Summary

Eine kostengünstige Methode zur Messung der In-situ-Primärproduktivität von Periphytongemeinschaften linsenförmiger Wässer

Published: December 16, 2022
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Summary

Hier wird eine kostengünstige und transportable Methode/Einrichtung zur Messung der Primärproduktivität mikrobieller Matten unter tatsächlichen in situ Umgebungstemperatur- und Lichtbedingungen vorgestellt. Der Versuchsaufbau basiert auf weit verbreiteten Materialien und kann unter verschiedenen Bedingungen eingesetzt werden, während er die Vorteile von Labormodellen bietet.

Abstract

Die Messung der in situ Primärproduktivität von Periphyton während des Vegetationsperiodengradienten kann den quantitativen Effekt von Umwelttreibern (hauptsächlich Phosphorkonzentration und Lichtintensität) und Artenzusammensetzung auf die Primärproduktivität aufklären. Die Primärproduktivität wird hauptsächlich durch Lichtintensität, Temperatur, Verfügbarkeit von Nährstoffen und Verteilung der ionischen Spezies des Karbonatsystems in den jeweiligen Tiefen der euphotischen Zone bestimmt. Es ist ein komplexes System, das im Labor sehr schwer zu simulieren ist. Dieser billige, transportable und einfach zu bauende schwimmende Lastkahn ermöglicht die genaue Messung der Primärproduktivität direkt unter den tatsächlichen natürlichen Bedingungen. Die Methodik basiert auf der Messung der Primärproduktivität in Echtzeit mit nicht-invasiven Sauerstoffsensoren, die in dicht verschlossenen Gläsern integriert sind, was eine Online-Überwachung des Sauerstoffflusses ermöglicht und neue Einblicke in metabolische Aktivitäten liefert. Detaillierte saisonale in situ Messungen der Bruttoprimärproduktivität von mikrobiellen Matten (oder anderen benthischen Organismen) können das aktuelle Wissen über die Prozesse verbessern, die die Dynamik der Primärproduktivität in lentischen Gewässern steuern.

Introduction

Die Primärproduktivität ist der einzige Eintrag von autochthonem Kohlenstoff in die aquatischen Systeme, die das gesamte Nahrungsnetz1 bilden. Daher ist die genaue Schätzung der Primärproduktivität ein wesentlicher Schritt zum Verständnis der Funktionsweise aquatischer Ökosysteme. Küstenzonen sind Gebiete mit hoher Primärproduktivität und biologischer Vielfalt. Neben Phytoplankton wird angenommen, dass Periphyton (im Folgenden mikrobielle Matten genannt) und Makroalgen signifikant zur Primärproduktivität in den Küstenzonenbeitragen 2. Aufgrund ihrer sessilen Lebensweise und signifikanten räumlichen Heterogenität ist die Quantifizierung der Primärproduktivität nicht trivial.

Die Primärproduktivität wird hauptsächlich durch Lichtintensität, Temperatur, Verfügbarkeit von Nährstoffen und Verteilung der ionischen Spezies des Karbonatsystems in den jeweiligen Tiefen der euphotischen Zonenbestimmt 3,4. Die Tiefe beeinflusst deutlich die räumliche Verteilung der mikrobiellen Matten. Mikrobielle Gemeinschaften müssen mit den negativen Auswirkungen hoher Einstrahlung und ausgeprägter saisonaler Temperaturschwankungen in geringer Tiefe und mit geringerer Lichtintensität in größeren Tiefen zurechtkommen. Zusätzlich zum Tiefengradienten erzeugen dynamische trophische Interaktionen multiple und komplexe räumliche Muster auf verschiedenen Skalen5. Dieses komplexe System lässt sich kompliziert im Labor simulieren. Der genaueste Weg, um die metabolische Aktivität einzelner Primärproduzenten aus Küstenzonen abzuleiten, ist der Aufbau von In-situ-Experimenten.

