Entwicklung und Wartung eines Präklinische Patienten gewonnen Tumorxenotransplantates Modell für die Untersuchung von neuartigen Anti-Krebs-Therapien

Das kolorektale Karzinom (CRC) ist ein wichtiger Faktor für die Todesfälle durch Krebs in den Vereinigten Staaten. Im Jahr 2015 gab es schätzungsweise 132.700 neue Fälle von CRC mit 49.700 Todesfälle ^1. Obwohl die Prognose bei Patienten mit lokalisierter Erkrankung ausgezeichnet ist, Patienten mit fortgeschrittener Erkrankung schlechte Ergebnisse haben, ist dies eine wichtige Priorität in der Entwicklung neuartiger Therapien zu machen. Trotz Standard der Versorgung Chemotherapien und neueren Biologics, die gegen diese Krankheit eingesetzt werden, hat es nur eine inkrementelle Erhöhung des Gesamtüberlebens. Dementsprechend gibt es einen signifikanten Aufwand die Treiber Wege zum Verständnis des Tumorwachstums bei dieser Krankheit zu erleichtern. Cancer Genome Atlas Network hat kürzlich zahlreiche Hauptpfade identifiziert , die in CRC Dysregulation beteiligt sind und umfassen: WNT, Phosphoinositid - 3-Kinase (PI3K), RAS, transformierenden Wachstumsfaktor-β (TGF- β) und TP53 ^2. Zusammen mit den Untersuchungen beschreibt otihre Wege , die das Wachstum in CRC potenzieren haben die Entwicklung der neueren bei deutlich verbessert das Überleben in dieser Patientenpopulation ^3-5 richtet Therapien gezündet. Unter Verwendung präklinischen Modellen in Entwicklung onkologischer Arzneimittel haben in diesem Prozess die klinische Wirksamkeit dieser neuen Verbindungen bei der Vorhersage wesentlich gewesen.

Verschiedene präklinische Modelle wurden in der Arzneimittelentwicklung eingesetzt. Bedenkt man, dass die präklinische transgenen Tiermodellen und wurden Zelllinien bei der Bestimmung der klinischen Aktivität von neuen Krebstherapien erfolglos unsterblich gemacht, vor allem wegen ihrer Unfähigkeit, gegründet, um die Komplexität der menschlichen Tumoren, Patienten stamm Tumorxenotransplantates (PDTX) Modelle wurden zu reflektieren. Der größte Vorteil dieses Modells ist , dass die Tumorheterogenität intakt bleibt und spiegelt genau die molekularen Eigenschaften und der Klonalität des Ursprungspatiententumor ^6-9. PDTX Modelle bieten eine ausgezeichnete in vivopräklinische Plattform neue Mittel, Arzneimittelresistenzpfade, kombinatorische Strategien und Krebs Stammzellbiologie ¹⁰ zu studieren.

Eine allgemeine Übersicht über die PDTX Verfahren ist in Abbildung 1 veranschaulicht. Es beginnt in der Klinik, zustimmenden Patienten einige ihrer überschüssigen Tumorgewebe zu ermöglichen , für diese Untersuchung verwendet werden. Als nächstes wird bei der Operation wird ein Stück des Tumors durch einen Pathologen und in Medien einspielte zu Forschungspersonal transportiert werden. Unmittelbar danach wird ein Abschnitt des Tumors in kleine Stücke geschnitten und subkutan in immundefiziente Mäuse transplantiert. Sobald der Tumor wächst, wird es in verschiedene Generationen von Mäusen , um agierten den Tumor ¹⁰ aufrechtzuerhalten. Typischerweise wird nach dem F3-Generation kann der Tumor in eine Behandlungsstudie erweitert werden, wenn neue Verbindungen und / oder Kombinationstherapien bewertet werden. Unter Verwendung Next Gen Seq (Exome Seq, RNA Seq und SNP-Array) potentielle prädiktive Biomarker zu entdeckened, die bei der Auswahl von Patienten helfen, die Nutzen aus einer bestimmten Behandlung ableiten kann.

