Name: Bestimmung der mitochondrialen Atmung und Glykolyse in Ex-vivo-Netzhautgewebeproben (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-04T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 45 s
Description: Erfahren Sie die Messung mitochondrialer Atmung und Glykolyse in ex-vivo-Netzhautgewebeproben. Diese Methode ermöglicht Echtzeitanalysen zur Untersuchung retinaler Stoffwechselmechanismen.

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Diese Arbeit wird durch das Intramurale Forschungsprogramm des National Eye Institute (ZIAEY000450 und ZIAEY000546) unterstützt.

Alle Mausprotokolle wurden vom Animal Care and Use Committee des National Eye Institute (NEI ASP# 650) genehmigt. Die Mäuse wurden unter 12-stündigen Hell-Dunkel-Bedingungen untergebracht und nach den Empfehlungen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren, des Instituts für Labortierressourcen und der Politik des öffentlichen Gesundheitsdienstes zur humanen Pflege und Verwendung von Labortieren versorgt.
1. Hydratisierende Sensorkartusche und Vorbereitung des Assay-Mediums
<ol><li>Geben Sie am Tag vor dem Experiment 1 ml des Kalibriermediums zu jeder Vertiefung der Versorgungsplatte hinzu. Legen Sie die Hydro-Booster-Abdeckung auf die Oberseite und senken Sie die Sensorpatrone durch die Öffnung auf der Abdeckung. Stellen Sie sicher, dass der Sensor in das Kalibriermedium eingetaucht ist. Inkubieren Sie die Sensorkartusche über Nacht in einem CO2-freien Inkubator bei 37 °C, um die Fluorophore zu aktivieren. HINWEIS: Um eine Verdunstung zu verhindern, wird der Inkubator befeuchtet, indem eine Schale mit Wasser darin aufbewahrt wird, und die Sensorkassette ist mit durchsichtiger Plastikfolie umwickelt.</li>
	<li>Bereiten Sie das Assay-Medium vor, indem Sie das Seahorse DMEM-Medium unter Zugabe von Glucose, Pyruvat und Glutamin zu den gewünschten Konzentrationen rekonstituieren. In den in diesem Artikel berichteten Assays beträgt die Endkonzentration der Substrate im Assay-Medium: 6 mM Glucose, 0,12 mM Pyruvat und 0,5 mM Glutamin. Für jede Assay-Platte werden 40 ml des Assay-Mediums frisch am Tag des Experiments hergestellt.</li>
	<li>Richten Sie das Assay-Programm im Analysator gemäß den Anweisungen des Herstellers ein26. In dem hier gezeigten Assay wird das Protokoll wie folgt festgelegt: 5 Messzyklen für die Baseline, dann Injektion von Port A, gefolgt von 4 Messzyklen, dann Injektion von Port B und gefolgt von 4 Messzyklen. Jeder Zyklus setzt sich aus Mix (3 min), Wait (2 min) und Measure (3 min) zusammen.</li>
</ol>2. Beschichtung von Mesh-Einsätzen von Insel-Capture-Mikrotiterplatten
<ol><li>Bereiten Sie die Beschichtungsmischung vor, indem Sie 20 μL des Zellanhangsmediums (z. B. Cell-Tak) mit 171 μL 0,1 M Natriumbicarbonat und 9 μL 1 M NaOH kombinieren.</li>
	<li>Öffnen Sie den Deckel der Kassette mit den Netzeinsätzen. 8 μL der Beschichtungsmischung auf jedes Netz einstreuen. Verwenden Sie eine Pipettenspitze, um das Tröpfchen vorsichtig zu verschmieren / zu verteilen, um die Beschichtungsmischung gleichmäßig über den Netzeinsatz zu verteilen.</li>
	<li>Schließen Sie die Kassette und lassen Sie die Netzeinsätze bei Raumtemperatur für mindestens 25 min zur Adsorption inkubieren.</li>
	<li>Waschen Sie den Netzeinsatz, indem Sie 4 ml des Assay-Mediums direkt auf die Netzeinsätze pipettieren. Schütteln Sie die Kassette vorsichtig, um sicherzustellen, dass alle Netzeinsätze mit dem Assay-Medium gewaschen werden.</li>
	<li>Halten Sie den Netzeinsatz beiseite. Es ist gebrauchsfertig.</li>
</ol>3. Herstellung von Injektionsverbindungen
<ol><li>Vorratsaliquots aus Bam15 (10 mM), Rotenon (10 mM), Antimycin A (10 mM) und 2-DG (500 mM) aus -80 °C gefrieren und bei Raumtemperatur auftauen. HINWEIS: Der 2-DG-Bestand ist gebrauchsfertig. Die anderen Medikamente müssen zu Arbeitsmaterial verdünnt werden.</li>
	<li>Erwärmen Sie 10 ml des Assay-Mediums in einem 37 °C warmen Wasserbad.</li>
	<li>Verdünnen Sie 10 mM Bam15-Material auf 50 μM Arbeitsmaterial mit einem zweistufigen Verdünnungsverfahren: Mischen Sie 20 μL 10 mM-Material mit 20 μL DMSO, um 5 mM Zwischenmaterial zu erhalten. Mischen Sie dann 10 μL des oben genannten 5 mM Zwischenmaterials mit 990 μL vorgewärmtem Assay-Medium, um das endgültige 50 μM-Arbeitsmaterial zu erhalten.</li>
	<li>Verdünnen und kombinieren Sie 10 mM Rotenon und 10 mM Antimycin A-Kern zu 10 μM Rotenon / Antimycin A (Rot / AA) Arbeitsstoff durch zwei Verdünnungsschritte: Mischen Sie jeweils 10 μL aus 10 mM Rotenon und 10 mM Antimycin A-Stamm mit 80 μL DMSO, um 1 mM Rot / AA-Zwischenmaterial zu erhalten. Mischen Sie dann 10 μL des oben genannten 1 mM Zwischenmaterials mit 990 μL vorgewärmtem Assay-Medium, um das endgültige 10 μM Rot/AA-Arbeitsmaterial zu erhalten.</li>
	<li>Bereiten Sie die oben genannten Arbeitsvorräte an Injektionsverbindungen am Tag des Experiments frisch vor und legen Sie sie bei Raumtemperatur beiseite, bis sie in die Injektionsöffnungen der Sensorpatrone geladen werden.</li>
</ol>4. Netzhautdissektion und Netzhautstanzvorbereitung
<ol><li>Eine Maus durch CO2-Ersticken gemäß den AVMA-Richtlinien zur Euthanasie einschläfern27. HINWEIS: Lassen Sie das Tier nicht länger als die für die Euthanasie benötigte Zeit in einer CO2-Kammer .</li>
	<li>Augen enukleieren und in eisalten 1x PBS-Puffer in eine Petrischale geben und dann unter ein Seziermikroskop legen.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig, indem Sie mit Mikroscheren schneiden, die zusätzlichen Rektusmuskeln, die außerhalb des Augapfels befestigt sind, und schneiden Sie den Sehnerv ab.</li>
	<li>Verwenden Sie eine 30 G Nadel, um ein Loch am Rand der Hornhaut (Limbus) zu stanzen; dies dient als Einführstelle für die Mikroscheren. Verwenden Sie dann eine feine Dissektionsmikroschere, um einen kreisförmigen Schnitt entlang des Hornhautrandes zu machen und ihn von der hinteren Augenmuschel zu trennen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine scharfe Dissektionszange, um die Hornhaut, die Linse und den Glaskörper von der Augenmuschel zu entfernen.</li>