Die in diesem Papier vorgestellte Methodik basiert auf der traditionellen Kammermethode 2,6,7 zusammen mit einem transportablen und einfach zu bauenden kostengünstigen schwimmenden Lastkahn. Dies ermöglicht die Messung der Primärproduktivität in verschiedenen Tiefen unter dem natürlichen Lichtspektrum, der Temperatur und der unterschiedlichen Verteilung der ionischen Spezies des Karbonatsystems mit der Tiefe. Die Methode basiert auf dem Prinzip des hellen versus dunklen Flaschensauerstoffs, der zuerst zur Messung der Phytoplankton-Photosyntheseeingesetzt wurde 6 und immer noch häufig verwendetwird 6,7. Es vergleicht die Änderungsrate des Sauerstoffs in Flaschen, die im Licht aufbewahrt werden (einschließlich der Auswirkungen der Primärproduktivität und Atmung), mit denen, die im Dunkeln gehalten werden (nur Atmung)8. Die Methode verwendet die Sauerstoffevolution (Photosynthese) als Proxy für die Primärproduktivität. Die gemessenen Größen sind die Netto-Ökosystemproduktivität (NEP, als Änderung der O2-Konzentration im Laufe der Zeit bei Lichtverhältnissen) und die Ökosystematmung (RE, als Änderung derO2-Konzentration über die Zeit im Dunkeln). Die Bruttoökosystemproduktivität (GEP) ist die Berechnung der Differenz zwischen den beiden (Tabelle 1). Der Begriff “Ökosystem” wird hier verwendet, um zu bezeichnen, dass das Periphyton aus autotrophen und heterotrophen Organismen besteht. Die bedeutendste Verbesserung dieser traditionellen Kammermethode ist die Verwendung nichtinvasiver optischer Sauerstoffsensoren und die Optimierung dieser primär planktonischen Methode zur Messung der periphytischen Primärproduktivität.

Die Technik wird am Beispiel der Messung mikrobieller Matten in der Küstenzone neu entstandener Bergbaufolgeseen in der Tschechischen Republik – Milada, Most und Medar – beschrieben. Die metabolische Aktivität mikrobieller Matten wird durch direkte in situ Messung vonO2-Flüssen bestimmt, die direkt in bestimmten Tiefen durchgeführt wird, wo die untersuchten Gemeinschaften natürlich vorkommen. Die heterotrophe und phototrophe Aktivität wird in geschlossenen Glasflaschen gemessen, die mit nichtinvasiven optischen Sauerstoffsensoren ausgestattet sind. Diese Sensoren erfassen den Sauerstoffpartialdruck anhand der Fluoreszenz lichtempfindlicher Farbstoffe. Die Flaschen mit mikrobiellen Matten werden aufgehängt und auf einer schwimmenden Vorrichtung in den entsprechenden Tiefen inkubiert. Die Sauerstoffkonzentration in den Flaschen wurde während der Tageslichtperiode kontinuierlich von dem kleinen Boot aus gemessen.

Proben intakter mikrobieller Matten werden gesammelt und von Tauchern in gasdichte Inkubationsflaschen in bestimmten Tiefen gelegt. Jede Flasche ist mit einem nicht-invasiven optischen Sauerstoff-Mikrosensor ausgestattet, der die Produktivität/den Verbrauch von O2 im Laufe der Zeit überwacht. Alle Messungen werden in fünf nachgebildeten Dunkel-Hell-Paaren in jeder Tiefe durchgeführt. Die Temperaturintensitäten und die Intensitäten der photosynthetisch aktiven Strahlung (PHAR) werden während der gesamten Inkubation in entsprechenden Tiefen gemessen. Nach 6 h In-situ-Inkubation (Tageslichtstunden) werden die mikrobiellen Matten aus den Flaschen geerntet und getrocknet. O2-Flüsse werden zu mikrobieller Biomasse normalisiert. Als Kontrolle werden die Flussmittel um Änderungen der O2-Konzentration in getrennten hellen und dunklen gasdichten Flaschen (Blindkontrollen) korrigiert, die Seewasser ohne mikrobielle Mattenbiomasse enthalten. Im Folgenden finden Sie detaillierte Anweisungen zum Bau des schwimmenden Lastkahns und zur Durchführung des gesamten Experiments Schritt für Schritt. Diese Arbeit präsentiert auch repräsentative Ergebnisse aus den Messungen von mikrobiellen Matten in zwei Tiefen (1 m und 2 m) mit fünf Replikaten in jeder Tiefe. Die tatsächliche Temperatur und Lichtintensität wurden während des gesamten Experiments mit Datenloggern gemessen.