Die übergeordneten Ziele der PDTX Modellen sind: 1) Bewertung der Wirksamkeit neuer Therapien als Monotherapie oder in Kombination und 2) identifizieren prädiktive Biomarker der Empfindlichkeit oder Resistenz vor der klinischen Untersuchung. In diesem Manuskript, bieten wir die Methodik bei der Initiierung und Aufrechterhaltung einer Bank CRC PDTX und bieten die Vorteile und Grenzen dieses Modells in der Medikamentenentwicklung Entdeckung.

Figure 1. Überblick über das CRC PDTX Modell Protocol. Ein Patient abgeleiteten Tumor wird von der Operation erhalten und sofort in athymischen Nacktmäusen subkutan injiziert. Sobald der Tumor wächst wird es in den nachfolgenden Generationen erweitert und schließlich für Therapiestudien erweitert. Die Behandlung respoNSEs werden bewertet und prädiktive Biomarker identifiziert werden, die in die Auswahl der Patienten helfen können. Bitte klicken Sie hier um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Ethikerklärung: Patient abgeleiteten Proben kolorektalen Adenokarzinom Tumor wurden von mündigen Patienten an der University of Colorado Hospital in Übereinstimmung mit einem Protokoll, das von der Colorado Multiple Institutional Review Board (08-0439) genehmigt erhalten. Alle Tier Arbeit wurde im Rahmen der Tier Protokolle, die von der University of Colorado Denver Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC, Protokoll # 51412 (06) 1E und 96813 (04) 1E) genehmigt durchgeführt.

1. Entgegennahme und Vorbereitung Patientenblut

1. Sammeln Sie 1 bis 2 ml Blut in einer Blut / Zellseparation Röhrchen mit Natriumcitrat (Rohr Phasen enthalten sind Plasma, Lymphozyten und Monozyten Band, Dichtegradienten Flüssigkeit, Gel-Schranke und Erythrozyten und Neutrophile). Achtung, Blut Borne Pathogen-Richtlinien mit Blut oder Gewebe folgen.
   Hinweis: PBMCs und Plasma könnte für zukünftige Studien verwendet werden, können umfassen: Keimbahn genetische Variation mit Tumor-Mutationen zu vergleichen, circula IsolierungZellen ting Tumor, Auswertung zellfreie DNA (cfDNA), untersuchen Proteine und microRNAs usw.
2. Zentrifugieren Sie das Blut / Zelltrennrohr bei 2.500 × g für 15 min ohne Bremse bei RT.
3. Sammeln Sie einkernigen peripheren Blutzellen (PBMCs in Lymphozyten und Monozyten Band von Rohr) und in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen (klar, autoklavierbar, DNase, RNase und pyrogenfrei), und füllen Sie an die Spitze des Rohrs mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).
   1. Zentrifuge bei 2.300 × g für 3 min bei RT ein Pellet von PBMCs am Boden des Röhrchens zu bilden. Dann entfernen Sie vorsichtig den Überstand. 1 ml sterilem PBS, das Pellet und zentrifugieren bei 3.000 xg für 30 sec zu waschen und dann Überstand zu entfernen.
4. Verwenden Sie eine Pipette zu sammeln Plasma aus dem Blut / Zelltrennrohr (in Plasmaphase von Rohr) in einem 1,5 ml sterile Kryoröhrchen (DNase und RNase frei, keine menschliche DNA, Endotoxin-frei) und legte das Plasma und Pellet von PBMC der in ein -80 ° C freezer für die Lagerung.