	<li>Verwenden Sie feine Dissektionsmikroscheren, um mehrere kleine Schnitte an der Skleralschicht am Rand der Augenmuschel vorzunehmen. Vermeiden Sie es, die Netzhautschicht zu schneiden. Verwenden Sie zwei scharfe Dissektionszangen, um das Sklerusgewebe auf jeder Seite des Schnitts festzuhalten, und ziehen Sie sehr vorsichtig an der Skleralschicht, um sie von der neuralen Netzhaut zu entfernen. Wiederholen Sie dies um die Augenmuschel, bis alle Sklera entfernt ist und eine intakte Netzhautschale erhalten wird.</li>
	<li>Verwenden Sie Dissektionsmikroscheren und machen Sie radiale Schnitte an der Netzhautschale, um sie abzuflachen und mehrere unterschiedliche Abschnitte zu erzeugen. HINWEIS: Abhängig von den Sezierfähigkeiten und der Erfahrung der Person im Umgang mit frischem Netzhautgewebe kann der Netzhautbecher geschnitten werden, um 3 bis 5 verschiedene Abschnitte zu erzeugen.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Biopsie-Puncher mit einem Durchmesser von 1 mm, um eine Netzhautscheibe aus jedem Abschnitt des abgeflachten Netzhautbechers zu schneiden. HINWEIS: Es sollte darauf geachtet werden, dass die Netzhautscheiben in gleichem Abstand vom Sehnervenkopf gestanzt werden.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Pinzette, um die vorbeschichteten Netzeinsätze in die sezierende Petrischale zu geben. Legen Sie mit Hilfe von zwei superfeinen Wimpernbürsten die netzhaute Stempelscheibe auf den Netzeinsatz. Die netztinale Stanzscheibe wird in der Mitte des Netzeinsatzes platziert, wobei die Ganglienzellschicht auf der Seite nach unten das Netz berührt und die Photorezeptorschicht nach oben zeigt. HINWEIS: Häufig bleiben einige RPE-Zellen an den Photorezeptoren gebunden, und die Pigmentierung dieser Zellen kann als Indikator für die Ausrichtung der retinalen Stanzscheibe verwendet werden.</li>
</ol>5. Einlegen der Einspritzöffnungen der Sensorkassette und Kalibrierung
<ol><li>Nehmen Sie die hydratisierte Sensorkassette aus dem 37 °C-Inkubator. Entfernen Sie die Abdeckung des Hydro-Boosters und legen Sie die Sensorkassette wieder auf die Versorgungsplatte.</li>
	<li>Laden Sie das gewünschte Volumen an Injektionscompound-Arbeitsstofflösungen in die entsprechenden Ports. Halten Sie die Pipettenspitze im 45 ° Winkel. Führen Sie die Pipettenspitze halbwegs in einen Injektionsanschluss mit der Fase der Spitze gegen die gegenüberliegende Wand des Injektionsanschlusses ein und laden Sie die Mischung vorsichtig in jeden Anschluss. Vermeiden Sie das Einbringen von Luftblasen.</li>
	<li>Das Volumen der in jedem Injektionsanschluss geladenen Verbindung für einen bestimmten Assay finden Sie im Benutzerhandbuch des Geräts. In den in diesem Artikel vorgestellten Experimenten werden 68 μL 50 μM Bam15-Arbeitsmaterial (für mitochondriale Stressassay) oder 68 μL 10 μM Rot / AA-Arbeitsmaterial (für glykolytische Geschwindigkeitsassay) in Port A geladen; 75 μL 10 μM Rot/AA-Arbeitsmaterial (für mitochondriale Spannungstests) oder 75 μL 500 mM 2-DG-Arbeitsmaterial (für glykolytische Geschwindigkeitsanalyse) werden in Port B geladen.</li>
	<li>Laden Sie Injektionsanschlüsse aller Vertiefungen der Platte, einschließlich Hintergrundkorrekturbohrungen und Leerbohrungen, um eine ordnungsgemäße Injektion zu gewährleisten. Laden Sie die jeweilige zusammengesetzte Lösung in jeden Port für die Hintergrundkorrekturbohrungen. Assay-Medium kann anstelle der zusammengesetzten Lösung in jedem der Ports der Bankbohrungen substituiert werden.</li>
	<li>Legen Sie die geladene Sensorkassettenplatte mit abgenommenem Deckel in das Analysegerät ein, um vor dem Assay-Lauf mit der Kalibrierung zu beginnen. Nach Abschluss der Kalibrierung pausiert das Programm automatisch und wartet auf den Austausch der Versorgungsplatte durch die Inselauffangplatte mit Netzhautstempeln.</li>
</ol>6. Laden der Inselerfassungsplatte und Starten des Assay-Laufs
<ol><li>607 μL des Assay-Mediums zu jeder Vertiefung der Inselauffangplatte geben</li>
	<li>Verwenden Sie eine Pinzette, um den Rand des Netzeinsatzes mit netztinalen Stanzscheiben auf der Oberseite zu greifen und ihn aus der Petrischale zu nehmen. Klopfen Sie leicht auf die Unterseite des Netzeinsatzes auf ein absorbierendes Wischtuch, um zusätzliche Flüssigkeit zu entfernen, und geben Sie sie in den Brunnen der Inselauffangplatte. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis alle Netzeinsätze mit Netzhautstempeln in die Inselauffangplatte gelegt sind. Füllen Sie Hintergrundkorrekturtöpfe und leere Vertiefungen mit leeren Netzeinsätzen.</li>
	<li>Drücken Sie mit zwei Graefe-Pinzetten vorsichtig und vorsichtig auf den Rand jedes Netzeinsatzes und stellen Sie sicher, dass diese sicher an der Unterseite der Inselauffangplatte eingesetzt werden.</li>
	<li>Legen Sie die beladene Inselauffangplatte für 5 minuten in einen 37 °C heißen Inkubator.</li>
	<li>Werfen Sie die Versorgungsplatte nach Abschluss der Kalibrierung aus und ersetzen Sie sie durch eine und ersetzen Sie sie durch die Inselauffangplatte mit abgenommenem Deckel, die Netzhautstempel enthält.</li>
	<li>Setzen Sie den Assay-Lauf fort.</li>
</ol>7. Terminierung und Datenspeicherung durchführen
<ol><li>Werfen Sie nach Abschluss des Laufs die Sensorpatrone und die Inselauffangplatte mit Netzhautstempeln aus. Die Daten werden automatisch als ASYR-Datei gespeichert.</li>
	<li>Verwenden Sie die zugehörige Datenanalyse-Software, um die Daten gemäß dem Benutzerhandbuch des Herstellers anzuzeigen und zu analysieren26.</li>
	<li>Verwenden Sie die Exportfunktion , um die .xslx-Datei der Daten zu exportieren, die mit einer Tabellenkalkulationssoftware angezeigt und analysiert werden kann.</li>
</ol>8. Speichern der retinalen Stanzprobe