Protocol

HINWEIS: Bestimmen Sie vor der Stichprobe den Grad der Replikationen basierend auf den allgemeinen Projektanforderungen, dem statistischen Design oder der erwarteten Menge an Stichprobenvariabilität. Fünf Replikatpaare von hellen und dunklen Inkubationsflaschen werden für eine präzise statistische Analyse und zur Berücksichtigung potenzieller Probenverluste oder -brüche vorgeschlagen. Die beschriebene schwimmende Versuchsbarge ist für fünf Replikate plus ein Paar Blankokontrollen ausgelegt; siehe <strong class="x…

Representative Results

Abbildung 5: Netto- und Bruttoökosystemproduktivität mikrobieller Matten bei Tageslicht. (A) Light bottle-net ecosystem productivity: time course data of net oxygen productivity of microbial mats from the light bottles. Die Änderung der Sauerstoffkonzentration in Inkubationsflaschen wurde nach 1 h bei Tageslicht gemessen. Graue Kreise: Flaschen m…

Discussion

Die in dieser Arbeit beschriebene Methodik basiert auf dem Prinzip der hellen und dunklen Flaschensauerstofftechnik in Kombination mit der nichtinvasiven Technik der Messung derO2-Konzentration mit optischen Sauerstoffsensoren. Dieses System ermöglicht die parallele Messung verschiedener Inkubationseinstellungen, da die optische Faser zur Messung vonO2 schnell von Flasche zu Flasche bewegt werden kann. Die benthischen Gemeinschaften aus verschiedenen Tiefen können sich in taxonomischer Zusammenset…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Studie wurde von der Tschechischen Wissenschaftsstiftung (GACR 19-05791S), RVO 67985939 und vom CAS im Rahmen des Programms der Strategie AV 21, Landrettung und Wiederherstellung, unterstützt. Vielen Dank an Ondřej Sihelský für die Aufnahmen im Feld – ohne ihn wären die Dreharbeiten die Hölle gewesen. Das Projekt wäre nicht möglich ohne eine enge Zusammenarbeit mit den Unternehmen Palivový Kombinát Ústí s.p. und Sokolovská Uhelná, die den Zugang zu den untersuchten Orten ermöglichten.

Materials

Aluminum angle L profile 40 x 40 mm x 3 mm, length 2,000 mm
Aluminum flat bar 40 x 3 x 350 mm
Bucket 15 L with concrete infill 
Carabine hook with screw lock 50 x 5 mm
electric tape black
Extruded polystyrene (XPS) material 500 x 200 x 150 mm
Fibox 3 LCD trace PreSens Precision Sensing GmbH stand-alone fiber optic oxygen meter
Hondex PS-7 Portable Depth Sounder Hondex  – Honda Electronics to measures distances through water – to bottom depth measurement; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e
KORKEN – glass tight-seal jar 0.5 L IKEA incubation bottles; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/
metal hook 
Oxygen Sensor Spot SP-PSt3-NAU-D5 PreSens Precision Sensing GmbH non-invasive optical oxygen sensor for measurements under Real Conditions
SCOUT infantable canoe GUMOTEX https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C
Screw 10 x 170 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with wing nuts
Snap hooks 50 x 5 mm
Steel Carabine hook 50 x 5 mm
Steel chain with wire diameter 3 mm, inside link 5.5 x 26 mm
Steel chain, 5 m
toothbrush
tweezer
Washer 10 x 50 mm
Washer 4 x 10 mm
Washer 4 x 10 mm

