Name: Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Erfahren Sie die chronische Nährstoffinfusion bei Ratten zur Untersuchung von Glukose- und Lipidwirkungen auf den Stoffwechsel. Dieses Modell ermöglicht kontrollierte Studien zur metabolischen Gesundheit.

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Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health (R01DK58096 zu Vincent Poitout) unterstützt. Vincent Poitout hält den Canada Research Chair in Diabetes und Bauchspeicheldrüsenkrebs Beta-Zell-Funktion. Bader Zarrouki erhielt Post-Doc-Stipendien von Merck und Eli Lilly. Ghislaine Fontes wurde von einem Post-Doc-Stipendium der Canadian Diabetes Association unterstützt.

Überblick: Das Verfahren besteht aus Katheterisiervorrichtung das Recht Halsschlagader und linken Halsschlagader unter Vollnarkose; ermöglicht eine 7-tägige Erholungsphase; Verbinden der Katheter an die Pumpen mit einem dreh-und Gegengewicht, das das Tier ermöglicht, sich frei zu bewegen in den Käfig; und Infusion Glucose und / oder Intralipid (a Sojaöl-Emulsion, die eine Mischung von etwa 80% erzeugt unsaturated/20% gesättigte Fettsäuren, wenn sie mit Heparin 9 infundiert) für 72 Stunden. 1. Kanülierung der rechten Vena jugularis und die linke Halsschlagader <ol><li> Sterilisieren chirurgischen Instrumenten. Kanülierung Schläuche müssen auch kalt sterilisiert unter Verwendung eines flüssigen Sterilisierungsmittel (2,6% Glutaraldehyd) vor dem Eingriff. Tauchen Sie den Schlauch in einem Autoklaven Behälter für 16-24 Std. Spülen und gründlich mit sterilem destilliertem Wasser, um alle Spuren von Glutaraldehyd vor Gebrauch zu entfernen. </li><li> Wiegen die Ratte zu berechnenMedikamentendosierungen: Carprofen 5 mg / kg: Verdünnung 1/10 = Körpergewicht (g) x 0,001 ml SC (Analgetikum) Glycopyrrolat 0,01 mg / kg: Verdünnung 1/10 = BW (g) X 0,0012 ml SC (Anticholinergika) </li><li> Anesthetize die Ratte mit Isofluran und Sauerstoff. </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Bauch. Shave den Bereich hinter den Ohren an der Basis der Schultern. Legen Sie die Ratte auf seinem Rücken. Rasur die Region unter dem Hals bis zu den Vorderpfoten. </li><li> Prep die chirurgische Website mit Chlorhexidin, Alkohol und Jod. Verwalten Drogen. </li><li> Übertragen Sie die Ratte auf dem OP-Feld. </li><li> Unter aseptischen Bedingungen canulate das Recht Halsschlagader und die linke Halsschlagader mit einem PE-50 Kanüle an einer 1 ml Spritze mit 5 U heparinisierter Kochsalzlösung gefüllt. Spülen Sie die Kanülen mit 50 U Heparin-Kochsalzlösung zu vermeiden, während der Erholungsphase Blutgerinnung. Verwenden abgestumpft 23G Nadeln. Schließen Sie jede Kanüle mit einer 23G Nadel. </li><li> Nach der Operation, schneiden etwa 2,5 mm aus derunteren Schneidezähne und Ort der Ratte in einer Infusion Jacke um die Kanülen aus gefressen zu verhindern. </li><li> Geben Sauerstoff (1 L / min für 10 min) zu evakuieren Isofluran. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem Käfig beheizt, bis es vollständig wach ist. </li><li> Operate vier Ratten auf einen pro Infusion Zustand verwenden (Tabelle 1). </li></ol> 2. Postoperative Pflege (Post-chirurgischen Behandlung und Anschluss der Katheter) <ol><li> Wiegen Sie die Ratten an Tag 1 und Tag 2 nach der Operation. </li><li> Verwalten Glycopyrrolat (BW (g) x 0,00048 ml) SC zweimal am Tag 1 nach der Operation und einmal am Tag 2 nach der Operation. </li><li> Zusätzliche unterstützende Behandlungen verabreicht, wenn nötig: Flüssigkeiten, Heizkissen, nass Ernährung, Sauerstoff-Therapie, Analgetika, Anticholinergika. </li><li> Am 7. Tag nach der Operation, wiegen die Ratten, die Flussraten für Infusion berechnen. </li><li> Schließen Sie jede Ratte eine Infusion System mit einem Haltegurt und schwenkbar auf einem Käfig Grill oben (Abbildung 1) montiert.