成年雌性速度快,并且无需昂贵的设备或成功进行胚胎显微注射所需的专业培训。
这项技术将不允许没有昂贵设备的专业实验室对他们用作模型的任何昆虫物种进行功能研究。优化后,该方法可用于研究 Nasonia 中许多其他基因的功能遗传学。我们还认为这种方法可用于递送核酸,用于 Nasonia 或其他昆虫的遗传转化。
首先将大约 20 只交配的雌性单独放置在用棉花塞住的小玻璃试管中。每管添加两个 S.bullata 宿主,并将黄蜂保持在 25 摄氏度和 30% 相对湿度,以 12:12 的光暗循环持续 2 到 3 天。两到三天后,用细尖刷轻轻去除雌性,以避免持续的过度位置和后代发育同步。
被移除的雌性可以选择重新托管或在 5 摄氏度下储存长达一个月。如果所需的注射阶段需要白色蛹,则以 12:12 的光暗循环将寄生宿主保持在 25 摄氏度和 30% 相对湿度下 7 天,如果所需的发育阶段是黑色蛹,则保持 13 天,或年轻、新出现的成虫保持 14 天。当达到所需的阶段时,用解剖针打开宿主蛹,以恢复 N.vitripennis 蛹和成虫。
通过在中心涂抹一行学校胶水来准备载玻片。用解剖针涂抹胶水以获得一层厚厚的胶水,用于对齐蛹。让胶水干燥约两分钟,然后再转移蛹。
在解剖显微镜下,使用解剖针在蛹的头部后部涂抹胶水。将蛹贴在载玻片上的胶层上,腹部朝上。在载玻片上并排对齐 20 到 30 个蛹。
将载玻片与蛹和培养皿放在一起,让胶水驱动约 10 分钟。在开始注射之前,用解剖针轻轻推动蛹,测试蛹对胶水的粘附性。如果大部分蛹松动,请准备一张新的载玻片。
或者,去除所有松散的蛹并继续注射那些正确连接到载玻片上的蛹。将一根毛细管玻璃管装入拔针器中,并按照制造商的说明拉针。使用 microloader 移液器吸头向针头加载 5 微升准备好的注射混合物。
打开针头,在由两个重叠的载玻片制成的表面上滑动尖端。或者,用一对细镊子打开针尖以形成锋利的边缘。将带有对齐的蛹的载玻片放在解剖显微镜下,然后将针头插入 femtojet 的注射管并拧紧握头。
在显微镜下观察针头,打开 femtojet 并通过旋转旋钮设置补偿压力和注射压力参数。小心地将针头以垂直约 30 度的垂直角度插入第二和第三可见腹段之间。连续注射,直到整个腹部变成绿色(白色阶段的蛹)或直到腹部变大(黑色
的蛹)。当腹部明显无法再吸收任何液体或液体开始流出体外时,请停止注射。小心地移动到下一个蛹并重复这些步骤。将带有注射的蛹的载玻片转移到培养皿中。
用盖子盖住培养皿,将其置于 25 摄氏度,直到黄蜂出现。对于成人准备,将 20 只处女雌性组用细刷子将一组放在干净的小试管中。将载玻片放在冰上,将女性并排对准冷载玻片,腹部在解剖镜下朝上。
使用微加载尖端将一根针头加入核糖核蛋白溶液,然后将针头插入抽吸管组件的连接器包中。用钝的解剖针从另一侧支撑雌性,同时缓慢注射到腹部。避免触摸产卵器。
这将严重损害这个关键的生殖结构。小心地将针头以垂直约 30 度的垂直角度插入第二和第三可见腹段之间。将溶液注入女性腹部,当没有更多液体可以进入或观察到剩余溶液泄漏时停止。
小心地移动到下一个女性并重复这些步骤。完成后,使用画笔轻轻地将单个注射的雌性转移到带有一个宿主的新试管中。让它们在室温下恢复约 1 小时,确认存活,然后将试管放回饲养箱中。
从注射的蛹中排出成年羽化后,将单只黄蜂放入玻璃杯中,用棉花塞住并插入一个 S.bullata 宿主。对于 CRISPR/Cas9 敲除实验,允许雌性寄生宿主一天,并连续三天每天更换宿主。放置寄生宿主,设置 25 摄氏度,直到 G0 雄性后代出现,大约 13 到 14 天。
在解剖显微镜下,筛选 G0 雄性突变表型。朱砂基因负责眼睛色素沉着。棕色眼睛的黄蜂是野生型,而眼睛亮红色或红色和棕色眼睛的变化的黄蜂是突变体。
该协议可用于蛹或成人显微注射。该程序的存活率从 15% 到 100% 这里显示了通过 RNAi 或 CRISPR 获得所需表型而无需费力的卵子注射的效率。注射蛹或成年雌性时,针头应锋利,并以注射后液体不应立即泄漏的方式引入。
如果发生这种情况,请取下针头,确保尖端细而锐利,必要时更换针头或注射到其他位置。可以对该程序靶向的目标基因进行功能分析。这将回答有关基因功能以及基因是否对于所研究的特定表型是必需的问题。
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本研究提出了一种用于Nasonia vitripennis蛹和成虫注射的高效方法,为传统的胚胎微注射提供了一种实用的替代方案。该技术通过RNA干扰(RNAi)和CRISPR/Cas9基因组编辑实现基因的功能分析。
Functional genetic validation in non-canonical insect models is constrained by embryonic microinjection challenges, limiting target de-risking in early discovery. This pupal and adult injection method enables site-specific and heritable germline edits without specialized equipment, supporting scalable target validation workflows. It expands mechanistic screening capacity for parasitoid wasps and related species, improving predictive confidence in pathway interrogation.
The method integrates into early discovery workflows by enabling target hypothesis testing prior to lead identification, particularly for invertebrate-derived targets or symbiont-mediated mechanisms.