Name: Automatisierte Messung von Lungenemphysem und Klein Airway Remodeling im Zigarettenrauch ausgesetzten Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 37 s
Description: Erfahren Sie automatisierte Methoden zur Quantifizierung von Lungenemphysem und Airway Remodeling bei zigarettenrauch-exponierten Mäusen. Dieses Protokoll verbessert die Reproduzierbarkeit und Genauigkeit in der COPD-Forschung.

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Wir möchten Francesca Polverino MD, wissenschaftlicher Mitarbeiter am Brigham and Women s Hospital für ihren Beitrag zu diesem Artikel danken und auch Monica Yao, BS, und Kate Rydell, BS für die Unterstützung bei murinen Haltung und Aussetzen der Mäuse gegenüber Zigarettenrauch. Diese Arbeit wurde vom Public Health Service, National Heart, Lung, and Blood Institute Grants HL111835, HL105339, HL114501, Flugbegleiter Medical Research Institute Grant # CIA123046, der Brigham und Krankenhaus-Lovelace Respiratory Research Institute Consortium Frauen und der Cambridge NIHR Biomedical unterstützt Forschungszentrum.

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Wir haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Die meisten Forscher verwenden Mäuse, um die wichtigsten chronischen Lungenpathologien und die abnormale Lungenphysiologie bei COPD (Luftraumvergrößerung, SAR und Zunahme der Lungencompliance) bei der menschlichen Krankheit zu modellieren. Ein umfassender Ansatz zur Bewertung der Wirkung von Molekülen von Interesse sowohl auf die Emphysementwicklung als auch auf die SAR bei Mäusen ist erforderlich, um die Aktivitäten von Molekülen, die an diesen chronischen Krankheitsprozessen beteiligt sind, umfassend zu bewerten. ...

