Summary

Ein modifiziertes Zwei-Nieren-One-Clip-Mausmodell der Reninregulation bei Nierenarterienstenose

Published: October 26, 2020
doi:

Summary

Ein modifiziertes Goldblatt-Mausmodell mit 2 Nieren 1 Clip (2K1C) wurde unter Verwendung von Polyurethanschläuchen entwickelt, um eine Nierenarterienstenose einzuleiten, die eine Erhöhung der Reninexpression und Nierenschädigung induziert. Hier beschreiben wir ein detailliertes Verfahren zur Vorbereitung und Platzierung der Manschette auf der Nierenarterie, um ein reproduzierbares und konsistentes 2K1C-Mausmodell zu erstellen.

Abstract

Nierenarterienstenose ist eine häufige Erkrankung bei Patienten mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung, bei der das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) überaktiviert ist. In diesem Zusammenhang kommt es zu einer Verengung der Nierenarterien, die eine Erhöhung der Expression und Freisetzung von Renin, der geschwindigkeitsbegrenzenden Protease bei RAAS, stimuliert. Der daraus resultierende Anstieg der Reninexpression ist ein bekannter Treiber der renovaskulären Hypertonie, die häufig mit Nierenschäden und Endorganschäden einhergeht. Daher besteht ein großes Interesse an der Entwicklung neuartiger Behandlungen für diese Erkrankung. Der molekulare und zelluläre Mechanismus der Reninkontrolle bei Nierenarterienstenose ist nicht vollständig verstanden und erfordert weitere Untersuchungen. Um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen zu induzieren, wurde ein modifiziertes 2-Nieren-1-Clip (2K1C) Goldblatt-Mausmodell entwickelt. Die rechte Niere wurde bei Wildtyp-Mäusen stenosiert und scheinoperierte Mäuse wurden als Kontrolle verwendet. Nach Nierenarterienstenose bestimmten wir die Reninexpression und Nierenschädigung. Nieren wurden geerntet, und frische Kortices wurden verwendet, um die Protein- und mRNA-Expression von Renin zu bestimmen. Dieses Tiermodell ist reproduzierbar und kann verwendet werden, um pathophysiologische Reaktionen, molekulare und zelluläre Signalwege zu untersuchen, die an renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden beteiligt sind.

Introduction

Die Nierenarterienstenose (RAStenosis) ist ein hartnäckiges Problem, von dem etwa 6% der Menschen über 65 und bis zu 40% der Menschen mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung betroffen sind 1,2. Aktuelle Behandlungen für die Krankheit sind begrenzt; Daher besteht ein dringender Bedarf an der Entwicklung neuer Therapien zur Behandlung der renovaskulären Hypertonie oder der resistenten Hypertonie, die durch RAStenosis induziert wird. Das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) ist der Schlüsselweg, der an der Pathogenese der RAStenosis-induzierten Hypertonie oder der renovaskulären Hypertonie beteiligtist 3,4. Bekannte Therapien, die auf RAAS abzielen, wie ACE-Hemmer oder Angiotensin-Rezeptorblocker, lindern Bluthochdruck, müssen jedoch eingehend auf Nierenversagen und Hyperkaliämie untersuchtwerden 5,6,7. Renin katalysiert den ratenbegrenzenden Schritt in RAAS; es wandelt Angiotensinogen in Angiotensin I um. Bei Atherosklerose verursacht die Bildung von Plaque die Verengung der Nierenarterie, die die Reninsekretion antreibt, was zu renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden führt8. Eine Reihe von Studien berichtete über erhöhte oxidative Belastungen während der renovaskulären Hypertonie beim Menschen, die mit dem Modell der zwei Nieren One Clip (2K1C) Mäuse sowie anderen hypertensivenTiermodellen 2,9,10,11,12,13,14,15,16 bestätigt wurden. . Der molekulare Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der RAStenosis-induzierten renovaskulären Hypertonie ist nicht gut verstanden und rechtfertigt weitere Untersuchungen.