<ol><li>Nehmen Sie nach dem Assay die Platte aus der Maschine, entfernen Sie die Sensorkartusche und entfernen Sie das Assay-Medium vorsichtig mit einer Pipette aus jeder Vertiefung.</li>
	<li>Tragen Sie die Abdeckung wieder auf und verschließen Sie die Seiten der Platte mit dem Parafilmstreifen.</li>
	<li>Bei -80 °C lagern.</li>
	<li>Für die Normalisierung quantifizieren Sie den gesamten DNA- oder Proteingehalt des Stempels in jeder Vertiefung.</li>
</ol>9. Datenanalyse
<ol><li>Mitochondrialer Stress-Assay HINWEIS: Der gemessene OCR-Wert (totalOCR) stellt den gesamten Sauerstoffverbrauch des Gewebes dar. Nach der Injektion mit Bam15 (Uncoupler) steigt die OCR vom Basalspiegel (totalOCRbasal) auf den Höchstspiegel (totalOCRmax) an und sinkt nach der Rot/AA-Injektion. Der Rest-OCR-Wert nach Rot/AA-Injektion (totalOCRRot/AA) stellt den nicht-mitochondrialen Sauerstoffverbrauch dar.<ol>
<li>Berechnen Sie den mitochondrialen Sauerstoffverbrauch wie folgt: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/62914/62914eq01.jpg"> (Gl. 1) Nr. 28
</li>
		<li>Berechnen Sie die mitochondriale Reservekapazität (MRC) wie folgt: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/62914/62914eq2v4.png"> (Gl. 2) Nr. 29 HINWEIS: Der letzte Messwert unter den 5 Messungen vor der Bam15-Injektion wird als "basaler" Wert (für totalOCRbasal und mitoOCRbasal) genommen. Der höchste Wert unter den 4 Messungen nach der Bam15-Injektion wird als "max"-Wert (für totalOCRmax und mitoOCRmax) verwendet. Der niedrigste Wert unter den 4 Messungen nach der Rot/AA-Injektion wird als totalOCRRot/AA verwendet.</li>
	</ol></li>
	<li>Glykolytische Rate Assay HINWEIS: Der gemessene ECAR-Wert (totalECAR) stellt die totale Ansäuerung des Mediums durch die Stoffwechselaktivität des Gewebes dar. Im Allgemeinen resultiert die Ansäuerung der extrazellulären Mikroumgebung hauptsächlich aus der Extrusion des glykolytischen Produkts Laktat. Der Katabolismus von Substraten im mitochondrialen TCA-Zyklus führt zur Produktion von CO2, das auch das extrazelluläre Medium durch Hydratation zu Bicarbonat ansäuert.<ol>
<li>Subtrahieren Sie mitochondrial beigetragene mittlere Übersäuerung (MitoECAR) von totalECAR, um das GlycoECAR zu erhalten. <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/62914/62914eq03.jpg"> (Gl. 3) Nr. 28 HINWEIS: Mitochondriale Atmung und TCA-Zyklus sind stark gekoppelte Prozesse. Die Produktion von CO2 aus Mitochondrien ist eine Funktion der OXPHOS-Rate, die durch mitoOCR messbar ist.</li>
		<li>Berechnen Sie das mitoECAR wie folgt: <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/62914/62914eq04.jpg"> (Gl. 4) Nr. 28 wobei der CCF (CO2 Contribution Factor) ein empirisch berechneter Verhältniswert ist, der die Höhe des H+-Beitrags aus der CO2-vermittelten Versauerung im Vergleich zu jedem O2-Verbrauch von OXPHOS darstellt. CCF für dieses System ist mit 0,6028 vorbestimmt. Die genaue Messung der Mediumsäuerung wird durch die Pufferkapazität des Mediums, die Empfindlichkeit des pH-Sensors des Instruments und die effektive Messkammerkapazität bestimmt. Hier ist der BF (Buffer Factor) ein Parameter der experimentellen In-situ-Pufferkapazität, der die Menge an H+ oder OH- darstellt, die der effektiven Messkammer hinzugefügt wird, um den pH-Wert um 1 Einheit zu ändern. Wenn ein kundenspezifisches Assay-Medium verwendet wird, kann das BF bestimmt werden, indem bekannte Säuremengen gemäß dem Buffer Factor-Protokoll30 in das Assay-Medium titriert werden. Das in diesem Protokoll verwendete Seahorse DMEM Medium pH 7,4 hat eine vorbestimmte BF von 2,60 mmol H+/L/pH. Die in diesem Protokoll verwendete Inselerfassungsplatte hat eine Volmicrochamber = 16,6 μL31. Der Volumenskalierungsfaktor Kvol ist eine empirisch bestimmte Konstante. Der Kvol-Wert ist für die Inselauffangplatte nicht verfügbar, kann aber aus dem Wert der Mikrotiterplatte28 berechnet werden, der die Volumendifferenz in ihren Mikrokammern berücksichtigt, um 0,41 zu betragen. HINWEIS: Die Injektion der Rot / AA schaltet die mitochondriale Atmung ab und zwingt das Gewebe, zur ATP-Produktion auf Glykolyse umzuschalten, was zu einer höheren Laktatextrusion und einer Zunahme der ECAR-Messung führt. Die Glykolyse wird mit der 2-DG-Injektion beendet, und die verbleibende ECAR-Messung zeigt eine nicht-glykolytische und nicht-mitochondriale Übersäuerung des Mediums.</li>
		<li>Berechnen Sie die glykolytische Reservekapazität (GRC) wie folgt: <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/62914/62914eq05.jpg"> (Gl. 5) Nr. 32 wobei der letzte Messwert unter den 5 Messungen vor der Rot/AA-Injektion als "basaler" Wert (glycoECARbasal) genommen wird. Der höchste Wert unter den 4 Messungen nach rot/aA-Injektion wird als "max"-Wert (glycoECARmax) verwendet. Der niedrigste Messwert unter den 4 Messungen nach der 2-DG-Injektion wird als GlycoECAR2-DG verwendet.</li>
	</ol></li>
	<li>Normalisierung HINWEIS: Die Normalisierung ist unerlässlich, wenn die Messwerte von Netzhautgeweben verschiedener Altersgruppen oder zwischen Wildtyp- und pathologischen/degenerativen Proben verglichen werden, die sich in der Zellzahl unterscheiden können.<ol>
<li>Verwenden Sie kommerziell erhältliche Kits, um den DNA-Gehalt in jeder netztinalen Stanzscheibe zu bewerten33,34.</li>
		<li>Alternativ können Sie den Radioimmunrezeptionstestpuffer (RIPA-Puffer) verwenden, um das Gesamtprotein aus dem Netzhautstempel zu extrahieren und den Proteingehalt zur Normalisierung zu verwenden. HINWEIS: Die Oberfläche einer erwachsenen Mausnetzhaut wurde zuvor auf etwa 20 mm2 bestimmt, und jede Netzhaut enthält ~ 6,5 Millionen Zellen35. Daher ist jeder Netzhautstempel mit einem Durchmesser von 1 mm ~ 1/25 einer einzelnen Netzhaut und enthält ~ 260.000 Zellen. Man kann sich auf diese Zahlen beziehen, wenn man die Daten eines Netzhautstempels mit denen aus anderen Gewebeproben oder kultivierten Zellen vergleicht.</li>
	</ol></li>
</ol>