Die Verwendung von Tiermodellen zu untersuchen COPD ist schwierig, weil kein Modell perfekt zu allen Funktionen des menschlichen Krankheit (2) zu replizieren. Die meisten Forscher verwenden Mäuse COPD aufgrund der Ähnlichkeiten zwischen Mäusen und Menschen in ihrem Lungen Physiologie, Pathologie, Genetik und Metaboliten zu modellieren. Auch sind Mäuse relativ kostengünstig zu studieren, und beide Emphysem und kleinen Umbau der Atemwege entwickeln sich innerhalb von 6 Monaten nach CS Exposition (5,7-9). Zigarettenrauch induzierten COPD: Verschiedene Methoden können COPD in Mäusen zu induzieren. Die meisten Forscher entlarven Mäuse CS, die die Haupt ätiologischer Faktor für die menschliche COPD ist. CS Exposition für 6 Monate bewirkt, dass die Entwicklung von Emphysem und der kleinen Atem Remodellierung (SAR) in Mäusen, aber die Schwere der Krankheit, die induziert wird, variiert in Abhängigkeit von dem murinen Stamm untersucht. Zum Beispiel sind NZWLacZ Mäuse resistent gegen die Entwicklung von CS-induzierte Emphysem wohin AKR / J-Mäuse sind extremely empfindlich (10). Die meisten Forscher studieren C57BL / 6-Mäuse-Stamm in der CS-Expositionsmodell so viele Gen-Targeting-Mäuse sind in dieser Sorte zur Verfügung. Nach 6 Monaten der CS Exposition, Emphysem und der kleinen Atemwege Fibrose in Wildtyp zu entwickeln (WT) C57BL / 6 Mäusen, und beide Läsionen sind in der Schwere (5,10) relativ mild. Die Forscher nutzen zwei Arten von CS Exposition: Nase nur und Ganzkörperaufnahmen. Die Hauptnachteile der Nase nur Aufnahmetechnik sind, dass: 1) es ist ein arbeitsintensiver Verfahren ist; und 2) Mäuse müssen in kleine Kammern, die eine Stress-Reaktion und Hyperthermie in der Tiere (11) veranlassen können zurückgehalten werden. Der größte Nachteil der Ganzkörperexposition (hier beschrieben) ist, dass die Tiere sich nehmen (wie auch inhalieren) Nikotin und Teer-Produkte, wenn sie ihr Fell zu reinigen. Mäuse von Ganzkörper-CS ausgesetzt haben auch eine geringere Carboxyhämoglobin und ein geringeres Körpergewichtsverlust, wenn sie mit Tier Nasen nur CS (12) ausgesetzt ist, verglichen. Lungenfunktionsprüfung (PFT): Maßnahmen der Lungencompliance und Elastance sind in der Regel ähnlich in C57BL / 6-Wildtyp (WT) Mäusen aufgrund der relativ milden Emphysem, dass, wenn dieses entwickelt, um Luft oder CS für 6 Monate ausgesetzt Stamm auf CS (10) ausgesetzt ist. Wenn jedoch emphysematous Zerstörung schwerere, Erhöhung der Lungencompliance und Linksverschiebungen in der Druck-Volumen (PV) zu fließen, Schleifen detektiert werden kann. Letzteres kann beobachtet werden, beispielsweise in Mausstämme, die anfällig für die Auswirkungen von CS (10) sind, in CS-belichteten C57BL / 6-Stamm Gen-Targeting-Mäusen, die eine schwerere Emphysem Typ als C57BL / 6-Mäuse haben WT (13) oder in CS-exponierten Mäusen gegenüber Umweltveränderungen, die sie anfällig für die Auswirkungen von CS (14) zu machen unterzogen. Dieses Protokoll verwendet einen kleinen Tierbeatmungsgerät Rabatte der elastischen Rückstoß der Lunge (Anstieg der quasistatischen Lungencompliance [Cst] und Ermäßigungen in Gewebe zu messenElastanz [H]), PV Strömungsschleifen, und Veränderungen in den Atemwegen und Gewebefestigkeit bei anästhesierten Mäusen (15,16). Maßnahmen von Lungenemphysem: Analyse von Emphysem Entwicklung CS-exponierten C56BL / 6-Mäuse-Stamm ist eine Herausforderung, da ihre Verteilung ist räumlich heterogen. Mehrere verschiedene Methoden zu quantifizieren Luftraumvergrößerung bei Mäusen. Das erste Verfahren verwendet wurde, war die mittlere Linearabschnitt (L m) (17). Ist die L m Verfahren jedoch eine langsame, manuelle Prozess, der die Heterogenität der Erkrankung (es sei denn, alle Abschnitte der Lunge zufällig abgetastet) und seine Verwendung kann daher Beobachter Bias einführen in die Analyse nicht erfassen können. Die Zerstörungsindex [DI, (18)] quantifiziert auch Luftraum Erweiterung mit einem transparenten Blatt mit 50 gleichmäßig verteilten Punkten über einer gedruckten digitalisierten Bild einer Hämatoxylin und Eosin-gefärbte Lungenabschnitt platziert. Die PI-Verfahren erzielt das Gebiet um jeden Punkt acCording in dem Maße, in dem die Alveolargänge und Alveolarwände in diesem Bereich werden zerstört. Der Hauptnachteil des DI-Methode ist, dass es zeitaufwendig und genauer als andere Verfahren (19,20). Dieses Protokoll Maßnahmen bedeuten alveolären Sehnenlänge und Alveolarbereich auf Paraffin eingebettete Lungenschnitten mit Gills Fleck befleckt. Morphometrie Software wandelt Bilder von Lungenschnitten auf binäre Bilder (in dem Gewebe ist weiß und Luftraum ist schwarz), und dann überlagert ein einheitliches Raster aus horizontalen und vertikalen Linien (Akkorde) und die Software quantifiziert dann die Länge der einzelnen Saite in Gebieten identifiziert Software als Luftraum. Mit dieser Methode ist es möglich, die Größe der Alveolen in allen Teilen der Lunge in einer standardisierten und relativ automatisierte Weise (21) zu messen. Kleine Umbau der Atemwege (SAR): Die erhöhte Ablagerung von ECM-Proteinen (insbesondere interstitial Kollagene) um kleinen Atemwege erfolgt im CS-exponierten Tieren und trägt zu einer Behinderung des Luftstroms. Forscher nicht SAR im Tiermodell der COPD so oft wie Emphysem Entwicklung (22) zu studieren. SAR in CS-exponierten Mäusen quantifizieren, verwendet dieses Protokoll, Bildanalyse-Software, um die Dicke der Schicht aus ECM-Proteinen, die in der Umgebung der kleinen Atemwege (Atemwege mit einem mittleren Durchmesser zwischen 300 und 899 m) in Paraffin eingebetteten Lungenschnitten aufgebracht wird gemessen mit Masson-Trichrom-Färbung gefärbt.