</li><li> Spülen Sie die Kanülen mit 5 U heparinisierter Kochsalzlösung, um Gerinnsel zu entfernen. Spülen Sie die Kanülen noch einmal mit 50 U Heparin-Kochsalzlösung zu verhindern Blutgerinnung. </li><li> Lassen Sie die Ratten an die Leine gewöhnen und schwenken für mindestens 24 Stunden vor Beginn der Infusion. </li></ol> 3. Aufguss <ol><li> Unentschieden 0,15 ml Blut aus der Halsschlagader jeder Ratte und messen Blutzucker. Spülen Sie die Vena Kanülen. Mit 50 U Heparin-Kochsalzlösung Gerinnung in beiden Kanülen jeder Ratte zu verhindern. </li><li> Bringen der Blutprobe mit einem 0,5 ml Röhrchen mit 2% EDTA. Zentrifuge bei 10.000 rpm für 2 min und frieren das Plasma bei -20 ° C. </li><li> Füllen Sie zwei 60 ml Spritzen für jede der Infusion nachfolgend aufgeführten Bedingungen. Platz 1 Spritze auf der vorderen Position der Pumpe und Spritze Platz 2 auf der Rückseite Position der Pumpe. </li><li> Registriert jedes Paar von Lösungen zusammen mit y-Anschlüsse und CO-EX T22 Schläuche, die sterilisiert worden. Legen Sie die Spritzen auf einem Harvard 33Dual Spritzenpumpe. </li><li> Ändern Sie den Käfig unten und entfernen Sie alle Lebensmittel aus dem Käfig Grill oben. </li><li> Wiegen Sie 150 g Standard-Chow und auf den Käfig Grill oben. </li><li> Verbinden Sie die Spritzen an der Schwenk auf den Käfig Grill. Spülen Sie die Spritze richtig, um eingeschlossene Luft aus den Leitungen zu entfernen. </li><li> Berechnen Sie die Infusion Flussraten mit dem Körpergewicht, die Sie vor dem Anschließen die Ratte auf die Infusion System gemacht. Die Preise sind mit einer Microsoft Excel-Datei, die Glucoseinfusionsrate (GIR) in ml / h wandelt berechnet. </li><li> Stellen Sie die Pumpe auf Flussraten für 60 ml Spritzen verabreichen nach den Angaben des Herstellers Einstellungen. Geben Sie den Preis für 1 Spritze (vorne Spritze) und die Rate für Spritze 2 (zurück Spritze). </li><li> Starten Sie die Pumpe. </li></ol> 4. Überwachung <ol><li> Nach dem Starten der Pumpe zu überprüfen, dass es keine undichten aus der Schwenk-oder aus den Kanülen und Infusion Schläuche nicht verdreht ist. Überprüfen Sie auch, dass es keine Luftblasen inder Schlauch. </li><li> Nach 3 Stunden nach der Infusion, eine Blutprobe nehmen, um den Blutzucker zu überwachen. Wiederholung nach 6, 24, 48 und 72 Stunden nach der Infusion. Als Vorsichtsmaßnahme wird glycemia auch nach 30, 34, 54 und 60 h der Infusion überwacht. Blutzucker messen mit einem Tropfen Vollblut unter Verwendung eines tragbaren Glukosemonitor werden. Dies begrenzt die Menge des Blutes während der Infusion entnommen und vermeidet daher wesentlich zu verändern Blutvolumen und / oder Hämatokrit. </li><li> Die Rate für Spritze 1 basiert auf Blutzucker-Werte geändert, um den Blutzucker bei 220-250 mg / dl zu halten. Die Rate für Spritze 2 nicht während der 72 Stunden nach der Infusion zu ändern, weil freie Fettsäuren bei 1 mmol / L. gehalten werden </li><li> Infusion Bedingungen gekoppelt sind, so dass das Volumen für die Kontrolltiere erhielten entspricht dem Volumen der Versuchstiere (Tabelle 1) empfangen wird. </li><li> Nach 24 Stunden nach der Infusion, ändern Sie den Käfig unten und wiegen das Essen noch im Käfig Grill. Bringen Sie das Teil uneaten to den Käfig Grill. Wiederholen Sie nach 48 Stunden. </li><li> Refill Spritzen täglich während der 72 Stunden nach der Infusion benötigt. </li><li> Während der Infusion, beachten Sie immer die Ratte auf Anzeichen von Entzündungen oder Beschwerden. Verwalten entsprechender Pflege, wenn nötig. </li></ol> 5. Post-Infusion Sterbehilfe <ol><li class="jove_content"> Nach 72 Stunden der Infusion sind narkotisierten Ratten intravenös mit 0,5 ml einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (182 mg / kg Ketamin und 11,6 mg / kg Xylazin 1:2 verdünnt mit 0,9% NaCl). </li><li class="jove_content"> Die Zehen-Pinch-Reflex verwendet, um das Niveau der Anästhesie zu überprüfen. Weitere Betäubungsmittel verabreicht wird, wie gebraucht. </li><li class="jove_content"> Wenn die Ratten anästhesiert, wird die Bauchhöhle mit einer chirurgischen Schere geöffnet. Die Ratte wird durch Ziehen 10-15 ml Blut in einer Spritze aus der Aorta oder der Vena Cava ausgeblutet. </li></ol>

