Aislamiento y diferenciación de Th17 Naïve linfocitos T CD4

Los linfocitos T CD4 + (células T) juegan un papel crítico en la defensa inmunitaria mediada por sistema contra microorganismos infecciosos. Por el contrario, las células T también están íntimamente asociados con la aparición y progresión de las enfermedades autoinmunes como la diabetes tipo 1, el lupus eritematoso sistémico, y artritis reumatoide. Linfocitos T CD4 + se activan a través de una combinación de receptor de células T (TCR) interacciones con el antígeno cognado / complejo mayor de histocompatibilidad II (CMHII) moléculas, y las interacciones de los receptores CD28 con B7.1/B7.2 ligandos ^15. Además de la provisión de la estimulación de TCR y CD28 co-estimulación, las células presentadoras de antígeno también proporcionan un entorno de citoquinas, que determina el estado de diferenciación de los linfocitos T, dirigiendo de ese modo la respuesta del linfocito T al antígeno dado. Interacciones patógeno Distinct / célula presentadora de antígeno crean ambientes de citoquinas distintas, que sesgar los linfocitos T por distintas vías se centraron en la eliminación del patógeno desencadene. Desafortunadamente, T vías efectoras de los linfocitos, originalmente destinadas a eliminar los patógenos invasores, pueden ser erróneamente dirigidos contra los tejidos propios ^15. Por lo tanto, una mejor comprensión del estado de diferenciación cada uno distinto del subconjunto de células T CD4 + es crucial para nuestra comprensión de cómo modular el equilibrio entre la eliminación de patógenos y la tolerancia a la libre.

Además de la Th1, Th2, y T reguladoras vías de diferenciación de células inducibles, linfocitos T vírgenes también pueden ser impulsados ​​por citoquinas por la vía Th17. Mientras que las células Th1 patógenos intracelulares de combate, las células Th2 eliminar los patógenos extracelulares, y las células T reguladoras (Tregs) minimizan las respuestas inflamatorias ^{1, 16;} células Th17 juegan un papel importante en la eliminación de bacterias extracelulares y hongos. Células Th17 se denotan generalmente por la expresión del factor de transcripción específico de linaje RORγT y producción de IL-17A, que promueve la activación de los macrófagos y neutrófilos ^{1, 7.}

Células Th17 han sido implicados en varios trastornos autoinmunes, y sus modelos de roedores asociados. Por ejemplo, se ha demostrado que la IL-23 (que se requiere para mantener el fenotipo Th17), pero no de IL-12, era el culpable central en la encefalitis autoinmune experimental (EAE), el modelo de enfermedad de roedor para MS. Posteriormente, se ha demostrado que la reducción en la producción de IL-17 se correlacionan con la prevención de EAE ^{2, 6, 17.} Por otra parte, las células Th17 se han asociado con otros trastornos autoinmunes como la artritis y el lupus eritematoso sistémico (LES) ^{10, 16.} IL-23 p19 deficientes ^{- / -} ratones mostraron tener números muy bajos de células Th17, y son resistentes al desarrollo de la EAE no sólo, sino también la artritis inducida por colágeno-, un modelo para la artritis reumatoide ^{10, 18.} Además, los ratones tratados con anticuerpos neutralizantes de IL-17A popaer Además, se constató la aparición de la artritis inducida por colágeno para tener la resolución del daño articular ^18. Cabe señalar que el papel de las células Th17 en la progresión de la enfermedad autoinmune aún no se ha caracterizado como la investigación reciente también ha demostrado un papel protector de las células Th17 en la diabetes ^{9, 11} y la inflamación intestinal ¹⁴ Tipo 1. Estos estudios confirman la importancia de la diferenciación de Th17 en la autoinmunidad.