Referenzen

  1. Blachart, J. L., et al. Potential consequences of climate change for primary production and fish production in large marine ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 367 (1605), 2979-2989 (2012).
  2. Howarth, R. W., Michaels, A. F., Sala, O. E., Jackson, R. B., Mooney, H. A., Howarth, R. W. The Measurement of primary production in aquatic ecosystems. Methods in Ecosystem Science. , 72-85 (2000).
  3. Vadenbecouer, Y. E. G., Peterson, M. J., Vander, Z., Kalff, J. Benthic algal production across lake size gradients: Interactions among morphometry, nutrients, and light. Ecology. 89 (9), 2542-2552 (2008).
  4. Reimer, A., Landmann, G., Kempe, S. Lake Van, eastern Anatolia, hydrochemistry and history. Aquatic Geochemistry. 15 (1), 195-222 (2009).
  5. Cantonati, M., Lowe, R. L. Lake benthic algae: toward an understanding of their ecology. Freshwater Sciences. 33 (2), 475-486 (2014).
  6. Gaarder, T., Gran, H. H. Investigation of the production of plankton in the Oslo Fjord. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l’Éxploration de la Mer. 42, 1-48 (1927).
  7. Hall, R. O., Thomas, S., Gaiser, E. E., Fahey, T. J., Knapp, A. K. Measuring Freshwater Primary Productivity and Respiration. Principles and Standards for Measuring Primary Productivity. , (2007).
  8. Howart, R., Michaels, A. Chapter 6 The Measurement of Primary Production in Aquatic Ecosystems. Springer Science and Business Media LLC. , (2000).
  9. Kopáček, J., Hejzlar, J. Semi-micro determination of total phosphorus in soils, sediments, and organic materials: a simplified perchloric acid digestion procedure. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (11-12), 1935-1946 (1995).
  10. Benson, B. B., Krause, D. The concentration and isotopic fractionation of oxygen dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with the atmosphere1. Limnology and Oceanography. 29 (3), 620-632 (1984).
  11. Dodds, W. K., Biggs, B. J., Lowe, R. L. Photosynthesis-irradiance patterns in benthic microalgae: variations as a function of assemblage thickness and community structure. Journal of Phycology. 35 (1), 42-53 (1999).
  12. Bott, T. L., et al. An evaluation of techniques for measuring periphyton metabolism in chambers. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 54 (3), 715-725 (1997).
  13. Blankenship, R. E. Structural and functional dynamics of photosynthetic antenna complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (45), 13751-13752 (2015).
  14. Hawes, I., Schwartz, A. -. M. Photosynthesis in an extreme shade environment, benthic microbial mats from Lake Hoare, a permanently ice-covered Antarctic lake. Journal of Phycology. 35 (3), 448-459 (1999).
  15. Aristegui, J., et al. Planktonic primary production and microbial respiration measured by 14C assimilation and dissolved oxygen changes in coastal waters of the Antarctic peninsula during austral summer: Implications for carbon flux studies. Marine Ecology-Progress Series. 132, 191-201 (1996).
  16. Steemann-Nielsen, C. The use of radioactive carbon (14C) for measuring organic production in the sea. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 18 (2), 117-140 (1952).
  17. Sanz-Martín, M., et al. Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago. Frontiers in Marine Science. 6, 468 (2019).
  18. Nielsen, E. S. Measurement of the production of organic matter in the sea by means of carbon-14. Nature. 167 (4252), 684-685 (1951).
  19. Jönsson, B. A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores. Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).
  20. Bender, M. L., et al. A comparison of four methods for determining planktonic community production. Limnology and Oceanography. 32 (5), 1085-1098 (1987).
  21. Šimek, K., et al. Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir. Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).

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Diesen Artikel zitieren
Čapková, K., Bešta, T., Mareš, J., Čapek, P., Řeháková, K. A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters. J. Vis. Exp. (190), e64078, doi:10.3791/64078 (2022).

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