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</ol>

Vincent Poitout ist Mitbegründer und erhielt Forschungsaufträge aus Bêtagenex Inc., eine vertragliche Forschungsorganisation, die die Infusion-Modell in diesem Artikel als kommerzielle Dienstleistung vorgestellt bietet.

Obwohl eine Reihe von früheren Studien chronische Infusion von Glukose (z. B. 10-15) oder Lipide (zB 16,17) bei Nagetieren, um unser Wissen beschäftigt haben die kombinierte Infusion von beiden Kraftstoffen nur bei Mäusen 18 gemeldet. Die chronische Infusion hier vorgestellte Modell bietet mehrere Vorteile, um die Auswirkungen auf die Nährstoff-Überschuss auf einer Vielzahl von biologischen Funktionen in Ratten untersucht werden. Erstens, es werden aber keine genetisch ...

, Chronisch erhöhte Spiegel von Glucose und Lipide im Kreislauf vorgeschlagen worden sind, um zu der Pathogenese von Typ 2 Diabetes durch Veränderung der Funktion verschiedener Organe bei der Aufrechterhaltung der Homöostase einschließlich Glucose gebracht beitragen, aber nicht beschränkt auf, bewertet die pankreatischen beta-Zellen ( in 1). Die Glukotoxizität Hypothese postuliert, dass chronische Hyperglykämie die Beta-Zell-Defekt, die zu Hyperglykämie gab in den ersten Platz, wodurch ein Teufelskreis und einen Beitrag zu einer Verschlechterung der Blutzuckereinstellung bei Typ-2-Diabetes-Patienten verschlimmert. Ebenso schlägt die glucolipotoxicity Hypothese, dass die gleichzeitige Erhebungen von Glucose-und Lipid-Ebenen, wie es oft bei Typ-2-Diabetes beobachtet, nachteilig auf die Beta-Zellen sind. Die Entschlüsselung der zellulären und molekularen Mechanismen der schädlichen Wirkungen von Nährstoffen auf chronisch erhöhten Pankreas-Beta-Zell-Funktion ist der Schlüssel zum understanding der Pathogenese von Typ 2 Diabetes 1. Zu diesem Zweck wurde eine Vielzahl von Untersuchungen, die Mechanismen der chronischen Nährstoff überschüssige ex vivo in isolierten Langerhans-Inseln oder in vitro in klonalen, Insulin-sezernierenden Zelllinien untersucht. Allerdings ist die Übersetzung der Erkenntnisse in diesen Modellsystemen auf den gesamten Organismus erhalten komplex, insbesondere weil die Konzentrationen von Fettsäuren in kultivierten Zellen oder Inselzellen verwendet selten passen die zirkulierenden Spiegel in der Nähe der Beta-Zellen in vivo 2. Auf der anderen Seite haben die Mechanismen der Beta-Zell-Versagen in Reaktion auf einen Nährstoffmangel Überschuss in Tiermodellen von Diabetes untersucht worden, wie der Zucker Diabetic Fatty Ratte 3,4, die Wüstenrennmaus Psammomys obesus 5 und die fettreiche Ernährung beispielhaft fed Maus 6. Diese Modelle lassen sich jedoch durch intrinsische Stoffwechselstörungen aus und sind nicht leicht zugänglich Manipulationen des Blutzuckersund / oder Lipid-Ebenen in einer kontrollierten und weniger chronische Einstellung. Um der Lage sein, zu ändern zirkulierenden Nährstoffgehalt in einem Zeitrahmen von Tagen in sonst normalen Tieren haben wir eine chronische Infusion Modell in normalen Ratten, die uns um die Auswirkungen von Lipiden und Glukose untersuchen, allein oder in Kombination ermöglicht entwickelt, auf die physiologischen Parameter und Funktion 7,8.

<table><tbody><tr><td>Kochsalzlösung 0,9 %</td><td>BD</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose 70 %,</td> <td>McKesson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intralipid 20 %,</td> <td>Fresenius Kabi</td><td>JB6023</td><td></td></tr><tr><td>Metricide (Glutaraldehyd 2,6 %)</td><td>Metrex</td><td>11-1401</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium 10.000 USP u/ml</td><td>PPC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Metacam</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glycopyrrolat</td><td>Sandoz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Abbott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlohexidin 2%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Alkohol 70%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Jod</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>CO-EX T22</td><td>Instech Solomon</td><td>BCOEX-T22</td><td></td></tr><tr><td>Steckverbinder 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>SC22/15</td><td></td></tr><tr><td>Drehgelenk 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>Y-Verbinder 22G</td><td>Instech Solomon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gegengewicht und Arm</td><td>Instech Solomon</td><td>CM375BP</td><td></td></tr><tr><td>23 G stumpfe Nadeln</td><td>Instech Solomon</td><td>LS23</td><td></td></tr><tr><td>23 G Kanülierstifte</td><td>Instech Solomon</td><td>SP23/12</td><td></td></tr><tr><td>Tethers (12 Zoll)</td><td>Lomir</td><td>RT12D</td><td></td></tr><tr><td>Infusionsmäntel </td><td>Lomir</td><td>RJ01, RJ02, RJ03, RJ04</td><td></td></tr><tr><td>(SM-XL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tether Befestigungsstück</td><td>Lomir</td><td>RS T1</td><td></td></tr><tr><td>60 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr></tbody></table>