In vitro diferenciación Th17 es un método necesario en la investigación de células T debido a que hay al menos dos preguntas desconcertantes que requieren una mayor investigación: 1) ¿Cómo funciona exactamente la IL-6 regulan el equilibrio entre Treg y Th17 diferenciación, y 2) ¿Cuáles son los mecanismos exactos detrás de la IL-17 inducida-trastornos inflamatorios? Nuestro método emplea células CD4 + CD25-T a partir de los bazos y ganglios linfáticos de los C57BL / 6 de ratón. Es importante señalar que a pesar de que es posible inducir la diferenciación de Th17 utilizando un impuropoblación, la adquisición de al menos un 80% pura CD4 + población de células CD25-T niega cualquier preocupación de la contaminación y asegura más exitosos resultados de la diferenciación Th17. Con el fin de lograr la diferenciación de Th17 adecuada, las células CD4 + CD25-T se incuban en la presencia de anti-CD3 y anti-CD28, que proporcionan las señales de activación, 1 y 2, respectivamente, y la IL-6, y TGF-β. Aunque se ha informado de que la IL-23 solo se puede utilizar para lograr la diferenciación de Th17, más tarde se demostró que la IL-23 es necesaria para la estabilidad de la población de células Th17, pero TGF-β IL-6 y son esenciales para la diferenciación de Th17 ^{3, 18, ​​19.} Estudios murinos han demostrado que el receptor de IL-23 se expresa en células T CD4 + sólo después de que han sido estimuladas con IL-6 y TGF-β ^{13, 18.} Además, las células Th17 desarrollarán con éxito en la presencia de anticuerpos IL-23 de bloqueo, siempre y cuando están presentes ^{18, 19} TGF-β IL-6 y. Como tal, esta diferenciación Th17 protocolo provIDES las condiciones apropiadas para inducir exitosamente Th17 diferenciación. Desarrollo de una mejor comprensión de los mecanismos subyacentes de Th17 la diferenciación y la IL-17 de producción presentar la oportunidad para el desarrollo de mejores terapias dirigidas a los trastornos autoinmunes ^13.

Todo uso de los animales se realizó de conformidad con los protocolos aprobados por el Comité de Cuidado de Animales institucional y el uso.

1. Preparación de Mezclas y Medios de Comunicación

1. Estéril de pH de PBS: 7,3 (1 L)
   0,23 g NaH ₂ PO ₄
   1,15 g de Na ₂ HPO ₄
   9,0 g de NaCl
   Recoger el volumen con agua DI. Esterilizar con autoclave.
2. Cultivo Celular Medios (100 ml)
   89 ml de RPMI
   10 ml de 10% de FBS
   1 ml Antibiótico antimicótico (ABAM) 100 mg 50 mM 2-mercaptoetanol (3,5 mg de stock 2-mercaptoetanol a 96,5 mg de PBS)
3. FACS buffer (Fluorescente Activación clasificación de células) (Para ser usado durante la citometría de flujo) FBS al 2% en PBS estéril
4. iTh17 Mix (Basado en el número de muestras, determinar el volumen necesario para todas las mezclas y los medios de comunicación)
   1,5 mg / ml de anti-CD28
   20 ng / ml de IL-6
   5 ng / mlTGF-β

2. Celdas se chapada en triplicado, bajo las siguientes condiciones

1. Placa unido anti-CD3, anti-CD28 (esto es la mezcla de control de activación).
2. iTH17: placa unida anti-CD3, anti-CD28, IL-6, TGF-β.

3. Unido a la placa anti-CD3 (10 g / ml)

Se recomienda que la preparación de placas unidos a la placa anti-CD3 se hace al menos 4 horas antes de la hora células se añaden a las placas.

1. Añadir 30 l anti-CD3 a los pocillos (anti-CD3 se diluye en PBS estéril) de un nuevo de 96 pocillos de fondo en U Microtest placa de cultivo de tejidos, y toque los lados de la placa para asegurar una cobertura uniforme de los pozos. Se incuba a 37 ° C durante 4 horas y luego refrigerar hasta que sea el momento de añadir las mezclas y las células a la placa.