<table><tbody><tr><td>Ganzkörper-Rauchexpositionsgerät</td><td>Teague Enterprise</td><td>TE-10z</td><td>Chronische Rauchexposition zur Induktion chronischer Lungenerkrankungen bei Mäusen</td></tr><tr><td>Forschung Zigarette</td><td>University of Kentucky</td><td>3R4F Referenzzigaretten</td><td></td></tr><tr><td>Pallflex&reg; Luftüberwachungsfilter, Emfab Filters TX40HI20WW, 25 mm</td><td>Pall Corporation</td><td>7219</td><td>Zur Messung von TPMs</td></tr><tr><td>25 mm Filterhalter</td><td>Pall Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtersammler</td><td>Intermatic</td><td>Metal T100</td><td></td></tr><tr><td>Gaszähler</td><td>AEM</td><td>Gaszähler G1.6; G2.5; G4</td><td></td></tr><tr><td>Trachealkanüle für Maus 18 gauge</td><td>Labinvention</td><td></td><td>Analyse der Lungenfunktion</td></tr><tr><td>Mechanisches Beatmungsgerät</td><td>Scireq</td><td>FlexiVent</td><td></td></tr><tr><td>Gill's Hämatoxylin-Lösung&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>GSH316</td><td>Für die Kiemenfärbung, Arbeiten unter einem Abzug</td></tr><tr><td>Hämatoxylin-Lösung, Harris modifiziert</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HHS16</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal-60</td><td>Thermo Scientific</td><td>8310-16</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Slide-Field-Finder</td><td>Andwin Scientific INC</td><td>50-949-582</td><td>Für die Analyse von Emphysem</td></tr><tr><td>Scion Image Program</td><td>Scion Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mason's Trichrome Färbung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT15</td><td>Für die Analyse der Fibrose der kleinen Atemwege</td></tr><tr><td>MetaMorp Offline Version 7.0</td><td>Molecullar Devices LLC</td><td>31032</td><td></td></tr></tbody></table>

automatisierte messung von lungenemphysem und klein airway remodeling im zigarettenrauch ausgesetzten mäuse