ein modell der chronischen nährstoff infusion in der ratte

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Die chronische Exposition gegenüber übermäßiger Mengen an Nährstoffen wird postuliert, dass die Funktion mehrerer Organe und Gewebe zu beeinträchtigen und den für die Entwicklung der vielen Komplikationen, die mit Adipositas und des metabolischen Syndroms, einschließlich Diabetes Typ 2 beitragen. Um die Mechanismen, durch die hohe Konzentrationen von Glukose und Fettsäuren auf die Pankreas-beta-Zellen und die Sekretion von Insulin zu untersuchen, haben wir eine chronische Infusion von Nährstoffen in der Ratte etabliert. Das Verfahren besteht aus Katheterisierung der rechten Jugularvene und die linke Halsschlagader unter Vollnarkose, so dass eine 7-tägige Erholungsphase; Verbinden der Katheter an die Pumpen mit einer Lenk-und Gegengewicht, das den Tieren erlaubt, sich frei in den Käfig und Infusion Glukose und / oder Intralipid (a Sojaöl-Emulsion, die eine Mischung von etwa 80% unsaturated/20% gesättigte Fettsäuren erzeugt, wenn mit Heparin infundiert) für 72 Stunden. Dieses Modell bietet mehrere advantages, einschließlich der Möglichkeit, fein modulieren die Zielwerte der zirkulierenden Glukose und Fettsäuren; die Möglichkeit, zusammen mit diesen infundiert pharmakologischen Verbindungen und der relativ kurzen Zeitrahmen, um diätetische Modelle gegenüber. Es kann verwendet werden, um die Mechanismen der Nährstoff Dysfunktion bei verschiedenen Organe zu untersuchen und um die Wirksamkeit von Wirkstoffen in diesem Zusammenhang zu testen.

Aus einer Serie von 42 Ratten, die operiert wurden 5 Ratten während der postoperativen Phase verloren und 1 Ratte wurde während der Infusion verloren, was einer Erfolgsquote von 86%. Das durchschnittliche Körpergewicht der 37 Ratten, die schließlich infundiert wurden war 608 ± 5 g vor der Operation und 588 ± 6 g zu Beginn der Infusion (Mittelwert ± SE, n = 37, p &lt;0,0001 durch gepaarte t-Test). . Folgende repräsentative Ergebnisse wurden in 2 Gruppen Infusion erhalten: Saline (SAL) und Glucose + Intralipid (GLU + IL) ...

Ein Protokoll für chronische Infusion von Glukose und Intralipid in Ratten beschrieben. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Auswirkungen der Nährstoff Überschuß auf Organfunktion und physiologischen Parametern zu untersuchen.

Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Vena jugularis und die Arteria carotis von Ratten zu katheterisieren, um Glukose und Lipide zu infundieren und damit ein Modell für chronischen Nährstoffüberschuss zu schaffen. Dies wird erreicht, indem zunächst unter Vollnarkose die Vena jugularis und die Arteria carotis katheterisiert werden. Nach dem Eingriff erhält die Ratte sechs Tage zur Erholung.Dann werden die Katheter über eine Leitung und ein Drehstück, die an der Käfigoberseite befestigt sind, mit Infusionspumpen verbunden. Schließlich wird die Ratte mit Glukose- und Lipidlösungen infundiert. Letztendlich können Ergebnisse erhalten werden, die die Auswirkungen eines chronischen Nährstoffüberschusses auf die Glukosehomöostase zeigen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber anderen Modellen, beispielsweise genetischen Modellen, besteht darin, dass man die frühen Veränderungen der Betazellfunktion als Reaktion auf einen Nährstoffüberschuss untersuchen kann. Ein weiterer Vorteil ist die Möglichkeit, die Konzentrationen von Glukose und Intralipid beziehungsweise Lipiden im Blutkreislauf gezielt zu modulieren. Derzeit verwenden wir diese Technik, um Veränderungen der Betazellfunktion zu untersuchen, sie kann jedoch selbstverständlich auch zur Untersuchung weiterer physiologischer Parameter wie beispielsweise der Insulinresistenz eingesetzt werden.Beispielsweise wird Grace Ferguson, eine Tiergesundheitstechnikerin in meinem Labor, das Verfahren demonstrieren. Vor Beginn müssen alle chirurgischen Instrumente mindestens 16 bis 24 Stunden vor dem Eingriff im Autoklaven sterilisiert werden. Das Kanülierungsrohr wird zur Sterilisation in 2,6 % Glutaraldehyd gelegt. Verwenden Sie vier Ratten pro Infusionsbedingung, wiegen Sie jede Ratte und berechnen Sie anschließend die Dosierungen für die Analgetika- und Anticholinergika-Medikamente.Nach der Anästhesie der Ratte mit zwei bis 3 % Isofluran und Sauerstoff die Sedierungstiefe durch Zehenquetschung überprüfen und die Ratte in Bauchlage bringen. Den Bereich hinter den Ohren bis zum Schulteransatz rasieren, dann das Tier auf den Rücken drehen und den Bereich unterhalb des Halses bis zu den Vorderpfoten rasieren.Desinfizieren Sie die Operationsstelle anschließend dreimal mit Chlorhexidin-Alkohol und Jod und verabreichen Sie Carprofen und Glycopyrrolat. Überführen Sie die Ratte in den Operationsbereich und arbeiten Sie dann unter aseptischen Bedingungen. Kanülieren Sie die rechte Vena jugularis und die linke Arteria carotis mithilfe einer PE-50-Kanüle, die an eine Ein-Milliliter-Spritze angeschlossen ist, die mit fünf Einheiten heparinisiertem Salin gefüllt ist. Um eine Gerinnung während der Erholungsphase zu vermeiden, spülen Sie die Kanülen mit 50 Einheiten heparinisiertem Salin über eine stumpfe 23-Gauge-Nadel aus und verschließen Sie jede Kanüle