4. Ratón Disección

1. Este protocolo se basa en el uso de ratones C57BL / 6 micrófonoe, de 3-8 meses de edad, y comprado de El Laboratorio Jackson (Bar Harbor, ME).
2. Sacrificio de ratón utilizando asfixia de CO _2, y confirmar la muerte con dislocación cervical posterior.
3. Esterilizar ratones herramientas de disección y área de la incisión con etanol al 70% y comenzar la disección.
4. Desde el punto de vista ventral, agarra la piel que es anterior a la abertura de la uretra y comenzar a cortar con tijeras hasta la línea media ventral hasta llegar a la zona de la barbilla. Tome precauciones para no desgarrar o cortar en el revestimiento de la pared peritoneal.
5. Tire hacia atrás de la piel y de definir para permitir el acceso cómodo a los ganglios linfáticos durante la extracción.
6. Los ganglios linfáticos y bazos recogidos todos serán retirados con pinzas, y se colocan en una placa de Petri estéril que contiene 5 ml de tampón de autoMACS compró de Miltenyi Biotec (refiérase a las Figuras 2 y 3 para los ganglios linfáticos y los diagramas de la extirpación del bazo).
   1. Retire los ganglios linfáticos axilares que estánencontrado cerca de la axila (axila) detrás de los músculos pectorales de cada ratón.
   2. Retire los ganglios linfáticos braquial que se encuentran en los tejidos conectivos situados cerca de cada axila.
   3. Retire los ganglios linfáticos cervicales superficiales que se encuentran en el cuello de cada ratón.
   4. Retire los ganglios linfáticos inguinales que se encuentran en la región de la cadera en la conjunción de los 3 vasos sanguíneos.
   5. Para acceder a los ganglios linfáticos mesentéricos, cortados a través de la membrana peritoneal hasta la línea media ventral. Los ganglios linfáticos mesentéricos se encuentran en el tejido conectivo que mantiene juntos los intestinos. Se encuentran generalmente en una serie de 4-8 nudos, y pueden aparecer como un "collar de perlas". Asegúrese de sacar toda la cadena.
   6. El bazo se encuentra en la zona abdominal, detrás del estómago y los intestinos. Retírelo tirando y lo extraiga de páncreas.
7. Moler órganos bajo una campana estéril utilizando 2 preparaciones microscópicas esmerilado. Coloca los ganglios linfáticos o el bazo enel lado esmerilado de un portaobjetos de microscopio, y frotar con el lado mate de la segunda diapositiva hasta desintegrado. Repita hasta que todos los ganglios linfáticos y el bazo se han molido.

Nota: Se recomienda comenzar con los ganglios linfáticos y terminar con el bazo, mientras que la sangre será más difícil ver los ganglios linfáticos restantes en el búfer autoMACS.

9. Para filtrar los órganos de tierra en una suspensión de células individuales, empezar por plegado de una pieza de 40 m de nylon material varias veces, y colocando en la parte superior de un tubo de centrífuga de 15 ml. El material de nylon debe ser aproximadamente 3 x 3 cm
10. Utilice una jeringa de 5 ml y aguja de 21 G para aspirar los 5 ml de autoMACS Operando órganos de amortiguamiento y de tierra. Dispensar lentamente en el material de nylon plegado. Tenga cuidado de no perforar el material con la aguja.

Nota: Una vez que se consigue suspensión de células individuales, la solución debe aparecer como una solución pálida, consistente con ninguna Visible pedazos de tejido sólido. Si se mantienen sólidos, vuelva a aspirar y dispensar a través de una nueva pieza plegada de nylon colocada en un nuevo tubo de centrífuga de 15 ml.

11. Siempre mantenga las células en hielo cuando no esté en uso.

5. Separación Celular

1. Para obtener resultados óptimos, obtener al menos un 80% pura CD4 + población de células CD25 través autoMACS separador celular Pro usando el MACS CD4 + CD25 + T reguladoras kit de aislamiento de células, el ratón. El protocolo para la retención negativo de la población de células CD25 + CD4 se obtiene a través de Miltenyi Biotec.

6. La diferenciación Th17

1. Recoger la población de células CD25 + CD4 después de la separación con el separador de células autoMACS Pro.
2. Contar las células diluidas en una relación de 1:1000 con azul de tripano usando un hemocitómetro.
3. Una vez que la concentración se ha determinado a partir de los recuentos de células, se diluye la suspensión de células a 1 x 10 ⁶ células / ml en medio de cultivo celular.
4. Saque placas de 96 pocillos con plato obligado anti-CD3 después de 4 horas.
5. Lavar los pocillos recubiertos con anti-CD3 con 200 l de PBS. Repite 2 veces.
   1. Para lavar añadir 200 l de PBS estéril a pocillos recubiertos con anti-CD3 y eliminar de PBS en un recipiente de residuos.
6. Añadir 100 l de la mezcla iTh17 o mezcla de control de activación (véase el punto # 2) a los pocillos por triplicado.
7. Añadir 100 l de células a cada pocillo en el que ya sea la mezcla de Th17 o la mezcla de control de activación ha sido colocado.
8. Se incuban las células durante al menos 72 horas o hasta 5 días (diferenciación Th17 puede obtener después de 72 horas o después de 5 días.)
9. La diferenciación de Th17 puede ser evaluada por tinción de citometría de flujo y análisis intracelular, ELISA, o qPCR

