Name: Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 11 s
Description: Lernen Sie die Blutentnahme aus der lateralen Schwanzvene bei Ratten für tierethische Forschung. Diese Methode minimiert Stress, ermöglicht wiederholte Probenahme und liefert valide Biomarker für physiologische Studien.

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Wir danken Virginia Doherty und Junmei Yao für die technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde von NIMH (R01 MH084966) und der US Army Research Office und der Defense Advanced Research Projects Agency finanziert (gewähren W911NF-10-1-0059) bis KAG.

Alle Experimente wurden unter Verwendung von ausgewachsenen männlichen Long-Evans-Ratten durchgeführt. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den US National Institutes of Health (NIH) Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee des Massachusetts Institute of Technology und der Animal Care und Verwenden schreiben Amt zugelassener die USAMRMC. 1. Vorbereitung <ol><li> Heparinise der Katheter und der Spritze, indem das abgeschirmte Nadel in einer 500 ul Röhrchen mit Heparin (1000 USP-Einheiten / ml) und dann Ansaugen und Ausstoßen von Heparin-Lösung durch die Nadel. <ol><li> Bringen Sie einen Schmetterling Katheter an der Spritze. Halten Sie das Schild über der Nadel des Katheters, um die scharfe Spitze vor Beschädigungen zu schützen. </li><li> Zurückzuziehen ein Volumen von Heparin, der etwas größer als das Volumen des Blutes, das gesammelt werden soll. Trennen Sie die Spritze und füllen Sie es mit Luft. </li><li> Bringen Sie die Spritze mit dem Katheter und verwenden Sie dieLuft, um überschüssige Heparin-Lösung zu vertreiben; sicherzustellen, nur Spuren in der Rohrleitung, Nadel und Spritze bleiben. </li><li> Legen Sie die sterile Katheter, mit der Spritze noch angebracht, auf eine sterile Oberfläche. </li></ol></li><li> Sichern Sie schnell die Ratte in einem sauberen Tuch um sicherzustellen, dass Vorder- und Hinterpfoten sind in einer komfortablen Position und Atmung ist nicht beschränkt. <ol><li> Sichern Sie den Wrap mit Klettband; sicherzustellen, dass äußeren Genitalien sind nicht eingeschnürt. </li><li> Einen Assistenten sanft und fest zurückhalten die Ratte (Bauch und Rutenansatz) auf einer festen Arbeitsfläche mit der Schwanz hängen über den Rand des Zählers. </li></ol></li></ol> 2. Blutentnahme <ol><li> Tauchen Sie das Heck in 42 ° C Wasser für 40-50 Sek Blutgefäße erweitern und trocknen Sie den Schwanz mit einem Papiertuch. Suchen Sie die Schwanzvene entlüftet werden (drehen Sie den ganzen Körper mit dem Schwanz verdrehen den Schwanz zu verhindern). Hinweis: Eine ausreichende Erwärmung des Schwanzes ist entscheidend für die rasche collection einer Blutprobe. Wenn der Gefäß verengt ist, ist die richtige Plazierung des Katheters schwierig, und der Blutfluss in beträchtlichem Ausmaß verringert. Heizkissen kann als Alternative zum Eintauchen in Wasser verwendet werden. </li><li> Identifizieren Sie die Entnahmestelle. Anmerkung: Die Arterie liegt entlang der Mitte der dorsalen Seite des Schwanzes; verwenden Sie nicht diese für die Probenahme. <ol><li> Ziel entweder die linke und rechte Schwanzvenen, die lateral der Arterie liegen. Pigmentierung der Schwanz, der durch den Stamm variiert und mit dem Alter zunimmt, kann ein Teil des Gefäßsystems zu verdunkeln. Ziel einen Abschnitt der Vene in dem unteren Abschnitt des Schwanzes. </li><li> Wischen Sie den Zielbereich mit 2% Chlorhexidin antiseptischen Lösung. </li></ol></li><li> Erzeugen Unterdruck in der Spritze und dem Katheter durch Herausziehen des Kolbens von Null bis ungefähr 50 &amp; mgr; l. </li><li> Halten Sie den Schwanz sanft und fest in der Nähe der Spitze, um den Schwanz gerade ganzen Probensammlung zu halten. Stellen Sie sicher, dass der Blutfluss nicht durch eine zu enge Griff verschlossen.