nach der Operation mit einer weiteren 23-Gauge-Nadel. Schneiden Sie anschließend etwa 2,5 Millimeter von der Unterseite der Schneidezähne ab und platzieren Sie die Ratte in eine Infusionsjacke, um zu verhindern, dass die Kanülen angefressen werden.Um die Evakuierung des ISO-Fluors zu unterstützen, verabreichen Sie Sauerstoff mit einem Liter pro Minute. Stellen Sie die Ratte in einen beheizten Käfig, bis sie vollständig wach ist. Am ersten und zweiten Tag nach der Operation.Wiegen Sie die Ratten, verabreichen Sie Glycopyrrolat subkutan zweimal am ersten Tag und einmal am zweiten Tag und führen Sie zusätzliche Behandlungen bei Bedarf gemäß dem Textprotokoll am siebten Tag nach der Operation durch. Nachdem jede Ratte gewogen wurde, um die Flussraten für die Infusion zu berechnen, verbinden Sie die Kanüle der Vena jugularis über eine Schlauchverlängerung innerhalb der Feder mit dem blauen Swivel. Spülen Sie die Kanülen mit fünf Einheiten heparinisiertem Kochsalzlösung aus und verbinden Sie sie mit dem Tether.Verbinden Sie dann die Ratte mithilfe des Tethers und des Drehverbinders mit dem Infusionssystem. Spülen Sie die Kanülen nun erneut mit fünf Einheiten heparinisiertem Kochsalzlösung durch, um eine Gerinnung zu verhindern. Lassen Sie die Ratten mindestens 24 Stunden lang an den Tether und den Drehverbinder gewöhnen, bevor Sie die Infusion beginnen, um die Infusion durchführen zu können.Entnehmen Sie zunächst 0,15 Milliliter Blut aus der A. carotis jedes Rattentieres und messen Sie die Glykämie. Spülen Sie die Jugularkatheter aus und verwenden Sie 50 Einheiten heparinisiertes Kochsalzlösung, um eine Verklumpung beider Katheter zu verhindern. Überführen Sie die Blutprobe in ein Sammelröhrchen mit 0,5 Milliliter Volumen, das 2 % EDTA enthält, zentrifugieren Sie zwei Minuten bei 10.000 RBM und frieren Sie das Plasma bei minus 20 Grad Celsius ein.Füllen Sie zwei 60-Milliliter-Spritzen für jede der hier aufgeführten Infusionsbedingungen. Verwenden Sie Y-Verbinder und sterilisierte Coex-T-22-Schläuche, um jedes Lösungspaar zu verbinden. Anschließend setzen Sie die Spritzen auf eine Harbor-33-Spritzenpumpe, wobei Spritze eins in der vorderen Position und Spritze zwei in der hinteren Position der Pumpe platziert wird.Danach den Käfigboden wechseln und das gesamte Futter vom Käfiggitter entfernen, bevor Sie es durch 150 Gramm Standardfutter ersetzen. Anschließend die Spritzen mit dem Swivel am Käfiggitter verbinden und die Spritzen ordnungsgemäß spülen. Um eingeschlossene Luft aus den Leitungen zu entfernen, berechnen Sie anhand des zuletzt bestimmten Körpergewichts die Infusionsflussraten mithilfe einer Excel-Datei, die die Glukoseinfusionsrate oder GIR in Milliliter pro Stunde umrechnet, basierend auf vorab festgelegten Glukosespiegeln, die während des gesamten Experiments aufrechterhalten werden sollen.Stellen Sie die Pumpe so ein, dass sie gemäß den Herstellereinstellungen Flussraten für 60 Spritzen verabreicht, und geben Sie die Rate für Spritze eins und Spritze zwei ein. Starten Sie dann die Pumpe. Überprüfen Sie nach dem Start der Pumpe, ob keine Flüssigkeit aus dem Swivel oder den Kanülen austritt und ob die Infusionsleitung verdreht ist.