7. La activación celular (sólo es necesario para la tinción intracelular)

1. Retire placas de 96 pocillos de incubación al final de cualquiera de las 72 h o 5 días
   1. Recordemos que Th17 differentiation se puede lograr ya sea después de 72 horas o 5 días.
2. Para cada condición (por ejemplo, control de la activación o iTh17), transferir las células que se encuentran en triplicado en un pocillo de una placa de cultivo celular de 24 pocillos. Las células para una condición ahora se han agrupado en un pocillo de la placa de cultivo de 24 pocillos, en lugar de ser por triplicado en la placa de cultivo así fondo en U 96.
3. El volumen total de cada pocillo en la placa de cultivo celular de 24 pocillos es ahora 600 l. Elevar el volumen de cada pocillo a 1 ml con medio de cultivo celular.
4. Añadir PMA (acetato miristato de forbol) (50 ng / ml), ionomicina (1 M), y BFA (Brefeldina-A) (10 g / ml) a cada pocillo en la placa de cultivo celular de 24 pocillos a las concentraciones listadas.
5. Incubar a 37 ° C durante 4 h.

8. La tinción intracelular

1. Las células se tiñen con los marcadores extracelulares e intracelulares deseados para el análisis de citometría de flujo. Para detectar la presencia of IL-17, la tinción intracelular se realiza con anticuerpos anti-IL-17A. Marcadores de superficie extracelulares recomendados incluyen CD4, CD8, y CD25.
   1. Utilice el intracelular de citoquinas tinción Starter Kit-Ratón de BD Bioscience para la tinción intracelular de IL-17.
   2. Para cada muestra, las células de pellets, eliminar el sobrenadante, y resuspender el sedimento de células en 200 l de tampón FACS (2% de FBS en PBS).
   3. Transferencia de células resuspendidas a 96 citometría de flujo de células placa.
   4. Haga girar las celdas hacia abajo durante 5 min a 1200 rpm y eliminar el sobrenadante.
   5. Añadir 200 l de tampón FACS PBS, centrifugar durante 5 min a 1200 rpm, y desechar el sobrenadante.
   6. Resuspender las células en 100 l de tampón FACS y se aplican 100 l de anticuerpo extracelular (Ab) de la mezcla (mezcla extracelular Ab se hace en tampón FACS). Incubar durante 15 min a TA, cubiertas con papel de aluminio.
   7. Repita el paso 8.1.4.
   8. Repita el paso 8.1.5 2x.
   9. Resuspender las células en 100 l de BD Cytofix / Cytoperm Buffer. Incubcomió durante 20 min a TA, cubierto con papel de aluminio.
   10. Añadir 100 l de tampón 1x BD Perm / Wash, centrifugar durante 5 min a 1200 rpm y eliminar el sobrenadante. Repita.
   11. Añadir 50 l de mezcla intracelular Ab. (Mezcla intracelular Ab se hace en 1x BD Perm / Wash) Incubar durante 15 min a TA, cubierto con papel de aluminio.
   12. Repita el paso 8.1.10.
   13. Resuspender las células en 200 l de BD tinción Buffer.
   14. Coloque células resuspendidas en citometría de flujo tubos que contienen 200 l BD tinción Buffer (volumen final es de 400 l).
   15. Almacenar a 4 ° C hasta que las muestras están listas para ser leído.

9. Análisis de citometría de flujo

1. Puerta población de células vivas.
2. De la población de células vivas, puerta de CD4 + CD8-población.
3. De la población CD8-CD4 +, la puerta de la IL-17A + población.
   1. En base a los resultados experimentales anteriores, el 100% de la IL-17A + población será CD25 +.

* Total de los recuentos de células absolutas se obtuvieron después de la puesta en común de los triplicados de muestras
** Número absoluto de células CD4 + CD25 + IL-17A + se determina multiplicando el número total de células en el porcentaje de puerta en vivo y el porcentaje del total de células que llevan los marcadores específicos de linaje, CD4, CD25, y la IL-17A, como determinado por citometría de flujo.