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Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Hier finden Sie detaillierte Anweisungen zur Durchführung von Mikroplatten-basierten Assays der mitochondrialen Atmung und Glykolyseaktivität unter Verwendung von ex vivo, frisch sezierten netztinalen Lochscheiben. Das Protokoll wurde optimiert, um: 1) die Verwendung eines geeigneten Assay-Mediums für ex vivo Netzhautgewebe sicherzustellen; 2) Verwenden Sie die richtige Größe von netztinalen Stanzscheiben, um OCR- und ECAR-Messwerte zu erhalten, die in den optimalen Erfassungsbereich der Maschine fallen...

Mitochondrien sind essentielle Organellen, die den Zellstoffwechsel, die Signalübertragung, die Homöostase und die Apoptose regulieren, indem sie mehrere entscheidende physiologische Prozesse koordinieren1. Mitochondrien dienen als Kraftpaket in der Zelle, um Adenosintriphosphat (ATP) durch oxidative Phosphorylierung (OXPHOS) zu erzeugen und Energie bereitzustellen, die fast alle zellulären Ereignisse unterstützt. Der Großteil des zellulären Sauerstoffs wird in Mitochondrien metabolisiert, wo er während der aeroben Atmung als letzter Elektronenakzeptor in der Elektronentransportkette (ETC) dient. Geringe Mengen an ATP können auch aus der Glykolyse im Zytosol hergestellt werden, wo Glukose in Pyruvat umgewandelt wird, das weiter in Laktat umgewandelt oder in Mitochondrien transportiert und zu Acetyl-CoA, einem Substrat im Tricarbonsäurezyklus (TCA-Zyklus), oxidiert werden kann.
Die Netzhaut ist eines der metabolisch aktivsten Gewebe bei Säugetieren2 und weist eine hohe mitochondriale Atmung und einen extrem hohen Sauerstoffverbrauch auf3. Die Stäbchen- und Zapfenphotorezeptoren enthalten eine hohe Dichte an Mitochondrien4, und OXPHOS erzeugt das meiste ATP in der Netzhaut5. Darüber hinaus stützt sich die Netzhaut auch stark auf die aerobe Glykolyse6,7, indem sie Glukose in Laktat umwandelt5. Mitochondriale Defekte sind mit verschiedenen neurodegenerativen Erkrankungen assoziiert8,9; und mit ihrem einzigartigen hohen Energiebedarf ist die Netzhaut besonders anfällig für Stoffwechseldefekte, einschließlich solcher, die mitochondriales OXPHOS4 und Glykolyse10 betreffen. Mitochondriale Dysfunktion und Defekte in der Glykolyse sind an degenerativen Erkrankungen der Netzhaut11,12 und Makula 13, altersbedingter Makuladegeneration10,14,15,16 und diabetischer Retinopathie 17,18 beteiligt. Daher können genaue Messungen der mitochondrialen Atmung und Glykolyse wichtige Parameter für die Beurteilung der Integrität und Gesundheit der Netzhaut liefern.
Die mitochondriale Atmung kann durch die Bestimmung der Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) gemessen werden. Da die Umwandlung von Glukose in Pyruvat und anschließend in Laktat zur Extrusion von Protonen in die extrazelluläre Umgebung und zur Versauerung der extrazellulären Umgebung führt, liefern Messungen der extrazellulären Ansäuerungsrate (ECAR) einen Hinweis auf den Glykolysefluss. Da die Netzhaut aus mehreren Zelltypen mit intimen Beziehungen und aktiver Synergie besteht, einschließlich des Austauschs von Substraten6, ist es unerlässlich, die mitochondriale Funktion und den Stoffwechsel im Kontext des gesamten Netzhautgewebes mit intakter Laminierung und Schaltkreise zu analysieren. In den letzten Jahrzehnten wurden die Clark-O2-Elektroden und andere Sauerstoffmikroelektroden verwendet, um den Sauerstoffverbrauch in der Netzhaut zu messen19,20,21. Diese Sauerstoffelektroden haben große Einschränkungen in der Empfindlichkeit, die Anforderung eines großen Probenvolumens und die Notwendigkeit eines kontinuierlichen Rührens der suspendierenden Probe, was normalerweise zur Störung des Zell- und Gewebekontexts führt. Das hier beschriebene Protokoll wurde unter Verwendung einer Mikroplatten-basierten Fluoreszenztechnik entwickelt, um den mitochondrialen Energiestoffwechsel in frisch seziertem Ex-vivo-Netzhautgewebe der Maus zu messen. Es ermöglicht Echtzeitmessungen von OCR und ECAR im mittleren Durchsatz gleichzeitig mit einer kleinen Probe (1 mm Stempel) von Ex-vivo-Netzhautgewebe, wobei die Notwendigkeit einer Suspension und eines kontinuierlichen Rührens vermieden wird.
Demonstriert wird hier das experimentelle Verfahren für den mitochondrialen Stresstest und den glykolytischen Geschwindigkeitstest auf frisch sezierten netztinalen Stanzscheiben. Dieses Protokoll ermöglicht die Messung von mitochondrienbedingten Stoffwechselaktivitäten in einem ex vivo Gewebekontext. Im Gegensatz zu den Assays, die mit kultivierten Zellen durchgeführt werden, spiegeln die hier erhaltenen Messwerte den kombinierten Energiestoffwechsel auf Gewebeebene wider und werden durch Wechselwirkungen zwischen den verschiedenen Zelltypen innerhalb des Gewebes beeinflusst. Das Protokoll wurde gegenüber einer zuvor veröffentlichten Version22,23 modifiziert, um es an die neue Generation des Agilent Seahorse Extracellular Flux 24-Wells (XFe24) Analysators mit Islet Capture Platte anzupassen. Das Assay-Medium, die Konzentrationen der Injektionsverbindungen und die Anzahl/Dauer der Assay-Zyklen wurden ebenfalls für das Netzhautgewebe optimiert. Für die Herstellung von netztinalen Lochscheiben wird ein detailliertes Schritt-für-Schritt-Protokoll gegeben. Weitere Informationen zum Programmaufbau und zur Datenanalyse finden Sie im Benutzerhandbuch des Herstellers24,25,26.