2. Empfangen und Vorbereitung Patient Tumorprobe

1. Bereiten Sie entweder RPMI oder DMEM-Medium mit 1: 100 (10%) von Penicillin-Streptomycin und nicht essentielle Aminosäuren, 1: 1000 (1%) Plasmocin und 10% inaktiviertes fötales Rinderserum (vollständige Medien) und fügen Sie 20 bis 25 ml in ein steriles Sammelbecher für die Tumorprobe.
2. Abrufen Tumorprobe in einem sterilen Becher mit vollständigen Medien auf Eis oder halten bei 4 ° C.
   Hinweis: Das Tumorprobe ein Stück von überschüssigem Patienten Tumorgewebe, das von einem Chirurgen entfernt wird, durch einen Pathologen verarbeitet und in ein steriles Sammelbecher mit komplettem Medium gegeben. Achtung, Blut Borne Pathogen-Richtlinien mit Blut oder Gewebe folgen. Auch idealerweise fünf Mäuse zu injizieren, sollte der Tumor ungefähr 1 cm³ sein.
3. Bringen Sie die Tumorprobe an die Tieranlage für in immunsupprimierten Mäusen injiziert wird.
   Hinweis: Es ist am besten, die Tumorprobe so schnell wie möglich zu bearbeiten.
   1. In einer Laminarströmungsabzug, legen Sie die Tumorprobe in eine sterile Kunststoff-Schneideschale aus dem Tumor Tasse. Verwenden Sie autoklaviert-kleine Schere und Pinzette in 10 zu schneiden - 12 ca. 3 x 3 x 3 mm große Stücke aufnehmen und in einem Autoklaven behandelt 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen mit 300 ul gallertartig Proteinmischung Lösung gefüllt. Halten Sie Röhrchen auf Eis.
   2. Als Priorität Tumor in Mäuse injiziert, aber wenn es einen Tumor übrig ist, sammeln schockgefroren Fläschchen (FF), Formalin fixierten und in Paraffin eingebetteten (FFPE) Tassen und einen lebensfähigen Tumor Fläschchen.
   3. Für FF, sammeln kleine Stücke von Tumorgewebe aus einem sterilen Fläschchen kryogenen zur weiteren Analyse, wie beispielsweise Protein, RNA oder DNA-Isolierung. Legen Sie FF sofort in einen flüssigen Stickstoff Dewar und speichern Langzeit in eine -80 ° C Gefrierschrank.
   4. Für FFPE, wenn es genug Tumor, Platz 3 kleine Stücke in einem 10 ml 10% Formalin Tasse und Verfahren in Paraffin eingebettete Blöcke einmal Tumor für mindestens 24 Stunden in Formalin wurde.
      Hinweis: 24-Stunden-basiertUnsere Histologie Kernvorschläge ^11.
   5. Schließlich legen Sie die restlichen Tumors in einem kryogenen Rohr. Machen tragfähige Medien durch Zugabe von 10% Dimethylsulfoxid (DMSO) Medien zu vervollständigen. Als nächstes wird 1 ml auf eine kryogene Rohr hinzufügen und auf Eis lagern. Hinweis: Bewahren Sie keine auf Eis für lange Zeiträume.
      1. Schneiden alle übrig gebliebenen Tumor in kleine Stücke, die idealerweise ausreichen wird für 10 Tumoren in 5 Mäuse in der Zukunft zu injizieren. Dann den vitalen Tumor Röhrchen auf Eis, bis sie in einen Isopropyalkohol Gefrierbehälter platziert werden kann (langsam friert den Tumor 1 ° C zu einem Zeitpunkt) und in die -80 ° C Gefrierschrank, um sicherzustellen, dass die Tumoren nicht sterben während der Gefrierverfahren.
         Hinweis: Für die langfristige Lagerung sind die Tumoren entfernt (nach 2 - 3 Tage) und in eine große flüssigem Stickstoff Dewar gegeben. Bitte beachten Sie, dass lebensfähige Schläuche nicht auftauen werden, wenn es in Mäuse injiziert entnommen wird.