10. qPCR y ELISA

1. Las células de ubicación no se utilizan para el análisis de citometría de flujo en un tubo Eppendorf de 1,5 ml y se centrifuga a 13.000 rpm durante 5-10 min. Las células que se encuentran en el sedimento de células después de la centrifugación se utilizaron para el análisis de qPCR. Se realizó un análisis qPCR utilizando PTC-200 Peltier termociclador (BioRad).
2. Recoger el sobrenadante de los tubos se centrifugaron durante las pruebas ELISA. IL-17A ELISA se realizaron con par de anticuerpos TC11-18h10 (captura, número de catálogo 555068) y TC11-8H4 biotina (detección, número de catálogo 555067) adquirió de BD Biosciences. IL-17A ELISA standards se obtuvieron de eBioscience (número de catálogo 14-8171-80).
3. Después de retirar el sobrenadante, resuspender las células restantes que se utilizarán para qPCR en 175 tampón de lisis de ARN l (usar inmediatamente para la extracción de RNA, síntesis de ADNc, y qPCR, o tienda a -80 ° C para su uso posterior).
   1. Consulte la Tabla II para primer secuencias de IL-17A y actina (gen mantenimiento de la casa)

Este protocolo de diferenciación de Th17 comienza con la extracción del bazo y la axilar, braquial, mesentérica, de cuello uterino, y los ganglios linfáticos inguinales. Una representación de las ubicaciones de cada uno se puede encontrar en las Figuras 2 y 3. Las figuras 1 y 5 tanto proporcionan una representación visual de los métodos descritos en este protocolo.

Este protocolo se centra en la diferenciación Th17 de la población de linfocitos CD4 + CD25-T. Es importante tener en cuenta la eficiencia con la separación celular autoMACS Pro enriquece nuestra CD4 + CD25 deseada en la población en el total de los ganglios linfáticos y el bazo agrupada (Figura 4). El, nodo de linfa no fraccionada agrupado y esplenocitos, y las fracciones separadas autoMACS-se tiñeron con anticuerpos anti-CD25 y antiCD4 seguido por análisis de citometría de flujo (Figura 4). Figura 4A muestra un perfil representativo del porcentaje de CD4 + CD25 +y CD4 + CD25-linfocitos presentes en las no fraccionadas, los ganglios linfáticos y el bazo agrupadas por citometría de flujo. El procedimiento de aislamiento también proporciona una población de células CD4 + CD25 + Treg enriquecido a partir de ratones C57BL / 6 que puede ser utilizado en experimentos adicionales (Figura 4B). Figura 4C muestra nuestra enriquecimiento celular deseada con una población que es 84% de células CD4 + CD25-T, con la gran mayoría de las células CD4 + CD25 + células T reguladoras eliminado. Consistentemente Tenemos una pequeña población de células no linfoides que está presente en las células CD4 + CD25-enriquecido, pero no interferimos en el proceso de diferenciación (Figura 4C). Nuestra población de células CD4 + CD25-T enriquecido ayuda a asegurar una diferenciación Th17 más éxito.

La Figura 5 muestra un esquema de nuestro procedimiento de diferenciación de Th17. Nuestra enriquecido CD4 + CD25-población está ya sea incuba en condiciones de diferenciación Th17 (anti-CD3, anti-CD28, IL-6, y TGF-β) o control (anti-CD3, anti-CD28). Se puede observar en la Figura 6 que mientras que la incubación de los linfocitos CD4 + CD25-T con anti-CD3, anti-CD28 durante 5 días cedidos T CD25 + linfocitos, incubación bajo Th17 condiciones de inducción produjo un subconjunto de IL17 la producción de CD4 + CD25 + linfocitos. Por favor consulte la Tabla 1 para ver ejemplos de CD4 + CD25 + IL-17A + rendimientos absolutos el número de células después de la incubación 5 días en condiciones iTh17.

Estado de diferenciación Th17 más se puede evaluar a través de PCR cuantitativa y ELISA. Figura 7 presenta datos de enriquecido linfocitos CD4 + CD25-T incubados bajo control o condiciones Th17 inductores. Linfocitos CD4 + CD25-T incubadas bajo condiciones Th17 hasta de regular IL17A, que puede determinarse a través de qPCR (Figura 7A) y ELISA (Figura 7B). El factor de transcripción-Th17 específica RORγT también está regulada positivamente por las células CD4 + CD25-T incubadas bajo condiciones que inducen Th17, y se puede determinar Through qPCR (Figura 7).