<table><tbody><tr><td>1X PBS</td><td>Thermo Fisher</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>2-Desoxyglukose (2-DG), 500 mM Stammlösung</td><td>Sigma</td><td>D6134</td><td>In Seahorse XF DMEM-Medium auflösen, vorbereiten</td></tr><tr><td>30-Gauge-Nadel</td><td>BD Precision Glide</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Antimycin A, 10 mM Stammlösung</td><td>Sigma</td><td>A8674</td><td>In DMSO auflösen, vorzeitig vorbereiten</td></tr><tr><td>Bam15, 10 mM Vorrat Lösung</td><td>TimTec</td><td>ST056388</td><td>In DMSO auflösen, im Voraus vorbereiten</td></tr><tr><td>Biopsie-Stanzer, 1 mm</td><td>Integra Miltex</td><td>33-31AA</td><td></td></tr><tr><td>Cell-Tak</td><td>Corning Life Sciences</td><td>CB40240</td><td></td></tr><tr><td>CO2-Erstickungskammer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Präparierzange-Dumont #5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td> Dissektion <td>mit Stright-Spitze</td></tr><tr><td> pinzette-Dumont #7</td><td>Fine Science Tools</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dissektionsmikroskop</td><td></td><td></td><td></td></tr> mit gebogener Spitze <tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D2438</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11051-10</td><td>Gebogene, gezackte Spitze</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15004-08</td><td>Gebogene Spitze</td></tr><tr><td>NaOH-Lösung, 1 M</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8263</td><td>Wässrige Lösung, Vorbereitung im Voraus</td></tr><tr><td>Rotenon, 10 mM Stammlösung</td><td>Sigma</td><td>R8875</td><td>In DMSO lösen, Vorbereitung im Voraus</td></tr><tr><td>Seepferdchen-Kalibriermedium</td><td>Agilent</td><td>100840-000</td><td></td></tr><tr><td>Seepferdchen XF 1,0 M Glukose</td><td>Agilent</td><td>103577-100</td><td></td></tr><tr><td>Seepferdchen XF 100 mM Pyruvat</td><td>Agilent</td><td>103578-100</td><td></td></tr><tr><td>Seahorse XF 200 mM Glutamin</td><td>Agilent</td><td>103579-100</td><td></td></tr><tr><td>Seahorse XF DMEM Medium</td><td>Agilent</td><td>103575-100</td><td>pH 7,4, mit 5 mM HEPES</td></tr><tr><td>Seahorse XFe24 Islet Capture FluxPak</td><td>Agilent</td><td>103518-100</td><td>mit Sensorkartusche und Islet Capture Mikroplatte</td></tr><tr><td>Seahorse XFe24, Extra Cellular Flux Analyzer</td><td>Agilent</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonatlösung, 0,1 M</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761</td><td>Wässrige Lösung, im Voraus vorbereiten</td></tr><tr><td>Superfeine Wimpernbürste</td><td>Ted Pella</td><td>113</td><td></td></tr></tbody></table>

bestimmung der mitochondrialen atmung und glykolyse in ex-vivo-netzhautgewebeproben