3.Die Injektion von Patienten Tumorxenografte Abgeleitet

1. Verwenden fünf 6 - 8 Wochen alte männliche und / oder weibliche athymische Nacktmäuse (T-Zell-defizient) für jeden einzelnen Patienten abgeleiteten Tumor. Injizieren insgesamt 10 Tumoren (2 Injektionen pro Maus) subkutan (SQ).
   Hinweis: Der ursprüngliche menschliche Tumor wird als F0 bezeichnet und dann einmal in Mäuse injiziert ist die nächste Generation F1. Verwenden Sie auch autoklavierten Zangen, Scheren und Trokare für jede eindeutige Explantation.
2. Laststücke Tumor aus der gelatinösen Proteingemisch Lösung in autoklaviert 12 G Trokare und sicherzustellen, dass der Tumor vollständig in den Trokar geschoben wird.
   1. In einem sterilen Laminar-Flow-Haube, legen 5 Mäuse in eine Anästhesie-Box, die mit einer Isofluran-Narkose Maschine angeschlossen ist (in der Anfangssatz von 5% gestartet Isofluran, 3 bis 4% Sauerstoff und 2 - 3% Isofluran für die Aufrechterhaltung der Anästhesie) und Kohlefilter (absorbiert überschüssiges Gas).
      Hinweis: Ein erfahrener Techniker sollten in der Lage, das gesamte Verfahren durchführen zuein Käfig von 5 Mäusen innerhalb von ca. 5 min Gesamt (ca. 30 sec pro Maus). Daher ist eine zusätzliche thermische Unterstützung und Augenschmierung ist im Allgemeinen nicht verwendet. Für weniger erfahrene Personen oder während des Trainings, wird dringend empfohlen, dass Personen entweder das Verfahren auf weniger Tiere auf einmal durchführen und / oder eine Schmierung Erwärmung pad / Auge während des Eingriffs verwendet werden, wenn Tiere länger als 5 Minuten narkotisiert werden. Vorgehensweise wird an unserer Universität auf IACUC Standards.
3. Pinch eine Maus Zehe die Maus, um sicherzustellen, ist nicht mehr ansprechbar, dann nehmen Sie die Maus aus dem Isofluran-Box. Platzieren Sie die Maus auf ein sauberes Feld Tumoren auf der mittleren Rückenhalsbereich zu injizieren und den Trokar Abrutschen subkutan, bis der Flankenbereich mit autoklaviert 12 G Trokare erreicht ist.
   1. ein Tumor subkutan an jeder Seite der Maus in die Flanke zu liefern. Einklemmen des Tumors, wenn der Trokar herausgezogen wird, um sicherzustellen, dass der Tumor in der gewünschten Flankenbereich bleibt. Die gelatinous Proteinmischung härtet mit der Körpertemperatur des Maus und kapselt den Tumor für ca. 1 Woche Tumor wachsen und sichern Sie es mit dem SQ Bindegewebe zu helfen. Die Läsion durch den Trokar hergestellt ist nicht größer als 4 mm, und es gibt keine Notwendigkeit, die Haut mit Klammern zu schließen.
      Anmerkung: Unsere Tierärzte bestimmt keine Schließung auf sehr geringe Größe der Läsion auf Basis erforderlich ist, eine schnelle Heilung Zeit (Mitte dorsalen Halsbereich reduziert jede Hautspannung oder Pflege der Läsion), keine Infektionen festgestellt und eine ständige Überwachung der Tiere während dieser Zeit .
4. Bevor die Maus ist vollständig wach Inject Meloxicam 2 mg / kg SQ (Schmerzmittel) entfernt von der Stelle der Tumorinjektion. Als nächstes legen Sie die Maus in den Käfig und zu überwachen, bis die Maus wach und bewegt.
   Hinweis: Lassen Sie keine Tiere unbeaufsichtigt, bis sie vollständig wach zu erholen. Meloxicam Dosierung wird an unserer Universität auf IACUC Standards.
   1. Als nächstes wiederholen Sie den Vorgang mit der 4verbleibenden Mäuse und ihre Atmung überwachen.
      Hinweis: Bitte beachten Sie, das ein sehr schnelles Verfahren und Mäuse aufwachen sehr bald nach Meloxicam Injektion, aber Isofluran nach Bedarf anpassen. Jedes Mal, wenn eine Maus herausgenommen wird, schalten Sie die Isofluran nach unten. Die Meloxicam wird 24 Stunden dauern und die Läsionen der Trokare werden vollständig in 1 Woche zu heilen.