Figura 1. Th17 esquemática Diferenciación. 1. Pozos capa de fondo en U placa de 96 pocillos con anti-CD3 (10 mg / ml) diluido en PBS. 2. Coloque la placa en la incubadora durante 4 horas a 37 ° C. Mientras que la placa está incubando, diseccionar los ganglios linfáticos (LN) y el bazo de ratón. Moler órganos y filtrar para obtener una suspensión de células individuales. Aislar las células CD4 + CD25-T utilizando el kit de aislamiento de células CD4 + CD25 + T reguladoras y Miltenyi autoMACS Pro Separador. CD25 de las células CD4 + se deben diluir a 1 x 10 6 células / ml. 3. Una vez 4 horas de incubación de la placa de 96 pocillos es completa, se lavan los pocillos con PBS (200 l / pocillo) 3x. 4. Añadir 100 l de CD4 + células CD25-T a la placa-atados (PB) anti-CD3. pocillos recubiertos 5. Añadir 100 l anti-CD28 o 100 l iTh17 cocktail (antiCD28, TGF-β e IL-6). 6. Incubar la placa durante 3 o 5 días a 37 ° C. Después de la incubación evaluar la diferenciación mediante tinción intracelular, qPCR, y / o ELISA.

Figura 2. Guía Disección LN. A) de los ganglios linfáticos 1 braquial se puede encontrar en el tejido conectivo situado cerca de cada axila (sobaco) del ratón. B) de los ganglios linfáticos axilares 1 se puede encontrar en cada axila, detrás de los músculos pectorales. C) Los ganglios linfáticos mesentéricos se encuentran en el tejido conectivo de los intestinos. Se asemejan a una cadena de perlas. D) 4 ganglios linfáticos cervicales superficiales se encuentran en el cuello del ratón. E) 2 ganglios linfáticos inguinales (1 en cada lado) pueden estar ubicados en la región de la cadera en la ubicación en 3 vasos sanguíneos se reúnen .

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Figura 3. Bazo guía disección. Bazos de ratón se encuentran en el lado izquierdo del cuerpo detrás del estómago y los intestinos. Simplemente quite tirando y separando con las pinzas.

Figura 4. Fracciones de células de LN agruparon y células de bazo antes y después de las células autoMACS Pro separación. Una) LN y el bazo se tiñeron, ex vivo, para establecer poblaciones de células de línea de base antes de la separación. Después de la separación, CD4 + CD25 + (B) + y CD25 de las fracciones de CD4 (C) se tiñeron para evaluar la pureza de las células CD4 + CD25 + y las poblaciones de linfocitos CD4 + CD25-T, respectivamente. Todas las muestras se tiñeron con CD4 + y CD25 + anticuerpos y se analizaron por citometría de flujo.

Figura 6. La diferenciación de Th17 evaluó por citometría de flujo. CD4 + CD25-T linfocitos se incubaron en presencia de placa determinada anti-CD3, anti-CD28, IL-6, y TGF-β (iTh17) o unido a la placa anti-CD3 y anti-CD28 solo (control) para 5 días. Las células fueron activadas con PMA e ionomicina durante 4 horas a 37 ° C. Después de la activación, las células fueron teñidas con anti-CD4, anti-CD8, anti-CD25, y los anticuerpos anti-IL-17A para el análisis de citometría de flujo para evaluar la diferenciación de Th17. iTh17 = Th17 c inducirondiciones.

Figura 7. La diferenciación de Th17 evaluado por qPCR y ELISA. Los linfocitos de ratones C57BL / 6 ratones fueron ordenados y las células CD4 + CD25-T se incubaron en presencia de unidos a la placa anti-CD3 (10 g / ml), anti-CD28 (1.5 mg / ml ), IL-6 (20 ng / ml), y TGF-β (5 ng / ml) o unido a la placa anti-CD3 y anti-CD28 solo (control) durante 5 días.) Células A continuación se recogieron para evaluar RORγT y expresión de mensajes a través de la IL-17A. qPCR B) Los sobrenadantes se recogieron para determinar la IL-17A expresión de proteínas por ELISA.

No hay revelaciones para declarar.