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD wird voraussichtlich bis 2020 die dritthäufigste Todesursache weltweit sein(1). Tiermodelle der COPD werden verwendet, um Moleküle zu identifizieren, die zum Krankheitsprozess beitragen, und um die Wirksamkeit neuartiger Therapien für COPD zu testen. Die Forscher verwenden eine Reihe von COPD-Modellen mit verschiedenen Spezies, darunter Nagetiere, Meerschweinchen, Kaninchen und Hunde(2). Das am weitesten verbreitete Modell ist jedoch dasjenige, bei dem Mäuse Zigarettenrauch ausgesetzt sind. Mäuse sind eine besonders nützliche Spezies für die Modellierung von COPD, da ihr Genom leicht manipuliert werden kann, um Tiere zu erzeugen, die entweder einen Mangel an einzelnen Proteinen aufweisen oder diese überexprimieren. Studien an Mäusen, die Zigarettenrauch ausgesetzt waren, haben wertvolle Informationen über die Beiträge einzelner Moleküle zu verschiedenen Lungenpathologien bei COPD geliefert(3-5). Die meisten Studien konzentrierten sich auf Signalwege, die an der Entwicklung eines Emphysems beteiligt sind und zu der für COPD charakteristischen Obstruktion des Luftstroms beitragen. Die Fibrose der kleinen Atemwege trägt jedoch auch erheblich zur Obstruktion des Luftstroms bei COPD-Patienten beim Menschen bei(6), aber über die Pathogenese dieser Läsion bei rauchexponierten Tieren ist viel weniger bekannt. Um diese Wissenslücke zu schließen, quantifiziert dieses Protokoll sowohl die Emphysementwicklung als auch die Fibrose der kleinen Atemwege bei rauchexponierten Mäusen. Dieses Protokoll setzt Mäuse mit einer Ganzkörper-Expositionstechnik CS aus, misst dann die Atemmechanik bei den Mäusen, bläst die Lungen der Mäuse auf einen Standarddruck auf und fixiert die Lungen in Formalin. Der Forscher färbt die Lungenabschnitte dann entweder mit der Gill-Färbung, um die mittlere Länge der Alveolarsehne zu messen (als Ablesung des Schweregrads des Emphysems), oder mit der Masson-Trichrom-Färbung, um die Ablagerung von Proteinen der extrazellulären Matrix (ECM) um kleine Atemwege herum zu messen (als Ablesung der Fibrose der kleinen Atemwege). Studien über die Auswirkungen molekularer Signalwege auf diese beiden Lungenpathologien werden zu einem besseren Verständnis der Pathogenese von COPD führen.

Dieses Protokoll beginnt mit Ganzkörper-Exposition von Mäusen für CS. Angemessene Aufsicht und Wartung des Gerätes und die Überwachung der TPM zählt eine konsistente Rauch Exposition (Abbildung 1). Es ist wichtig, dass der Forscher übt die Lunge Inflation Technik unter Verwendung der Aufblasvorrichtung Dieses Protokoll beginnt mit Ganzkörper-Exposition von Mäusen für CS. Angemessene Aufsicht und Wartung des Gerätes und die Überwachung der TPM zählt eine konsistente Rauch Exp...

Das Ziel dieses Protokolls ist es, automatisierte Methoden zur Quantifizierung chronischer Lungenpathologien in einem Mausmodell der COPD bereitzustellen. Das Protokoll umfasst die Exposition von Mäusen gegenüber Zigarettenrauch (CS), die Messung der Lungenfunktion, das Aufblasen der Lunge und die Verwendung morphometrischer Methoden zur Messung von Emphysem und Umbau kleiner Atemwege bei Mäusen.

Automatisierte Messung von Lungenemphysem und Klein Airway Remodeling im Zigarettenrauch ausgesetzten Mäuse

