Summary

Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse

Published: July 09, 2020
doi:

Summary

In dieser Studie wurde ein Fütterungssystem für Nymphal- und Larvenstadien von harter Zecke mit einer Kapsel entwickelt, die an laboratorischen Mäusen befestigt ist. Die Fütterungskapsel besteht aus flexiblen Materialien und bleibt mindestens eine Woche lang fest an der Maus befestigt und ermöglicht eine komfortable Überwachung der Zeckenfütterung.

Abstract

Zecken sind obligatorische Blutfütterung Parasiten in allen Stadien der Entwicklung (außer Eier) und werden als Vektoren von verschiedenen Krankheitserregern anerkannt. Die Verwendung von Mausmodellen in der Zeckenforschung ist entscheidend für das Verständnis ihrer Biologie und Zecken-Wirt-Pathogen-Wechselwirkungen. Hier zeigen wir eine nicht-aufwendige Technik zur Fütterung unreifer Stadien harter Zecken an Labormäusen. Der Vorteil der Methode ist ihre Einfachheit, kurze Dauer und die Fähigkeit, Ticks zu verschiedenen Zeitpunkten eines Experiments zu überwachen oder zu sammeln. Darüber hinaus ermöglicht die Technik die Befestigung von zwei einzelnen Kapseln an der gleichen Maus, was für eine Vielzahl von Experimenten von Vorteil ist, bei denen zwei verschiedene Gruppen von Zecken erforderlich sind, um sich von demselben Tier zu ernähren. Die nicht reizende und flexible Kapsel besteht aus leicht zugänglichen Materialien und minimiert die Beschwerden der Versuchstiere. Darüber hinaus ist Sterbehilfe nicht notwendig, Mäuse erholen sich nach dem Experiment vollständig und stehen zur Wiederverwendung zur Verfügung.

Introduction

Zecken sind wichtige Vektoren mehrerer Krankheitserreger und stellen ein ernstes Risiko für die Gesundheit von Mensch und Tierdar 1. Die Einrichtung eines effektiven Fütterungssystems ist entscheidend, wenn sie ihre Biologie, Zeckenwirt-Pathogen-Wechselwirkungen oder die Einführung wirksamer Kontrollmaßnahmen untersuchen. Derzeit stehen mehrere künstliche Fütterungssysteme zur Verfügung, die den Einsatz lebender Tiere vermeiden, für Zecken2,3,4 und diese sollten immer dann eingesetzt werden, wenn es die Versuchsbedingungen zulassen. In verschiedenen experimentellen Umgebungen imitieren diese Systeme jedoch nicht die spezifischen physiologischen Merkmale und der Einsatz lebender Tiere ist notwendig, um relevante Ergebnisse zu erzielen.

Labormäuse werden häufig für die Untersuchung vieler biologischer Systeme verwendet und werden routinemäßig als Wirte für die Fütterung von Zecken5,6,7,8,9verwendet. Die beiden häufigsten Methoden der Fütterung unreifer Zecken an Mäusen sind freier Befall und die Verwendung von Einschließungskammern, die an der Maus befestigt sind. Freie Befall werden in erster Linie für Larvenstadien verwendet und engorged Zecken können in einen Bereich fallen, wo sie zurückgewonnen werden können. Einfriedungskammern bestehen in der Regel aus Acryl- oder Polypropylenkappen, die auf den Rücken der Maus geklebt sind. Die erste Technik ist ein effektives natürliches System für die Zeckenfütterung, erlaubt aber keine genaue Überwachung während des Experiments, da die einzelnen Zecken in verschiedenen Teilen des Wirtskörpers verteilt sind. Zusätzlich können engorged Zecken, die in einen Erholungsbereich fallen, mit Kot und Urin kontaminiert werden10,11,12,13,14, die die Zeckenfitness stark beeinträchtigen können oder sie können von der Maus beschädigt oder gegessen werden, wenn es keine Trennung zwischen dem Tier und dem Erholungsbereich15. Kammerbasierte Systeme erlauben die Eingrenzung von Zecken in einen definierten Bereich, jedoch ist der Klebeprozess mühsam und die Kappen sind oft schwach an den Kleber haften und lösen sich daher oft während des Experiments16,17,18,19. Die Kappen sind auch steif, unbequem und führen zu Hautreaktionen, die die Wiederverwendung der Mäuse verhindern und ihre Euthanasie nach dem Experiment erforderlich machen.