</li><li> Langsam setzen Sie den Katheter in die Vene in einem flachen Winkel von ungefähr 5 cm von der Schwanzspitze. Wenn die Vene eingedrungen ist, wird Blut in den Katheter fließt. Ziehen Sie langsam den Kolben der Spritze zu sammeln Sie die gewünschte Lautstärke mit einer konstanten Rate (~ 20 &amp; mgr; l pro Sekunde). <ol><li> Wenden Sie sich an Tierärzten für Informationen über die maximale Blutvolumen, die gesammelt werden können. Die maximale Blutmenge, die gesammelt werden soll, hängt von dem Gewicht und dem Gesundheitszustand der Ratte. Mehr als 15% der Gesamtblutvolumen in einem Zeitraum von 14 Tagen widerrufen Sie nicht. Hinweis: Das Blut ist viel schwieriger, von Tieren, die akut in den Minuten vor der Proben weil Stresshormone verengen die Gefäße betont wurden zu sammeln. Zum Beispiel bewegt Heimkäfig der Ratte auf ein neues Zimmer, wobei einige Minuten, um das Tier, oder wiederholte Einführen des Katheters in eine Vene wickeln werden wahrscheinlich eine akute Stressreaktion auslösen. </li><li> Erleichtern blood Fluss durch &quot;Melken&quot; der Vene. Führen einen Finger entlang der Länge der Vene von der Basis zur Spitze des Schwanzes, bleiben jedoch mehr als 2 cm von der Spitze des eingesteckten Nadel oder des Katheters kann abgelöste aus der Vene zu werden. </li><li> Wenn Blut nicht erfolgreich von der ersten Seite des Katheters Eindringen gesammelt werden, weitere Wieder führen Sie die Nadel bis die Vene. Wenn Blut wurde in der Anfangs Website gesammelt, re-Druck die Nadel durch Trennen und anschließendem Verbinden des Katheters und Spritze vor dem Wiedereinsetzen in die Vene. In der Regel vermeiden, zusätzliche Durchführungen. </li><li> Wie mehrere Durchdringungen können Schwanzvene Zusammenbruch, in dem die Blutversorgung der Schwanz abgeschnitten und die weiche Schwanzgewebe wird nekrotisiert verursachen, einschläfern die Ratte, wenn es Schwanzvene Zusammenbruch. </li></ol></li><li> Wenn eine ausreichende Probenmenge erhoben werden, freigeben Druck in der Spritze durch Trennen und Wiederverbinden des Katheters. Saugen Sie leicht mit dem Spritzenkolben (~ 50 &amp; #181; l), und die Nadel aus der Vene zurücktreten. Hinweis: Wenn die Nadel, ohne vorher die Druckentlastungs in die Spritze gezogen wird Blut von der Nadel tropft. </li><li> Druck auf die Einstichstelle kurzzeitig gelten die Blutung zu stoppen, und wischen Sie den Bereich mit antiseptischen Lösung. Gibt die Ratte in seinen Heimkäfig. </li></ol> 3. Verarbeitung der Blutprobe <ol><li> Saugen Luft, um sicherzustellen, kein Blut im Katheter Nadel bleibt, und mit einer Schere, um den Katheterschlauch direkt über der Nadel zu schneiden. Vertreibt das Blut in ein steriles 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Hinweis: Wenn das Blut durch die Nadel geschoben wird, kann die Scherkraft roten Blutkörperchen führen zu Bruch, die mit vielen stromabwärts Assays stören können. Entfernen Sie die Nadel, um eine Hämolyse zu vermeiden. <ol><li> Zu sammeln Blutplasma, Nutzung Rohre, die EDTA als Antikoagulans (hier enthalten, verwenden Sie 10 ul 0,1 M EDTA für 200-400 ul Blut; sicherzustellen, die Konzentration von EDTA verwendet wird, nicht stören wit der nachgeschalteten Test) und auf Eis. <ol><li> Spin Blutproben bei 2.100 × g in einer gekühlten Zentrifuge (4 ° C) für 10 Minuten innerhalb von 10 Minuten der Sammlung. Elution des Plasmas, die Vermeidung der roten und weißen Blutzellschichten zu stören. </li></ol></li><li> Um Blutserum, Ort Proben (ohne Antikoagulans) bei Raumtemperatur für bis zu 30 min zu sammeln, um die Gerinnung zu ermöglichen. Dreh die Sammelröhrchen in einer Kühlzentrifuge (4ºC) bei 2000 x g. Das Serum kann dann eluiert werden. </li></ol></li><li> Verwenden Proben sofort oder bei -80 ° C für bis zu einem Jahr. </li></ol>