4. Wartung von Patienten gewonnen Tumorxenotransplantates Bank

1. Überwachen Sie das Wachstum und die Gesundheit der Mäuse mindestens einmal pro Woche. Verwenden Sie eine Tabelle (oder andere Tracking-System) zu Tumorgrößen, Tumor Generation, das Datum der Tumorinjektion und die Gesundheit der Mäuse zu verfolgen.
   Hinweis: Wenn Mäuse 15% ihres ursprünglichen Körpergewichts, niedrige Körperzustand Scores verloren haben (≥ 2) haben Tumor Ulzerationen, Tumoren erreicht 2.000 mm ³ oder insgesamt Tumoren 3.000 mm ³ oder kränklich sind (krümmte, Kälte, Lethargie, usw. in keiner Weise.), Mäuse werden über CO₂ oder anästhesiert , gefolgt durch zervikale Dislokation euthanisiert wieecondary Verfahren. Euthanize über Anästhesie und Genickbruch, wenn Tumor sammeln, sonst Mäuse über CO₂ und Genickbruch eingeschläfert werden.
2. Wenn ein Tumor ist etwa 1.500-2.000 mm ³ Anesthetize die Mäuse wie oben beschrieben und dann Zervikaldislokation ausführen einschläfern.
   1. Überprüfen Sie, ob die Maus keinen Herzschlag hat. Excise die SQ Tumor mit autoklaviert Schere und Pinzette.
      HINWEIS: Lassen Sie Tumoren für bis zu 1 Jahr zu wachsen und wenn kein Tumor gesehen wird dann einschläfern die Mäuse über CO _2, gefolgt von Zervikaldislokation als sekundäre Methode.
   2. Passage der beste wachsenden Tumor in die nächste Generation (auch bekannt als einen neuen Satz von 5 Mäusen). Verwenden Sie Anweisungen oben zu sammeln 10 bis 12 Tumoren zum Weiterleiten und dann die übrig gebliebenen Tumor sammeln, wie auch oben beschrieben.
      Hinweis: zahlreiche tragfähige Röhren Sammeln in den frühen Generationen sehr wichtig ist (F1 - F8); Daher sammeln mehrere tragfähige Rohre, FF Rohre und 1 FFPE pro generatIon.
   3. Halten die verbleibenden Mäuse , bis eine neue Generation von Mäusen Tumorwachstums von etwa 300 mm ³ aufweist. Wenn verbleibenden Mäuse Tumoren haben, die groß sind, weiter wie oben beschrieben zu sammeln.
3. Weiter zur Passage Tumoren und sammeln bis F15 in jeder Phase. An diesem Punkt nehmen eine tragfähige Rohr der frühesten Generation möglich aus flüssigem Stickstoff und tauen auf Eis und folgen Tumor-Injektion oben beschriebenen Verfahren.
   Hinweis: Tumore, die von lebenden Röhren wachsen länger dauern, bei Mäusen wachsen im Vergleich zu von Generation zu Generation weitergegeben, so halten, dass, bei der Planung. Wenn ein bestimmtes PDTX Modell wird nicht mehr bei jedem Durchgang benötigt, einschläfern und Tumor sammeln, zahlreiche tragfähige Rohre zu gewährleisten, sind für die zukünftige Verwendung gesammelt.

5. Developmental Therapeutics mit Tumorxenografte Patient Abgeleitet

Hinweis: Die meisten Tumoren bei F3 Generation haben ein gutes Wachstum Kinetik (wachsen schneller und Consistent), daher gehen die Arzneimittelwirksamkeit Untersuchungen PDTX.

1. Wenn die gewünschte Tumor sehr groß ist (1,500 - 2,000 mm ³⁾ folgen Verfahren oben Tumor zu sammeln in die gewünschte Menge an Mäuse zu erweitern.
   1. Je nach der Hypothese getestet wird, um die Anzahl von Tumoren pro Behandlungsgruppe erforderlich bestimmen.
      Anmerkung: 1 ml gelatinöser Proteingemisch-Lösung kann etwa fit 30 kleine Tumorstücke (je nach Tumormorphologie) zum Injizieren in Mäuse.
2. Überprüfen Mäuse mit Tumoren wöchentlich und bei den meisten Tumoren sind sichtbar klein (etwa zwischen 50 bis 300 mm³) messen die Tumoren mit einer Schieblehre das Tumorvolumen zu bestimmen. Das Tumorvolumen = [width² (kleinste Mess) x Länge (größte Messung)] x 0,52.
   Hinweis: Die gallertartig Proteinmischung Lösung umgibt die injizierten Tumorstücke für eine Woche, dann nach einer Woche das Tumorwachstum genau sein wird.
3. Verwenden Sie die Tumorvolumina zwischen 50 bis 300 mm³ und dieim Durchschnitt n der linken und rechten Tumoren. Dann Randomisierung in Behandlungsgruppen mit 10 Tumoren pro Gruppe und eine Gruppe durchschnittlich innerhalb von wenigen Zahlen voneinander. Als nächstes sortieren Sie die Mäuse in Gruppen und beginnen, die Behandlungsstudie gewünscht.
4. Dosis die Mäuse mit Drogen (Zeitplan abhängig von Droge), wiegen und messen (Tumor) zweimal pro Woche. Am Ende der Studie, einschläfern Mäuse über Anästhesie und Genickbruch und sammeln Tumor für zukünftige pharmakodynamischen Analyse im Labor.
   Hinweis: Die Studie für 30 Tage dauert, je nach Fahrzeugtumorgröße und die Gesundheit der Mäuse.