Experimentelle Tiermodelle, die RAStenosis zuverlässig und reproduzierbar rekapitulieren, sind wichtig, um die zellulären und molekularen Mechanismen der Renin-Expressionskontrolle für die Entwicklung neuartiger Therapien aufzuklären. Das 2K1C-Mausmodell ist ein etabliertes experimentelles Modell zur Untersuchung der Pathogenese der renovaskulären Hypertonie17,18,19,20. Dieses Modell wird durch die Verengung der Nierenarterie unter Verwendung eines Clips 17,20,21 erzeugt, wodurch ein Nierenarterienverschluss erzeugt wird, der zu einer Erhöhung der Reninexpression und Hypertonieführt 17,19,20,21. Es liegen jedoch keine technischen Berichte vor, die ein schrittweises Vorgehen zur Erzeugung einer Nierenarterienstenose im Tiermodell beschreiben.

Herkömmliche U-förmige Silberclips, Polyurethanröhrchen und andere Clips wurden verwendet, um die Nierenarterie zu verengen, um eine Nierenarterienstenose zu induzieren. Einige Studien haben gezeigt, dass das Design und das Material des Clips entscheidend sind, um zuverlässige und reproduzierbare Daten mit dem 2K1C-Tiermodell zu erhalten. Laut Lorenz et al. induziert die Verwendung herkömmlicher U-designter Silberclips eine niedrige Erfolgsrate von Bluthochdruck (40-60%)21. Aufgrund des Clip-Designs wird die Nierenarterie seitlich gedrückt, was einige Verengungen und eine größere Wahrscheinlichkeit auslöst, von der Nierenarterie entfernt zu werden. Silberformbarkeit und Duktilität können Änderungen der Clipbreiten ermöglichen; Daher verursacht dies unterschiedliche Hypertoniewerte bei Mäusen. Silberdioxid auf dem Clip kann perivaskuläre Entzündungen, Intimproliferation und Gewebegranulation verursachen und den Durchmesser der Nierenarterieverändern 22. Aufgrund der Variabilität der Hypertoniegrade, die mit dem herkömmlichen U-Design-Silberclip erzielt wurden, haben Warner et al. und Lorenz et al. erfolgreich einen Polyurethanschlauch mit runderen Design verwendet, um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen einzuleiten, wodurch eine zuverlässigere und konsistentere Induktion des Tiermodells20,21 mit zwei Nieren erzeugt wurde.

In diesem Bericht beschreiben wir ein chirurgisches Protokoll zur Erzeugung einer experimentellen RAStenose bei Mäusen, wobei der Polyurethanschlauch verwendet wird, um die Nierenarterie zu verengen. Die Polyurethan-Manschette mit rundem Design ist ein reproduzierbarerer, zuverlässigerer und kostengünstigerer Clip zur Erzeugung von Stenosen bei Mäusen. Ziel dieses experimentellen Modells ist es, den molekularen und zellulären Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der Nierenarterienstenose zu untersuchen und zu definieren. Wir bestätigten den Erfolg des RAStenosis-Mäusemodells durch Messung der Reninexpression und des Nierenverletzungsmarkers neutrophiles Gelatinase-assoziiertes Lipocalin (N-GAL).

Protocol

Mäuse wurden im Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care nach den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) und dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des US-Gesundheitsministeriums untergebracht und gepflegt. Alle Tierverfahren wurden vor Beginn der Experimente vom VUMC Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. 1. Tierpräparation und Präparation Schalten Sie den Keimer und die Wasserpumpe des Heizkissens ca. …

Representative Results

Die Verengung der Nierenarterien erhöht die Reninexpression in der stenosierten Niere und unterdrückt die Expression in der kontralateralen Niere. Das Zwei-Nieren-Eins-Clip (2K1C) oder Goldblatt-Modell der Stenose induziert eine erhöhte Reninexpression und Nierenschädigung. Dies gilt als das beste repräsentative Modell der einseitigen Nierenarterienstenose beim Menschen. Die Expression von Renin und Prorenin (Vorstufe von Renin) wurde mittels Immunoblotting gemessen. Die Daten zeigen, da…

Discussion

Nierenarterienstenose ist eine wichtige Ursache für sekundäre oder resistente Hypertonie und Nierenschädigung 1,29. Das Goldblatt-Modell mit zwei Nieren (2K1C) wurde verwendet, um RAStenosis-induzierte renovaskuläre Hypertonie 1,17,18,19 zu untersuchen. Eine Reihe früherer Studien mit verschiedenen Tiermodellen haben gezeigt, dass …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Forschung wurde durch den NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) an JAG unterstützt. Vielen Dank an David Carmona-Berrio und Isabel Adarve-Rengifo für ihre technische Unterstützung.

Materials

Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

Referenzen

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects–physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

View Video