<ol><li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li>
<li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps%3A+Systematic+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Epidemiol+Biomarkers+Prev%22%5BJournal%5D)">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li>
<li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li>
<li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431(2012).</li>
<li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li>
<li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li>
<li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Exp+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li>
<li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease%3A+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li>
<li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li>
<li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li>
<li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynorphin%2C+stress%2C+and+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li>
<li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical%2Fhippocampal+monoamines%2C+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hier beschreiben wir ein schnelles und einfaches Verfahren zur Aufnahme einer Blutprobe von einer Ratte, die gegenüber anderen üblicherweise verwendeten Techniken erhebliche Vorteile bietet erhalten wurde. Erstens erfordert sie keine Narkose im Gegensatz Probenahme aus der Jugularvene oder retroorbitalen Sinus. Wenn Blutproben gesammelt umgebenden Verhaltens Verfahren ist die Verabreichung von Anästhetika unerwünscht, da sie mit Lernen und Gedächtnis 4,5 stören. Zweitens bietet es die Möglichkeit, größeres Blutvolumen als andere Venenpunktionstechniken wie das Erheben von den Vena oder Rückenpedal Venen zu sammeln. Unter Verwendung der hier beschriebenen Verfahren bis zu 1,5 ml Blut können von einer Ratte an einem einzigen Zeitpunkt gesammelt werden, ein Volumen, das leicht ermöglicht mehrere Tests parallel ausgeführt werden. Schließlich minimiert dieses Verfahren das Potenzial für Gewebeschäden im Vergleich zu Amputation der Schwanzspitze oder retroorbitale Blutung. Die Verwendung dieses Verfahrens erleichtert die Einhaltung der Tier Welfare Act und der Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, die Minimierung der Schmerzen und Leiden, die von Laborverfahren an Tieren durchgeführt, führen müssen. Es wird empfohlen, dass die Ermittler neu in diesem Verfahren die Zurückhaltung zu üben und Schwanz Blutungen Techniken, um die Zeit, die Versuchstiere sind zurückhaltend zu minimieren. Blut in weniger als 3 min vom Beginn der Zurückhaltung gesammelt bietet optimale Ergebnisse. Das hier beschriebene Protokoll kann zum Abtasten 1-4 Mal pro Woche verwendet werden, aber nicht mehr als zweimal pro Tag. Während wiederholte Blutentnahmen durchgeführt werden, sollten verschiedene Messstellen, nach oben bewegt von der Basis des Schwanzes verwendet werden und die linken und rechten Schwanzvenen sollten Probenahmestellen abgewechselt werden. Das Gesamtblutvolumen von Nagetieren ist 6-7% ihres Körpergewichts, und nicht mehr als 15% des gesamten Blutvolumens innerhalb eines Zeitraum von 2 Wochen gesammelt werden. Serumoder Plasma enthält etwa 40-60% des gesammelten Probenvolumen. Blutentnahme über die seitlichen Schwanzvenen können auch in der Maus als hier mit einigen kleineren Modifikationen durchgeführt werden, beschrieben. Erstens können nur kleine Überdruck (27 G) Katheter verwendet werden. Zweitens ist es empfehlenswert, eine Rohrrückhalteeinrichtung zu verwenden, statt einer Verpackung, um die Mäuse zu immobilisieren. Das Volumen an Blut, die aus der Maus unter Verwendung der Venenpunktion der Unterkiefergefäßbündel (200-500 ul) erhalten werden kann, ist größer als sicher aus der Schwanzvene (200 ul maximal) gesammelt werden. Da Probenahme von Blut aus dem Unterkieferspeichelgefäßbündel erfordert minimale Zurückhaltung und kann mehr Blut zu erhalten, ist dies der bevorzugte Weg für die Probenahme in der Maus. Die Schnelligkeit, mit der dieses Verfahren durchgeführt werden kann, zusammen mit seiner minimal invasive Art, minimiert auch das Potential Störung der Blut basierenden Maßnahmen der akuten Stressreaktion 6. Dieakuter Stressantwort zirkulierenden Spiegel von vielen Molekülen, einschließlich Interleukinen und anderen Immun aktiven Faktoren 7, Hormone der Hypothalamus-Hypophysen-Nebennieren-Achse 8, Hormone im sympathischen Nervensystem 9, Ghrelin 10, endogene Opioide 11, Dopamin zu ändern und Serotonin-12. Wenn Ruhe zirkulierenden Maßnahmen dieser Moleküle oder andere von diesen Molekülen reguliert erwünscht sind, ist es wichtig, die Stressreaktion, die innerhalb von weniger als einer Minute nach dem Beginn der Belichtung Stressor ausgelöst wird, zu minimieren. Stressreaktionen nicht nur die Zusammensetzung des Blutes verändern, sondern auch eine technische Hindernis zur Blutentnahme wegen der Verengung der Blutgefäße darstellen über erhöhte Fahrt vom sympathischen Nervensystems. Es wird schwierig, stetige Erhöhung des Blutflusses von einer Ratte, die Montage ist eine akute Stressreaktion zu erhalten. Daher muss das Tier Not minim seinized, um schnell zu erhalten Proben, die den physiologischen Zustand von Interesse zu reflektieren.