In unserer vorherigen Studie haben wir erfolgreich ein effektives System mit Kammern aus Ethylen-Vinylacetat (EVA)-Schaum zur Fütterung von Zecken an Laborkaninchen20entwickelt. Hierbei haben wir dieses System an ein Mausmodell angepasst und schlagen eine einfache und saubere Methode vor, um unreife harte Zeckenstufen in geschlossenen Kapseln aus EVA-Schaum zu füttern. Insbesondere verwendet unser System elastische EVA-Schaumkapseln, die mit schnell trocknendem (3 min) nicht reizenden Latexkleber an die rasierten Mäuse geklebt werden. Diese Technik ermöglicht eine feste und langanhaltende Befestigung von Kapseln an der experimentellen Maus sowie einen effektiven Zeckenbefall/-sammlung während des gesamten Experimentsverlaufs. Die flache Kapsel besteht aus flexiblen Materialien und behindert nicht die Manipulation der Maus für die Blutentnahme oder andere Zwecke. Das System eignet sich hauptsächlich für die Nymphenzzstufen, kann aber mit leichter Modifikation auch zur Fütterung von Larven verwendet werden. Die Methode kann von einer einzigen erfahrenen Person abgeschlossen werden und eine umfassende Ausbildung ist nicht erforderlich.

Protocol

Bitte beachten Sie, dass dieses Protokoll nur angewendet werden kann, wenn alle Wohlfahrts- und Sicherheitsmaßnahmen im Labor erfüllt sind. Dieses Protokoll erhielt die Erlaubnis, Mäuse zur Zeckenfütterung von der Ethikkommission für TierversucheComEth Anses/ENVA/UPEC, Genehmigungsnummern E 94 046 08, zu verwenden. Für den Endpunkt wurden die Tiere in zwei Phasen von jeweils 4 und 5 min CO2 für 9 min ausgesetzt. 1. Zubereitung der Kapsel Stick 2 mm dicker EVA-Schaum…

Representative Results

Wir schlagen die detaillierte Schritt-für-Schritt-Methode zur Fütterung unreifer harter Zeckenstufen in EVA-Schaumkapseln vor, die auf den Rücken einer Maus aufgetragen werden (Abbildung 2). Dieses nicht-aufwendige Protokoll eignet sich für verschiedene Arten von Experimenten, wenn eine präzise Tick-Überwachung und -Sammlung erforderlich ist. Die Hauptvorteile dieser Methode sind seine Einfachheit, leicht zugängliche kostengünstige Materialien und kurze Dauer. Darüber hinaus ist es …

Discussion

Der wichtigste Schritt im Protokoll ist das feste Kleben der Kapsel an die Maushaut. Daher sollte der Latexkleber homogen auf die gesamte EVA-Schaumoberfläche der Kapsel aufgetragen und 3 Minuten lang konstanter Druck aufgebracht werden, insbesondere auf die linke und rechte Seite der Kapsel. Wir empfehlen auch, die Kapsel so weit nach vorne wie möglich auf dem Rücken zu platzieren, um zu vermeiden, dass die Maus mit ihren hinteren Pfoten entfernt wird. In unseren Experimenten wurde nur die Haftung des EVA-Schaum- und…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir würdigen die technische Unterstützung von Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE) und Océane Le Bidel (ANSES). Die Studie wurde von der DIM One Health – Région éle-de-France (Akronym des Projekts: NeuroPaTick)unterstützt. Die Mäuse wurden von ANSES gekauft. Dr. Jeffrey L. Blair ist dafür bekannt, die frühere Version des Manuskripts überprüft zu haben.

Materials

EVA-foam 2 mm thick, (low density) Cosplay Shop EVA-45kg (950/450/2 mm) It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD)
Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve Amazon B014GMT1AM Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon.
Mice BALB/cByJ Charles River Strain code 627
Mice C57BL/6 Charles River Strain code 664
No-toxic Latex Glue Tear mender Fabric & Leather Adhesive Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU)
Punch Tool Hand Art Tool Amazon B07QPWNGBF Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap
PVC Binding Covers Transparent Amazon B078BNLSNP Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable
Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape Amazon B07RHDZ35J Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam
Transparent seal stickers (20 mm diameter circles) Amazon B01DAA6X66

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Mateos-Hernández, L., Rakotobe, S., Defaye, B., Cabezas-Cruz, A., Šimo, L. A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice. J. Vis. Exp. (161), e61430, doi:10.3791/61430 (2020).

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