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Ziel dieses Verfahrens ist es, COPD, wie chronische Lungenerkrankungen in der Lunge von Mäusen, die Zigarettenrauch ausgesetzt sind, zu quantifizieren. Dazu werden die Mäuse zunächst sechs Monate lang Zigarettenrauch oder Luft ausgesetzt. Als nächstes wird die Lungenfunktionsprüfung an den Mäusen mit einem Nagetierbeatmungsgerät durchgeführt.Dann wird die Lunge auf einen festen Druck aufgeblasen, entfernt und in 10%igem Formalin fixiert. Schließlich wird mehr Informationssoftware verwendet, um die Luftraumgröße an kiemengefärbten Lungenabschnitten und der extrazellulären Matrix der kleinen Atemwege, der Dicke der Proteinschicht oder von Masons Trichomen gefärbten Lungenabschnitten zu messen. Letztendlich wird die Messung der Luftraumvergrößerung in der Lunge von Mäusen, die dem Zigarettenrauch ausgesetzt waren, auf standardisierte, unvoreingenommene und automatisierte Weise durchgeführt.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie z. B. der Messung des mittleren linearen Abfangs oder des destruktiven Index, besteht darin, dass dieses Protokoll weniger zeitaufwändig durchzuführen ist, weniger anfällig für Beobachterverzerrungen ist und die heterogene Natur der Pathologie bei Mäusen effektiver erfasst, da es die Krankheit in ganzen LOBs und/oder beiden Lungen analysieren kann. Nachdem Sie die Mäuse Zigarettenrauch ausgesetzt und sie gemäß dem Textprotokoll betäubt haben, rasieren Sie die Haut vor der Luftröhre und verwenden Sie eine Lösung auf Jodbasis, gefolgt von Ethanol, um den Bereich mit einer Schere zu desinfizieren. Machen Sie einen Schnitt in der Mittellinie durch die Haut und das Unterhautgewebe vor der Luftröhre und verwenden Sie eine Pinzette, um die Sterno-Schilddrüsenmuskulatur zu trennen.Um die Luftröhre freizulegen, führen Sie eine zwei Zoll lange Seidennaht hinter der Luftröhre durch und induzieren Sie eine Trachealschere, um eine Tracheotomie an der vorderen Seite der Luftröhre durchzuführen. Führen Sie dann eine 18-Gauge-Kanüle in die Tracheotomie ein. Induzieren Sie die Naht, um sie über die Trachealkanüle an Ort und Stelle zu halten.Verbinden Sie die Maus mit dem Y-Schlauch des Adapters des Beatmungsgeräts und initiieren Sie die mechanische Beatmung mit einem Atemzugvolumen von 10 Millilitern pro Kilogramm und einer Atemfrequenz von 150 Atemzügen pro Minute. Als nächstes blasen Sie die Lunge auf eine Gesamtlungenkapazität oder TLC von dreimal pro Volumenverlauf auf. Um die inspiratorische Kapazität oder ic zu messen und die Ektase der Lunge zu reduzieren, führen Sie eine einfrequente erzwungene Oszillation durch, manövrieren und beurteilen Sie den dynamischen Widerstand, RRS, Elastin ERS und Compliance CRS des Atmungssystems.Führen Sie dann eine Breitbandfrequenz, eine erzwungene Oszillation durch, manövrieren Sie und messen Sie den zentralen Atemwegswiderstand, den RN-Gewebewiderstand, das G-Gewebe, das Elastin H und das Verhältnis G über H. Zeichnen Sie schließlich die quasi-statische Nachgiebigkeit CST während der Volumendruckströmungsmanöver auf. Wiederholen Sie jedes dieser Manöver fünfmal, bis konsistente Messwerte erzielt werden. Aufblasen auf TL C3 mal zwischen jedem wiederholten Satz.Notieren Sie den Mittelwert für jeden Parameter für jede Maus. Nehmen Sie die Maus aus dem Beatmungsgerät und nachdem Sie sie gemäß dem Textprotokoll eingeschläfert haben. Schneiden Sie das Zwerchfell durch, öffnen Sie den Thorax in der Mittellinie und entfernen Sie die vorderen Rippen, um die Lunge freizulegen.Präparieren Sie die Haut und das Unterhautgewebe um die Luftröhre herum und führen Sie zwei zwei Zoll lange Seidennähte hinter der Luftröhre durch. Sobald die Lungeninflation durch eine bronchoalveoläre Lavage quantifiziert wurde und die Luft aus dem Verabreichungsset für die Lungeninflation gespült wurde, verbinden Sie das intravenöse Verabreichungsset mit der Trachealkanüle. Öffnen Sie das Ventil und lassen Sie PBS durch die Schwerkraft in die Lunge fließen, bis sich die Lunge vollständig aufgebläht hat.Machen Sie einen Knoten mit der Naht distal der Trachealkanüle. Heben Sie die Luftröhre mit einer Pinzette an und schneiden Sie sie proximal zum Knoten. Anschließend wird das Bindegewebe hinter der Luftröhre und der Lunge präpariert.Entfernen Sie vorsichtig die Lungen und legen Sie sie in ein Röhrchen mit 10% Kochsalzlösung. Gepufferte Formel in. Fixieren Sie die Lunge über Nacht bei Raumtemperatur, bevor Sie sie zweimal mit PBS waschen.Betten Sie die Lunge in Paraffin ein und schneiden Sie fünf Mikrospuren dicke Abschnitte. Verwenden Sie dann Kiemenfleck, um die Abschnitte zu färben, und stellen Sie sie wie im Textprotokoll beschrieben dar. Um Bilder für die Scion-Bildanalyse vorzubereiten, starten Sie das Scion-Bild und laden Sie die Makros, wie im ergänzenden Teil des Textprotokolls angegeben, wählen Sie das offene Hellfeldbild ein Makro aus, um eine TIFF-Datei auszuwählen, und öffnen Sie sie.Verwenden Sie Bildbearbeitungswerkzeuge, um das Bild vorzubereiten. Wählen Sie für die Analyse die Pinselfarbe aus, indem