Determination of Mitochondrial Respiration and Glycolysis in Ex Vivo Retinal Tissue Samples

Die mitochondriale Atmung ist ein kritischer energieerzeugender Weg in allen Zellen, insbesondere in retinalen Photorezeptoren, die einen hochaktiven Stoffwechsel besitzen. Darüber hinaus weisen Photorezeptoren auch eine hohe aerobe Glykolyse wie Krebszellen auf. Präzise Messungen dieser Stoffwechselaktivitäten können wertvolle Einblicke in die zelluläre Homöostase unter physiologischen Bedingungen und in Krankheitszuständen liefern. Hochdurchsatz-Mikroplatten-basierte Assays wurden entwickelt, um die mitochondriale Atmung und verschiedene Stoffwechselaktivitäten in lebenden Zellen zu messen. Ein Großteil davon wird jedoch für kultivierte Zellen entwickelt und ist nicht für intakte Gewebeproben und für die Anwendung ex vivo optimiert. Hier wird ein detailliertes Schritt-für-Schritt-Protokoll unter Verwendung der Mikroplatten-basierten Fluoreszenztechnologie beschrieben, um die Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) als Indikator für die mitochondriale Atmung sowie die extrazelluläre Ansäuerungsrate (ECAR) als Indikator für die Glykolyse in intaktem Ex-vivo-Netzhautgewebe direkt zu messen. Diese Methode wurde verwendet, um die Stoffwechselaktivitäten in der Netzhaut der erwachsenen Maus erfolgreich zu bewerten und ihre Anwendung bei der Untersuchung zellulärer Mechanismen des Alterns und der Krankheit zu demonstrieren.

Bei den hier berichteten Daten handelt es sich um repräsentative mitochondriale Stresstests, die OCR-Spuren (Abbildung 1) und Glykolytika-Rate-Assays mit OCR-Spuren und ECAR-Spuren (Abbildung 2) zeigen, die mit frisch separierten 1 mm Netzhautstanzscheiben von 4 Monate alten transgenen Nrl-L-EGFP-Mäusen36 (C57B/L6-Hintergrund) durchgeführt wurden. Diese Mäuse exprimieren GFP spezifisch in Stäbchen-Photorezeptoren, ohne die normal...

Hier beschrieben ist ein detailliertes Protokoll zur Durchführung eines mitochondrialen Stresstests und eines Glykolytika-Rate-Assays in ex vivo Netzhautgewebeproben unter Verwendung eines kommerziellen Bioanalytikers.

Bestimmung der mitochondrialen Atmung und Glykolyse in Ex-vivo-Netzhautgewebeproben

Mitochondrial respiration is a critical energy-generating pathway in all cells, especially retinal photoreceptors that possess a highly active metabolism. ...