Biomarker aus dem Blut erhalten nützliche diagnostische, vorausschauende und Stratifizierung von Maßnahmen in vielen klinischen Zusammenhängen, einschließlich Herz-Kreislauf-Krankheit 1, Krebs Wissenschaften 2 und psychiatrische Erkrankungen 3. Sie können auch in der Grundlagenforschung verwendet, um den &quot;Zustand&quot; eines Organismus zu bewerten, einschließlich des Grades der Hunger, Entzündung oder vorhanden Stress werden. Solche Maßnahmen können durch Variablen, oder auch nicht entscheidend für die Frage von Interesse, darunter die Tageszeit, die die Probe erhalten wird, und das Geschlecht der Probanden sein kann beeinflusst werden. Es kann auch durch die Belastung während der Blutentnahme Verfahren selbst induzierten beeinflusst werden. Stresshormonen und die Wahrnehmung von Schmerz schnell verändern die Zusammensetzung des Blutes. Nagetiere sind die am häufigsten verwendeten Labortieren und mehrere Verfahren wurden für die Blutentnahme entwickelt. Die ideale Methode der Blutentnahme sollte minimal Physiologica habenl Einfluss auf das Tier, erfordert keine Narkose, erlauben eine schnelle und wiederholte Probenahme erfolgen, und eine ausreichende Blutmenge für zahlreiche Downstream-Anwendungen. Beliebte Techniken zum Sammeln von Blut, wie Katheterisierung der Halsschlagader oder Amputation der Schwanzspitze diese Kriterien nicht erfüllen. Das Ziel des Protokolls ist es, eine Blutentnahmetechnik zur Verwendung bei Ratten, die minimal belastenden beschreiben, erfordert keine Anästhesie, ermöglicht mehrere Blutsammlungen innerhalb eines einzelnen Subjekts, und eine relativ große Probenmenge, so dass mehrere Tests durchgeführt werden, an einer einzigen Probe. Das Ziel dieser Methode ist, um Blutproben, die minimal von der akuten Stressreaktion beeinflußt werden erhalten.