Sie am unteren Rand des LUT-Fensters auf Schwarz oder Weiß klicken. Klicken Sie dann auf das Pinselwerkzeug, um die Pinselgröße zu ändern.Doppelklicken Sie auf das Pinselwerkzeug und geben Sie eine entsprechende Pinselgröße ein. Verwenden Sie das Pinselwerkzeug, um Bereiche, die keine Lufträume oder Alveolarwände sind, als Luftraum oder Gewebe zu behandeln, indem Sie Bronchien und Gefäße schwarz malen, damit sie als Gewebe analysiert werden. Um die mittlere Kabellänge des Luftraums zu messen, wählen Sie die Makrokabellänge air two aus.In diesem Schritt wird das Graustufenbild in ein Binärbild konvertiert, das nur einen Schwellenwert für schwarze oder weiße Pixel aufweist. Das Binärbild, indem Sie in die Nähe der Bildmitte klicken und die Maus nach oben oder unten ziehen. Um den Schwellenwert anzupassen, klicken Sie ein zweites Mal mit der Maus, um den Wert zu übernehmen.Passen Sie den Schwellenwert an, um die Dicke der Alveolarwände auf die gleiche Dicke wie in den Originalbildern zu bringen. Es ist entscheidend, den Schwellenwert nicht zu unterschreiten und dadurch Brüche in den Alveolarwänden zu erzeugen, die im Originalbild nicht vorhanden sind, was zu künstlich hohen Stranglängenwerten führt. Beobachten Sie ein Fenster, in dem Sie aufgefordert werden, den Schwellenwert des Binärbilds erneut festzulegen, und setzen Sie das Makro bis zum Schwellenwert fort oder brechen Sie es ab.Beantworten Sie erneut die Eingabeaufforderung mit dem Grund und wählen Sie die Schaltfläche OK aus. Beobachten Sie das durch Makros generierte horizontale und vertikale Rasterfenster mit Linien im Abstand von fünf Pixeln. Das Programm misst die Länge der horizontalen vertikalen Linien, die den Luftraum überlappen.Speichern Sie die Datei in einem beliebigen Ordner unter dem Standardnamen. Dazu gehört ein Dateiformat, an das C LA TXT für die Länge des Luftraumkabels angehängt wird. Auf diese Weise können Excel-Berichtsmakros die Datei finden.Um die Berichte zu analysieren, öffnen Sie den X Excel-Bericht TWENTYX XLS. Wählen Sie das Multi-Makro CL m, um Messungen der Alveolarschnurlänge für mehrere Ordner zu melden, die Bildern von mehreren Mäusen aus dem Dateifenster entsprechen. Wählen Sie jeweils einen Ordner aus, indem Sie den Ordner markieren und dann OK auswählen.Beachten Sie bei der Auswahl jedes Ordners das entsprechende Arbeitsblatt, in dem Statistiken für jede CL-txt-Datei angezeigt werden. Gefolgt von Statistiken für Kabellängendaten, die aus allen Dateien kombiniert wurden, öffnen Sie die Datei alle CL, um Daten aus allen Arbeitsblättern anzuzeigen. Benennen Sie abschließend die Tabelle um und speichern Sie sie.Der Standarddateiname ist der Name des übergeordneten Ordners, an den c xls angehängt ist. Hier ist ein Ausschnitt aus einer gut aufgeblähten Lunge zu sehen. Die Makrophagen in den Alveolarräumen sind weiß und die Gefäße und Bronchien sind schwarz gefärbt.Als nächstes wird das Bild in ein binäres Bild konvertiert, das unter Verwendung des Originalbildes einem Schwellenwert unterzogen und dann so invertiert wird, dass alle Pixel im Alveolenraum schwarz sind und oder Pixel in den Bereichen der Lunge, die keine Alveolen sind, weiß sind. In diesen Abbildungen sind die vertikalen und horizontalen Alveolarstranglängen dargestellt, die das Software-Makro generiert. Dieses Experiment zeigt, dass C 57 schwarze sechs Wildtyp-Mäuse, die Rauch ausgesetzt waren, eine 23%ige Zunahme des alveolären Luftraums im Vergleich zu alters- und geschlechtsangepassten Wildtyp-Mäusen aufweisen, die der Luft ausgesetzt waren.Lungenfunktionstests zeigen geringfügige Linksverschiebungen in den Druckvolumenschleifen, die einen moderaten Verlust des elastischen Rückstoßes der Lunge widerspiegeln, was mit dem milden Emphysem übereinstimmt, das sich bei C 37 Black sechs Wildtyp-Mäusen entwickelt, die Zigarettenrauch ausgesetzt sind. Die hier gezeigten sechs Monate sind Bilder von Massen Tri Chrom gefärbten Lungenabschnitten von C 57 schwarz sechs Wildtyp-Mäusen, die sechs Monate lang Luft oder Zigarettenrauch ausgesetzt waren, was eine Zunahme der extrazellulären Matrix-Proteinablagerung um kleine Atemwege in der Zigarette zeigt, Rauch exponierte Tiere Während dieses Verfahrens versuchte. Es ist wichtig, daran zu denken, dass man sich die Lunge nicht einkerbt, wenn man sie nach der Entwicklung aus dem Brustkorb der Mäuse entfernt.Diese Technik ebnete den Weg für die Suche im Bereich der Lungenerkrankungen, um Signalwege zu erforschen, die zur Pathogenese der chronischen proobstruktiven Lungenerkrankungen bei Mäusen beitragen, und die Wirksamkeit neuartiger Therapien unserer COPD in einem präklinischen Modellsystem zu bewerten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Pulmonale Epithelzellen aus den Atemwegen von Mäusen isoliert und kultiviert bei Luft-Flüssigkeit-Grenzfläche als ein Modell der differenzierten respiratorischen Epithels. Ein Protokoll ist für die Isolierung, Kultivierung und Freilegen dieser Zellen zu Mainstream Zigarettenrauch beschrieben, um molekulare Antworten zu diesem Umweltgift zu studieren.