Dieses Protokoll ermöglicht die Echtzeitanalyse von zwei wichtigen bioenergetischen Signalwegen: mitochondriale Atmung und Glykolyse in frisch sezierten Ex-vivo-Netzhautgeweben von Mäusen. Die traditionelle Seepferdchenanalyse konzentrierte sich auf kultivierte monoschichtige Zellen, während dieses Protokoll es den Forschern ermöglicht, die mitochondriale Aktivität in frisch sezierten Geweben, insbesondere der Netzhaut, zu untersuchen. Diese Technik wird verwendet, um die Aktivitäten der Mitochondrien und Glykolyseflaggen in Netzhäuten von vererbten Netzhautdegenerations-Mausmodellen zu untersuchen.Es ist ein nützliches Werkzeug für die Netzhautforschung und hat auch das Potenzial, auf andere Gewebearten angewendet zu werden, um mögliche Therapien zu entwickeln. Der schwierigste Teil dieses Protokolls besteht darin, hochwertige Stanzscheiben von frisch sezierter Mausnetzhaut zu erhalten, daher wird empfohlen, dass die Person, die diese Technik durchführt, über gute Netzhautdissektionsfähigkeiten verfügt. Öffnen Sie am Tag vor dem Experiment die Sensorkassettenkassette und geben Sie einen Milliliter Kalibriermedium in jede Vertiefung der Versorgungsplatte.Über Nacht in einem kohlendioxidfreien Inkubator bei 37 Grad Celsius inkubieren, um die Fluorophore zu aktivieren. Bereiten Sie am Tag des Experiments das Assay-Medium in verdünnten zusammengesetzten Arzneimitteln vom Lager vor. Erwärmen Sie das Assay-Medium im 37 Grad Celsius warmen Wasserbad.Richten Sie das Assay-Programm auf der Maschine ein, wie im Textmanuskript beschrieben. Öffnen Sie den Deckel der Kassette mit den Netzeinsätzen. Pipettieren Sie acht Mikroliter der Beschichtungsmischung auf jeden Netzeinsatz und verwenden Sie dann eine Pipettenspitze, um das Tröpfchen vorsichtig zu verteilen, um die Beschichtungsmischung gleichmäßig über den Netzeinsatz zu verteilen.Schließen Sie die Kassette und lassen Sie die Netzeinsätze mindestens 25 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren, um sie zu absorbieren. Waschen Sie nach der Inkubation die Netzeinsätze, indem Sie vier Milliliter des Assay-Mediums direkt auf die Einsätze pipettieren. Schütteln Sie die Kassette vorsichtig, um sicherzustellen, dass alle Netzeinsätze mit dem Assay-Medium gewaschen werden.Um den Netzhautstempel vorzubereiten, enukleieren Sie die Augen einer erwachsenen eingeschläferten Maus und legen Sie sie in eiskaltes PBS in eine Petrischale, dann legen Sie die Petrischale unter ein Seziermikroskop. Schneiden Sie mit Mikroscheren den Sehnerv ab und entfernen Sie dann vorsichtig die extrarektusfarbenen Muskeln, die außerhalb des Augapfels angebracht sind. Stanzen Sie mit einer 30-Gauge-Nadel ein Loch am Rand der Hornhaut.Verwenden Sie dann feine Dissektionsmikrosoren, um einen kreisförmigen Schnitt entlang des Hornhautrandes zu machen. Entfernen Sie mit einer scharfen Dissektionszange die Hornhaut, die Linse und den Glaskörper aus der Augenmuschel. Machen Sie mehrere kleine Schnitte auf der Skleralschicht am Rand der Augenmuschel mit feinen Dissektionsmikrosen.Verwenden Sie zwei scharfe Dissektionszangen, um das Sklerusgewebe auf jeder Seite festzuhalten, und ziehen Sie sehr vorsichtig an der Skleralschicht, um sie von der neuralen Netzhaut zu entfernen. Wiederholen Sie dies um die Augenmuschel, bis alle Sklera entfernt ist und eine intakte Netzhautschale erhalten wird. Machen Sie radiale Schnitte an der Netzhautschale, um sie abzuflachen, und erzeugen Sie mehrere verschiedene Abschnitte mit Dissektionsmikroschern.Als nächstes schneiden Sie mit einem Biopsie-Puncher mit einem Durchmesser von einem Millimeter eine Netzhautscheibe aus jedem Abschnitt des abgeflachten Netzhautbechers. Schlagen Sie in gleichem Abstand vom Sehnervenkopf. Die vorbeschichteten Netzeinsätze mit einer Pinzette in die Dissektions-Petrischale überführen.Legen Sie mit Hilfe von zwei superfeinen Wimpernbürsten die netzhautale Stanzscheibe in die Mitte des Netzeinsatzes, wobei die Ganglienzellschicht auf der Seite nach unten das Netz berührt und die Photorezeptorschicht nach oben zeigt. Um die Sensorkassette zu laden, nehmen Sie die Kassette mit hydratisierter Sensorkassette aus dem 37 Grad Celsius großen Inkubator. Nachdem Sie die Hydro-Booster-Abdeckung entfernt haben, legen Sie die Sensorpatrone wieder auf die Versorgungsplatte.Laden Sie das gewünschte Volumen an Injektionsmasselösungen in die entsprechenden Anschlüsse, indem Sie die Pipettenspitze in einem Winkel von 45 Grad halten und die Pipettenspitze auf halbem Weg in einen Injektionsanschluss mit der Fase der Spitze gegen die gegenüberliegende Wand des Injektionsanschlusses einführen. Laden Sie die Mischung vorsichtig in jeden Port. Legen Sie die Sensorkassette zur Kalibrierung in das Gerät ein, indem Sie auf die Schaltfläche Start ausführen klicken, um das Gerätefach zu öffnen.Legen Sie die Sensorkassette in das Gerät ein und klicken Sie auf die Schaltfläche Ich bin bereit, um die Kalibrierung zu starten. Laden Sie das gewünschte Volumen des Assay-Mediums in jede Vertiefung der Inselauffangplatte. Greifen Sie mit einer Pinzette den Rand des Netzeinsatzes mit den netztinalen Stanzscheiben und nehmen Sie ihn aus der Petrischale heraus.Klopfen Sie leicht auf die Unterseite des Netzeinsatzes auf ein absorbierendes Wischtuch, um zusätzliche Flüssigkeit zu entfernen, und geben Sie sie in den Brunnen der Inselauffangplatte. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis alle Netzeinsätze mit Netzhautstempeln in die Inselauffangplatte gelegt sind, die die Hintergrundkorrekturtöpfe und die leeren Vertiefungen mit leeren Netzeinsätzen füllt. Drücken Sie mit zwei Graefe-Pinzetten vorsichtig und vorsichtig auf den Rand jedes Netzeinsatzes und stellen Sie sicher, dass diese sicher an der Unterseite der Inselauffangplatte eingesetzt werden.Legen Sie die beladene Inselauffangplatte fünf Minuten lang in einen 37 Grad Celsius heißen Inkubator, um sich aufzuwärmen, und werfen Sie dann die Versorgungsplatte nach Abschluss der Kalibrierung aus. Ersetzen Sie es durch die Inselauffangplatte, die Netzhautstempel enthält, und setzen Sie den Assay-Lauf fort, indem Sie auf die Schaltfläche Wägezellenplatte klicken. Nachdem der Lauf abgeschlossen ist, werfen Sie die Sensorkassette und die Inselerfassungsplatte mit Netzhautstempeln aus, indem Sie auf die Auswurftaste klicken, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche Fertig, damit die Daten automatisch als ASYR-Datei gespeichert werden und der Bildschirm automatisch zur Ergebnisanzeige wechselt.Der mitochondriale Stress-Assay, der einen OCR-Spuren- und Glykolytraten-Assay zeigt, der sowohl OCR- als auch ECAR-Spuren zeigt, wurde mit frisch sezierten retinalen Stanzscheiben von einem Millimeter durchgeführt. Im mitochondrialen Stresstest wurde Bam15 injiziert, um den Protonengradienten von der mitochondrialen ATP-Produktion zu entkoppeln, was zu einem Anstieg der OCR auf ein maximales Niveau führte. Rotenon und Antimycin A wurden injiziert, um die Atmung der Mitochondrien am ersten bzw. dritten Komplex zu hemmen, was zu einem Abfall der OCR auf das minimale Niveau führte.Die Differenz zwischen dem maximalen OCR-Spiegel und der letzten Messung des basalen OCR-Spiegels spiegelt die mitochondriale Reservekapazität wider. Im glykolytischen Ratentest schaltet die Injektion von Rotenon und Antimycin A die mitochondriale Atmung ab und treibt die Glykolyse nach oben. Die Glykolyse wird durch Injektion von 2-Desoxy-d-Glucose ergriffen, die mit Glucose um die Hexokinase-Bindung konkurriert, wodurch das ECAR auf das minimale Niveau sinkt.Die Differenz zwischen dem maximalen Glyko-ECAR-Gehalt im letzten Maß des Glyko-ECAR-Basalspiegels spiegelt die Glykolysereservekapazität wider. Um zuverlässige Daten zu erhalten, ist es wichtig, eine gute Qualität der netztinalen Stanzscheiben zu erhalten und die Gesamteinsektionszeit innerhalb von 1,5 Stunden zu begrenzen. Nach dem Experiment kann man die DNA des Proteingehalts einer Netzhautscheibe in einem Brunnen quantifizieren und daraus die Seepferdchendaten normalisieren.Also wurde dieses Protokoll verwendet, um Entwicklung, Alterung und Krankheit in der Netzhaut zu untersuchen. Die Gewebepräferenz oder -abhängigkeit von verschiedenen Brennstoffsubstraten wie Glukose oder Fettsäuren wurde ebenfalls analysiert.

determination-mitochondrial-respiration-glycolysis-ex-vivo-retinal

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Verfahren zur Biopsie des Vastus lateralis, Herstellung von gereinigtem Mitochondrien und respirometrischen Profiling beschrieben. Die Verwendung von kleinen Muskelvolumen macht diese Technik für klinische Forschung.