<table><tbody><tr><td>Natriumheparin (1.000 USP-Einheiten/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor Rinse-Chlorhexadin</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topische antiseptische Lösung, 2% Chlorhexidingluconat</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, Schmetterlingskatheter</td><td>VWR Scientific</td><td></td><td></td>TESV25BLK</tr><tr><td>BD Tuberkulin 1 cc Spritzen</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu; l Mikrozentrifugenröhrchen</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Schere, Edelstahl, 5"</td> <td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml Kunststoffbecher</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Sauberstoffhülle</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro Band, 0,75 Zoll breit</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Klettband</td></tr><tr><td>Zeitschaltuhr</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

blutprobenentnahme aus der laterale schwanzvene der ratte

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blutproben werden häufig in vielen experimentellen Kontexten entnommen, um interessante Ziele zu messen, einschließlich Hormone, Immunfaktoren, Wachstumsfaktoren, Proteine und Glukose, dennoch wird die Zusammensetzung des Blutes dynamisch reguliert und leicht gestört. Ein Faktor, der die Blutzusammensetzung verändern kann, ist die durch das Probenahmeverfahren ausgelöste Stressreaktion, die zur Variabilität der interessierenden Messungen beitragen kann. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Blutentnahme aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Dieses Verfahren bietet erhebliche Vorteile gegenüber anderen gebräuchlicheren Techniken. Es ermöglicht eine schnelle Probenahme mit minimalen Schmerzen oder Invasivität, ohne Anästhesie oder Analgesie. Darüber hinaus kann es verwendet werden, um großvolumige Proben (mehr als 1 ml bei einigen Ratten) zu gewinnen, und es kann über Versuchstage hinweg wiederholt verwendet werden. Durch die Minimierung der Stressreaktion und der Schmerzen, die aus der Blutentnahme resultieren, können die Messungen den wahren Basalzustand des Tieres genauer widerspiegeln, mit minimalem Einfluss durch das Probenahmeverfahren selbst.

Blutplasma von der lateralen Schwanzvene wie in dem Protokoll beschrieben gesammelt gibt eine Plasmaprobe, die durchscheinend hellgelb im Aussehen war. Wie in 1 gezeigt, Hämolyse in einer Probe vermittelt einen roten Farbton zu dem Plasma. Die akute Stressreaktion schnell verändern die Zusammensetzung des Blutes. Beispielsweise kann zirkulierenden Corticosteron Konzentration deutlich erhöht innerhalb von 10 min der Stressor Belichtung, wie in Abbildung 2 dargestellt. Die niedrige basale Niveaus von Corticosteron bei diesem Verfahren vor der Belichtung Stressor erhalten zeigen, dass sich die Abtastung selbst nicht eine signifikante Quelle von Stress. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Abb. 1: Beispielbild (A) A hämolysierten Probe gezeigt. Nach der Zentrifugation durch die schwarze ar angegeben das Plasma oder Serum Schicht (OberflächenReihe) erscheint mit rosa oder rot gefärbt. Dunklere Farbtöne zeigen ein höheres Maß an Hämolyse. (B) Nach der Zentrifugation wird eine einwand gesammelten Probe eine klare, gelbliche Erscheinung zum oberen Band (Oberfläche durch den schwarzen Pfeil angedeutet), die mit dem nicht-hämolysierten Plasma oder Serum entspricht. Beim Entfernen dieser Schicht ist es wichtig, um die zugrunde liegende Vollblut nicht stören, entweder, indem der Pipettenspitze in die Vollblut-Schicht oder durch Absaugen ein Teil des Vollbluts in die Spitze. Alle Plasma oder Serum mit Vollblut kontaminiert ist zu verwerfen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Abbildung 2: Plasma-Corticosteron schnell Anschluss an eine stressige Erfahrung erhöhten Blut wurde aus der laterale Schwanzvene der erwachsenen weiblichen Long-Evans-Ratten vor erhalten und 10 Minuten nach Exposition mit 4 Tönen (10 sec, 2 kHz, 85 dB) Co-Abschluss. mit footshocks (1 sec, 350 &amp; mgr; A). Blutplasma Corticosteron zu Studienbeginn (290,4 ± 138,8 pg / ml) deutlich weniger als die Niveaus beobachtet 10 min nach Vorlage des Fußschock Stress war (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), geändert durch die gepaarten t bestimmt -test. *, P &lt;0,05