6. Organisation eines PDTX Bank

1. Halten Sie eine gut dokumentierte Form zu verhindern, der Forschung und der entsprechenden Verwendung von Tieren zu wiederholen.
   HINWEIS: Dies ist der Schlüssel zu einer erfolgreichen PDTX Bank.
   1. Verwenden Tabellen Spur eines Tumors aus dem menschlichen Patienten in der Klinik zu halten, an Mäuse in der PDTX Bank, Behandlungen, Daten und was gesammelt wird. Hinweis: Dazu gehören Gefrierschrank, flüssigem Stickstoff DewarUnd FFPE Lagerung als auch.

Ähnlichkeiten von gemeinsamen Mutationen in den CRC PDTX Modelle und der TCGA

Wir untersuchten , ob der Anteil der gemeinsamen Mutationen (KRAS, NRB, BRAF, PIK3CA, APC, CTNNB1 und TP53) in der CRC PDTX Bank repräsentativ waren auf die Frequenz Mutation in dem CRC - Patientenpopulation festgestellt. Wie in 2A (TCGA) und B (CRC PDTX Bank) gezeigt, wurden die Häufigkeit von Mutationen in diesen Genen sehr ähnlich zwischen dem TCGA (n = 276 Patienten) und die CRC PDTX Bank (n = 59 CRC - Patienten). Der größte Unterschied beobachtet wurde, war in dem APC-Gen, wobei ein 23% iger Unterschied beobachtet wurde. Diese Ergebnisse legen nahe, dass gemeinsame Mutationen in der CRC-Patientenpopulation beobachtet wird gut in der CRC PDTX Modell dargestellt.

Bewertung der Stabilität der Behandlungsreaktionen zwischen verschiedenenGenerationen

In diesem Modell CRC PDTX, setzen wir, um zu bestimmen, ob Behandlungseffekte zwischen den verschiedenen Generationen ähnlich waren. Die Tumore wurden in athymische Nacktmäuse (10 Tumoren / Gruppe) und die Wirksamkeit der Behandlungsstandard Mittel wie Cetuximab (0,4 mg / Maus IP zweimal pro Woche) erweitert und Irinotecan (15 mg / kg IP einmal pro Woche) untersucht wurden, in 4 einzigartige CRC PDTX Modelle in zwei verschiedenen Generationen. Wie veranschaulicht in 3A und B, CRC026 (F3) ist beständiger gegen Cetuximab Behandlung, während CRC010 (F6) Behandlung Empfindlichkeit aufwiesen. Ähnliche Ergebnisse wurden beobachtet, wenn diese CRC-Explantate in verschiedenen Generationen behandelt wurden; CRC026 (F9) war beständig und CRC010 (F7) war zu Cetuximab empfindlich. Um die Wirksamkeit von Irinotecan im PDTX Modell bestimmen, untersuchten wir Behandlungswirkungen auf das Tumorwachstum in 2 CRC PDTX Modellen. Während CRC098 (F8) war resistent gegen Behandlung mit Irinotecan, CRC036 (F5) zeigte Empfindlichkeit (3C und D). Wie in verschiedenen Generationen mit Cetuximab-Behandlung mit Irinotecan beobachtet nicht das Ansprechen auf die Behandlung in diesen Tumoren verändern; CRC098 (F12) war widerstandsfähig und CRC036 (F10) war empfindlich auf Irinotecan (3C und D). Obwohl die Wachstumskinetik von unbehandelten Tumoren manchmal unterschiedlich zwischen den Generationen war, blieben die Behandlung Reaktionen auf Irinotecan und Cetuximab die gleichen sind, die Stabilität dieses Modells angibt, bei der Bewertung der Anti-Krebs-Therapien.