Vorbereitung und Respirometrische Bewertung der Mitochondrien isoliert aus dem Skelettmuskelgewebe durch perkutane Nadelbiopsie Erhalten

Die vorgestellten Methoden bieten Schritt-für-Schritt-Anleitungen für die Durchführung einer Sammlung von mikrotiterplattenbasierten respirometrischen Assays unter Verwendung isolierter Mitochondrien aus minimalen Mengen von Maus-Skelettmuskeln. Diese Assays sind in der Lage, mechanistische Veränderungen/Anpassungen des mitochondrialen Sauerstoffverbrauchs in einem häufig verwendeten Tiermodell zu messen.

Verwendung von isolierten Mitochondrien aus minimalen Mengen an Maus-Skelettmuskel für die Hochdurchsatz-Mikroplatten-Atemmessungen

Hochauflösende Respirometrie verwendet mitochondrialen Sauerstoffverbrauch zu bestimmen. Dies ist eine einfache Technik mitochondrialen Atmungskette Komplexe '(I-IV) Atmungsraten, maximale mitochondrialen Elektronentransportsystemkapazität und mitochondrialen Außenmembran Integrität zu bestimmen.

Hochauflösende Respirationstest zur Beurteilung mitochondrialen Funktion in permeabilisierten und Intakte Zellen

In diesem Papier wird eine Methode zur Messung von Sauerstoff-Verbrauch mit hochauflösender respirometrie in permeabilized Thoraxes von Drosophila beschrieben. Diese Technik erfordert eine minimale Menge an Gewebe im Vergleich zur klassischen mitochondriale Isolierung-Technik und die erzielten Ergebnisse mehr physiologisch relevant sind.

Messung der mitochondrialen Sauerstoffverbrauch in Permeabilized Fasern von Drosophila mit minimalen Mengen von Gewebe

Dieses Verfahren beschreibt Echtzeit Aufnahme von Sauerstoff-Verbrauch und extrazelluläre Übersäuerung Preise in explantierten Maus retinalen Gewebe mit einer extrazellulären Flux-Analyzer.

Messung des Energiestoffwechsels in explantierten Netzhautgewebe extrazelluläre Flux-Analyse

Wir entwickelten ein praktisches Protokoll und einen analytischen Ansatz zur Bewertung der mitochondrialen oxidativen Phosphorylierung und Der Elektronentransferkapazität in frischen Tumorhomogenaten. Dieses Protokoll kann leicht angepasst werden, um verschiedene mitochondriale Funktionen zu überwachen, die zur Entstehung, Progression und Ansprechen auf die Behandlung von Krebs beitragen.

Analytische Bestimmung der mitochondrialen Funktion von exzidierten soliden Tumorhomogenaten

Hier beschreiben wir eine detaillierte Methode zur Isolierung der Mitochondrien aus der Skelettmuskulatur der Maus und die anschließende Analyse der Atmung mittels Oxygen Consumption Rate (OCR) unter Verwendung von mikroplattenbasierten respirometrischen Assays. Diese Pipeline kann angewendet werden, um die Auswirkungen mehrerer umweltbedingter oder genetischer Eingriffe auf den mitochondrialen Stoffwechsel zu untersuchen.

Isolierung von Mitochondrien aus der Skelettmuskulatur der Maus für respirometrische Assays

Der Stoffwechselstatus menschlicher retinaler Pigmentepithelzellen (H-RPE) spiegelt deren Gesundheit und Funktion wider. Hier wird ein optimiertes Protokoll zur Untersuchung des Echtzeit-Stoffwechselflusses von H-RPE mittels hochauflösender Respirometrie vorgestellt.

Echtzeitanalyse der Bioenergetik in primären humanen retinalen Pigmentepithelzellen mittels hochauflösender Respirometrie

Wir stellen ein neuartiges Gerät zur Messung des Sauerstoffverbrauchs (OCR) in retinalen Pigmentepithelkulturen (RPE) vor. Das Gerät kann die OCR wochenlang an RPE messen, das auf Standard-Zellkulturplatten mit Standardmedien gezüchtet wurde, während sich die Platten in einem Standard-Zellkulturinkubator befinden.

Langzeitüberwachung des Sauerstoffverbrauchs in hochdifferenzierten und polarisierten retinalen Pigmentepithelkulturen

Dieses Protokoll beschreibt eine kosteneffiziente Methode zur Durchführung eines Glykolyse-Stresstests zur Quantifizierung der metabolischen Umprogrammierung in primären Maus-Mikroglia. Nach Isolierung und entzündlicher Stimulation wird die extrazelluläre Versauerungsrate (ECAR) mit frisch hergestellten, pH-angepassten Reagenzien gemessen, gefolgt von einer Proteinnormalisierung, um eine genaue und reproduzierbare Bewertung glykolytischer Verschiebungen zu ermöglichen.

Untersuchung der Glykolyse in primären Mikroglia mittels extrazellulärem Flussassay

Erfahren Sie die Messung mitochondrialer Atmung und Glykolyse in ex-vivo-Netzhautgewebeproben. Diese Methode ermöglicht Echtzeitanalysen zur Untersuchung retinaler Stoffwechselmechanismen.

Bestimmung der mitochondrialen Atmung und Glykolyse in Ex-vivo-Netzhautgewebeproben

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