Blutproben sind nützlich, um Biomarker für physiologische Zustände oder Krankheiten in vivo zu beurteilen. Hier beschreiben wir die Methode zur Entnahme von Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Diese Methode liefert schnelle Proben mit minimalen Schmerzen und Invasivität.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, den Stress bei der Blutentnahme von Ratten durch die Probenahme über die seitliche Schwanzvene zu minimieren. Dies wird erreicht, indem die Ratte zunächst fixiert und der Schwanz erwärmt wird. Im zweiten Schritt wird ein Butterfly-Katheter in eine der erweiterten seitlichen Schwanzvenen eingeführt, und im letzten Schritt wird dann das Blut abgenommen. Der Katheter wird entfernt und der Blutfluss aus der Punktionsstelle gestoppt. Letztendlich verursacht die Blutentnahme aus der seitlichen Schwanzvene minimale Belastung für die Ratte während der Blutentnahme, wodurch der Einfluss der akuten Stressreaktion auf die Zusammensetzung des Blutes verringert wird. Die Hauptvorteile dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Schwanzspitzenamputation bei der Entnahme aus der seitlichen Schwanzvene sind, dass sie für das Tier weitaus weniger belastend ist und dass wiederholte Probenahmen am selben Tier ermöglicht werden.Das Verfahren wird von zwei Mitgliedern meines Labors demonstriert: Graham Lee, einem Postdoktoranden, und Elia Harmatz, einem Techniker. Befestigen Sie zunächst einen Butterfly-Katheter an der Spritze, wobei die Nadelkappe über die Nadel bleibt, um die Spitze zu schützen. Ziehen Sie dann ein Volumen Heparin auf, das geringfügig größer ist als das Volumen des zu entnehmenden Blutes. Trennen Sie die Spritze ab und füllen Sie sie mit Luft.Bringen Sie die Spritze erneut am Katheter an und entleeren Sie die Tubing, die Nadel und die Spritze bis auf geringe Restmengen der Heparinlösung. Anschließend legen Sie Katheter und Spritze auf eine sterile Oberfläche. Fixieren Sie nun die Ratte rasch in ein sauberes Tuch, wobei Sie darauf achten, dass die Vorder- und Hinterpfoten in einer bequemen Position liegen und die Atmung ungehindert erfolgen kann.Befestigen Sie die Umschlingung mit Klettband. Danach lässt man auf einer festen Arbeitsfläche von einem Assistenten die Ratte vorsichtig, aber fest am Bauch und an der Schwanzwurzel halten, wobei der Schwanz über die Kante der Arbeitsfläche hängt, um die Blutprobe zu entnehmen. Anschließend weitet man die Blutgefäße im Schwanz durch 40 bis 50 Sekunden langes Eintauchen in 42 Grad Celsius warmes Wasser. Trocknen Sie anschließend den Schwanz mit einem Papiertuch ab und drehen Sie den gesamten Körper am Schwanz, um entweder die rechte oder linke Schwanzvene lateral zur Arterie zum Blutentnehmen zu lokalisieren. Zielen Sie auf einen Abschnitt der Vene im unteren Teil des Schwanzes und wischen Sie die Stelle mit einer 2%igen Chlorhexidin-Antiseptikumlösung ab. Ziehen Sie danach den Kolben der Spritze von null auf etwa 50 Mikroliter zurück, um einen Unterdruck in der Spritze zu erzeugen, und halten Sie den Schwanz nahe der Spitze sanft, aber fest, um ihn während der Probenentnahme gerade zu halten.Führen Sie nun den Katheter langsam in die Vene unter einem flachen Winkel ein, etwa fünf Zentimeter von der Schwanzspitze entfernt. Sobald die Vene durchbrochen ist, strömt Blut in den Katheter. Ziehen Sie den Kolben der Spritze langsam zurück, um das gewünschte Volumen