Die Untersuchung der Stroma - Komponente in der CRC PDTX Modell

Als nächstes waren wir bei der Bestimmung interessiert, wenn das Stroma Komponente innerhalb dieses Modells CRC Explantation von menschlichen und / oder Maus-abgeleiteten Zellen enthalten war. Wir haben eine zweifarbige Cot-1-FISH-Test, die von Maus bestandCot-1 - DNA (grün Fluorophor) und humanen Cot-1 - DNA (rot Fluorophor) zu bestimmen , Maus und menschlichen Zellen in 10 separate CRC Explantate zwischen F0 und F1 Generationen 25. Wie in 4A gezeigt ist , in der F1 - Generation wird das menschliche Stromazellen durch die Maus Stroma ersetzt, da der menschliche Tumor nun von allen Maus Stroma umgeben ist. Diese Ergebnisse zeigten sich in allen 10 CRC Explantate, die Cot-1-FISH zwischen den F0 und F1 Generationen ausgesetzt waren. Neben Cot-1-FISH, untersuchten wir Proteinspiegel von Maus und Mensch HGF und VEGF-Liganden in den F0 und F1 Generationen unter Verwendung von Maus und Mensch ELISAs für diese Liganden. Wie in 4B und C angezeigt, während alle menschlichen HGF in der F0 - Generation abgeleitet mit Maus HGF in der F1 - Generation ersetzt wird, bestand aus VEGF - Ligand von Mensch und Maus in der F1 - Generation. Zusammen deuten diese Experimente, dass in der CRC PDTX Mausmodell, dass die Maus Stromazellen des menschlichen Stroma in th einholte F1-Generation und die Liganden abgesondert bezüglich variieren können werden menschliche und / oder Maus abgeleitet.

Abbildung 2. Vergleich der gemeinsamen Mutationen in der CRC PDTX Bank und der TCGA. Wir beobachteten sehr ähnlich Mutation Frequenzen zwischen dem TCGA (A) und dem CRC PDTX Modell (B) in Bezug auf KRAS, NRB, BRAF, PIK3CA, CTNNB1 und TP53 . Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 3. Die Wirkung von Cetuximab und Irinotecan - Behandlung auf das Tumorwachstum. (A) CRC026 angezeigt Widerstand gegen Cetuximab bei Evaluated in der F3 und F9 Generationen und (B) CRC010 zeigten Empfindlichkeit gegenüber Cetuximab in den F6 und F7 Generationen. (C) CRC098 Widerstand in den F8 und F12 Generationen zu Irinotecan zeigte, während (D) CRC036 in der F5 , um Irinotecan empfindlich war und F10 Generationen. Jeder Datenpunkt stellt einen Durchschnitt von 10 Tumoren pro Behandlungsgruppe. Mäuse wurden mit Cetuximab (100 ul IP 400 & mgr; g / Maus) zweimal pro Woche und Irinotecan (100 ul IP 20 mg / kg) behandelt einmal wöchentlich dosiert wurde. Die präsentierten Daten als Mittelwert ± SEM. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 4. Bewertung der Maus und Tumorzellkomponenten in der F0 und F1 Generationen. (A) Doppel-color FISH für das menschliche Cot-1-DNA (rot) und Maus-Cot-1-DNA (grün) wurde verwendet, um zu untersuchen Unterschiede zwischen Tumoren im F0 und F1-Generation. Menschliches Stroma (F0) wird mit der Maus Stroma (F1) in CRC098 und CR174 (Skala = 20x) ersetzt. Nekrotischen Zellen wurden durch reduzierte oder fehlende DAPI Interkalation identifiziert und rote Fluoreszenz. Untersuchung von Maus- und Human - HGF und VEGF - Liganden - Expression durch ELISA (Maus und Mensch ELISAs) zwischen F0 und F1. (B) Human - HGF mit der Maus in der F1 - Generation und (C) von Mensch und Maus VEGF zeigten sich in der F1 - Generation ersetzt wurde (Picogramm / Milliliter [pg / ml]). Die präsentierten Daten als Mittelwert ± SEM. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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