Isolierung von Maus respiratorischen Epithelzellen und der Exposition gegenüber Experimental Zigarettenrauch bei Air Liquid-Interface

Experimentelle Mausmodellen von allergischem Asthma bieten neue Möglichkeiten zur Untersuchung von Krankheitsentstehung und die Entwicklung neuer Therapeutika. Diese Modelle sind gut, um Mess-Faktoren, die die allergische Immunantwort, Entzündung der Atemwege, Lungen-und Pathophysiologie geeignet.

Mausmodell von Allergen-induzierte Asthma

Das vorliegende Protokoll bietet eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Beschreibung der Verfahren erforderlich, um Messungen der Atmungsorgane Mechanik sowie die Beurteilung der Atemwege Reaktionsfähigkeit auf inhalierte Methacholin bei Mäusen mit der erzwungenen Schwingung Technik (flexiVent auszuführen; SCIREQ Inc, Montreal, QC , Kanada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur einfachen und zuverlässigen Messung der Lungendruck-Volumen-Kurve bei Mäusen und zeigen, dass es ausreichend empfindlich ist, um phänotypische parenchymale Veränderungen bei zwei häufigen Lungenpathologien, Lungenfibrose und Emphysem, zu erkennen. Diese Metrik bietet ein Mittel, um die strukturellen Veränderungen der Lunge mit der Entwicklung der Pathologie zu quantifizieren.