mit einer konstanten Rate von etwa 20 Mikrolitern pro Sekunde zu sammeln. Um den Blutfluss zu fördern, streichen Sie mit einem Finger entlang der Vene von der Basis zur Schwanzspitze, wobei Sie stets mehr als zwei Zentimeter von der Spitze der eingeführten Nadel entfernt bleiben, um das Blut herauszumassieren.Falls Blut nicht erfolgreich an der ursprünglichen Einstichstelle des Katheters gewonnen werden kann, führen Sie die Nadel weiter oben in der Vene erneut ein. Sobald ein ausreichendes Probenvolumen gesammelt wurde, trennen und verbinden Sie den Katheter, um den Druck in der Spritze abzubauen. Ziehen Sie anschließend die Nadel aus der Vene und üben Sie kurz Druck auf die Einstichstelle aus, um die Blutung zu stoppen, sobald die Blutung aufgehört hat.Wischen Sie die Stelle mit einer antiseptischen Lösung ab und bringen Sie das Tier in seinen Heimkäfig zurück. Um die Blutprobe aufzuarbeiten, saugen Sie die Luft ein, um sicherzustellen, dass kein Blut im Katheter-Needel verbleibt, und schneiden Sie das Katheterschlauchstück direkt oberhalb der Nadel mit einer Schere ab. Entfernen Sie die Nadel, sammeln Sie dann das Blutplasma und geben Sie das Blut in Mikrozentrifugenröhrchen, die EDTA enthalten. Als Antikoagulans. Das Röhrchen vorsichtig schwenken, um das Antikoagulans mit dem Blut zu vermischen, und die Proben anschließend auf Eis stellen. Innerhalb von 10 Minuten nach der Entnahme das Vollblut zentrifugieren und das Plasma abtrennen, wobei darauf geachtet werden muss, die Schichten der roten und weißen Blutkörperchen nicht aufzuwirbeln, um das Blutserum zu gewinnen.Stellen Sie das Blut bis zu 30 Minuten bei Raumtemperatur in Mikrozentrifugenröhrchen ohne Antikoagulans. Nachdem das Blut geronnen ist, zentrifugieren Sie die Sammelröhrchen in einer gekühlten Zentrifuge und eluieren Sie das Serum. Beide Probentypen können anschließend sofort verwendet oder bis zu einem Jahr bei minus 80 Grad Celsius gelagert werden.Plasma, das wie gezeigt aus der seitlichen Schwanzvene entnommen wurde, ergibt eine Probe, die durchscheinend und blassgelb erscheint. Bei einer Hämolyse wird dem Plasma ein roter Farbton verliehen. Eine akute Stressreaktion kann die Zusammensetzung einer Blutprobe rasch verändern.Beispielsweise steigt die zirkulierende Konzentration von Corticosteron innerhalb von 10 Minuten nach der Exposition gegenüber einem Stressor deutlich an, wie in diesem repräsentativen Experiment gezeigt. Wichtig ist jedoch, dass der niedrige Grundspiegel von Corticosteron, der mit dieser Methode vor der Stressorexposition erzielt wird, darauf hinweist, dass das Probenahmeverfahren selbst keine wesentliche Stressquelle darstellt. Wir empfehlen, dieses Verfahren an anästhesierten Tieren zu üben, bis Sie die Nadeleinführung und die Blutentnahme beherrschen.Nach der Beherrschung der Technik kann diese bei korrekter Durchführung innerhalb von fünf Minuten abgeschlossen werden. Während der Durchführung des Verfahrens ist es wichtig, potenzielle Stressquellen wie Umgebungsgeräusche zu minimieren und das Verfahren so schnell wie möglich abzuschließen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Blutabnahmen sind in einer Vielzahl von Studien, die zum Beispiel auf die Pharmakokinetik Profil einer Verbindung zu studieren. Hier zeigen wir, wie man Blut von Ratten mit zwei Techniken zurückgreifen: Blutentnahme aus der Vena saphena oder durch Herzpunktion.