Überprüfen Sie außerdem, dass sich keine Luftblasen in der Schlauchleitung befinden. Nehmen Sie nach drei Stunden Infusion eine kleine Blutprobe und verwenden Sie einen tragbaren Glukosemonitor, um die Glykämie zu bestimmen. Geringe Probenvolumina verhindern eine Veränderung des Blutvolumens und des Hämatokrits.Entnehmen Sie zusätzliche Blutproben gemäß diesem Zeitplan. Basierend auf den gemessenen Glykämiewerten passen Sie die Geschwindigkeit der ersten Spritze an, um die Blutglukosekonzentration bei 220 bis 250 Milligramm pro Deziliter zu halten. Die Geschwindigkeit der zweiten Spritze bleibt konstant, um die freien Fettsäuren bei einem Millimol pro Liter zu halten.Nach 24 Stunden Infusion wechseln Sie den Käfigboden und wiegen das verbliebene Futter im Käfiggitter. Geben Sie den UNE-Anteil zurück in den Käfig, setzen Sie das Gitter auf und füllen Sie die Spritzen nach Bedarf während der 72 Stunden erneut auf. Beobachten Sie die Ratte auf Anzeichen von Entzündungen oder Beschwerden und verabreichen Sie nach Bedarf geeignete Behandlungen.Am Ende der Infusion können die Ratten hyperglykämischen oder euglykämischen hyperinsulinämischen Clamp-Studien unterzogen und anschließend euthanasiert werden, um die Bauchspeicheldrüse zur Histologie oder zur Inselzellenisolierung zu entnehmen. Diese Abbildung zeigt die Konzentrationen von Blut, Glukose und Fettsäuren während des 72-stündigen Infusionszeitraums. Wie hier beabsichtigt dargestellt, werden die Glukosespiegel während der gesamten Infusion konstant bei etwa 220 bis 250 Milligramm pro Deziliter gehalten.Nagetiere besitzen eine starke Fähigkeit, die Glukoseinfusion durch eine erhöhte endogene Insulinsekretion auszugleichen. Daher muss die GIR im Verlauf der Infusion erhöht werden, um die Blutglukosespiegel auf einem relativ konstanten Niveau zu halten. Dennoch neigen die Blutglukosespiegel gegen Ende der Infusion dazu, abzufallen.Außerdem verringern die Tiere, die Glukose und Intralipid infundiert erhalten, aufgrund der Gewichtsmessungen des Futters spontan ihre Nahrungsaufnahme, da sie kalorische Nährstoffe erhalten. Im Gegensatz zu den mit Kochsalzlösung infundierten Kontrollratten kann diese Technik, einmal beherrscht, bei richtiger Durchführung pro Ratte in 30 bis 40 Minuten durchgeführt werden. Nach diesem Verfahren führen wir üblicherweise hyperglykämische oder euglykämische hyperinsulinämische Klammern durch, um jeweils die Insulinsekretion oder die Insulinempfindlichkeit zu messen.

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