Die Messung der Druck-Volumen-Kurve in der Mäuselunge

Diese Studie beschreibt die erfolgreiche Generierung von ein neues Tiermodell für die chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD), indem man immer wieder Mäuse, um hohe Konzentrationen von Ozon.

Generation von eine chronisch obstruktive Lungenerkrankung-Modell bei Mäusen durch wiederholte Ozonbelastung

Wir beschreiben eine nichtinvasive multimodale Bildgebung Ansatz basierend auf Mikro-CT und Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für längs-Beurteilung der Lunge Fibrose Mausmodell durch doppelte intratracheale Instillation von Bleomycin induziert.

Eine multimodale Bildgebung Ansatz basierend auf Mikro-CT und Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für längs-Bewertung der Bleomycin-induzierten Lungenfibrose bei Mäusen

Hier wird ein nützliches Protokoll zur Lungenfixierung vorgestellt, das einen stabilen Zustand für die histologische Auswertung von Lungenproben aus einem Mausmodell von Emphysem schafft. Der Hauptvorteil dieses Modells ist, dass es viele Lungen mit dem gleichen konstanten Druck ohne Lungenkollaps oder Deflation reparieren kann.

Lungenfixierung unter konstantem Druck zur Beurteilung von Emphysem bei Mäusen

Dieses Protokoll zeigt die Untersuchung der pathophysiologischen Wirkungen von Zigarettenrauch (CS) mit einem ganzheitigen Inhalationssystem (WBI) im eigenen Haus gebaut. Dieses System kann Tiere UNTER kontrollierten wiederholbaren Bedingungen CS aussetzen, um CS-vermittelte Wirkungen auf Lungenemphysem und Hämatopoese zu erforschen.

Zigarettenrauchexposition bei Mäusen mit einem Ganzkörper-Inhalationssystem

In dieser Arbeit beschreiben wir ein in vitro Modell zur Isolierung und Differenzierung von murinen Atemwegsepithelzellen, wobei der Schwerpunkt auf ihrer Akklimatisierung an chronischen Zigarettenrauchextrakt (CSE) liegt. Das Modell könnte verwendet werden, um die Multi-Omics-Auswirkungen von CSE umfassend zu charakterisieren, was möglicherweise Einblicke in die zellulären Reaktionen unter chronischer Rauchbelastung liefert.

In vitro Modell zur Untersuchung der Differenzierung und Veränderung von Multi-Omics an murinen Atemwegsepithelzellen, die mit Zigarettenrauchextrakt stimuliert wurden

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Verwendung von Mikrocomputertomographie (Mikro-CT) vor, um beatmete Regionen in einem unilateralen Bleomycin-induzierten Lungenfibrosemodell durch intratracheale Instillation auf der Läsionsseite zu quantifizieren.

Einseitige Lungenvolumenanalyse mittels Mikro-CT zur besseren Beurteilung der Lungenfibrose in präklinischen Modellen

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Modellierung der Lungenfibrose bei Mäusen mittels aerosolisiertem Bleomycin, das über die Luftröhre verabreicht wird. Diese optimierte Methode ermöglicht eine einheitliche, quantitative und präzise Verabreichung ohne chirurgischen Schnitt und erhöht so die Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit der durch Bleomycin induzierten Fibrose.

Eine verfeinerte, aerosolbasierte intratracheale Bleomycin-Verabreichungsmethode für reproduzierbare und minimalinvasive Mausmodelle der Lungenfibrose

Erfahren Sie automatisierte Methoden zur Quantifizierung von Lungenemphysem und Airway Remodeling bei zigarettenrauch-exponierten Mäusen. Dieses Protokoll verbessert die Reproduzierbarkeit und Genauigkeit in der COPD-Forschung.

Automatisierte Messung von Lungenemphysem und Klein Airway Remodeling im Zigarettenrauch ausgesetzten Mäuse

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