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um Blutproben von der Ratte subclavia Vene zu sammeln.

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Rute Vene bei Mäusen mit einer Absauganlage Rohr mit Brillen Lupe. Unsere Methode ist einfach und für wiederholte Blutentnahme bei Mäusen genutzt werden.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Blutentnahme aus der Vena subclavia bei Ratten. Es ermöglicht eine schnelle, zeitnahe und leicht identifizierbare Probenahme ohne Anästhesie und erhält qualitativ hochwertiges Blut durch wiederholte Probenentnahme.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das schnelle, einfache und zuverlässige Alternativen zur Blutentnahme für das Rattenmodell bietet. Je nach Kontext beschreiben wir drei verschiedene Methoden der Blutentnahme: Schwanzvenenpunktion unter Narkose oder bei bewusstem Bewusstsein und dorsale Penisvenenpunktion unter Narkose.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Das Protokoll zeigt wiederholte Liquor- und Blutentnahmen von epileptischen Ratten, die parallel zur kontinuierlichen Video-Elektroenzephalogramm-Überwachung (EEG) durchgeführt werden. Diese sind von entscheidender Bedeutung, um mögliche Zusammenhänge zwischen Veränderungen verschiedener Körperflüssigkeitsmoleküle und der Anfallsaktivität zu untersuchen.

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Hier stellen wir eine Kombination aus effektiver Rattenrestriktion und Subclaviavenenpunktionsmethoden vor, die eine schnelle, sichere und wiederholte Blutentnahme bei Ratten ohne Anästhesie ermöglichen.

Blutentnahme der Vena subclavia bei bewussten Ratten

Natürliche Killerzellen sind eine kleine Population von Lymphozyten. Hier zeigen wir, wie diese Zellen aus menschlichem Blut durch negative Selektion zu isolieren, unter Verwendung eines Kits von StemCell Technologies. Die erhaltenen Zellen lebensfähig sind und unberührt von Antikörpern, und deshalb bereit, für eine Reihe von Prozeduren verwendet werden.

Anreicherung von NK-Zellen aus menschlichem Blut mit der RosetteSep Kit von StemCell Technologies

Der amerikanische Pfeilschwanzkrebs Limulus Polyphemus, ist wohl die günstigste Quelle für große Mengen von Blut aller Wirbellosen. Das Blut ist einfach in der Komposition, mit nur einem Zelltyp in der allgemeinen Zirkulation, die körnige Amöbocyten, und nur drei vorkommenden Proteine ​​im Plasma, Hämocyanin, das C-reaktive Proteine ​​und α2-Makroglobulin. Das Blut wird vom Herzen gesammelt und die Blutzellen und Plasma durch Zentrifugation abgetrennt.

Blutentnahme aus der amerikanischen Horseshoe Crab, Limulus Polyphemus

Lernen Sie die Blutentnahme aus der lateralen Schwanzvene bei Ratten für tierethische Forschung. Diese Methode minimiert Stress, ermöglicht wiederholte Probenahme und liefert valide Biomarker für physiologische Studien.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

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