Name: El diagnóstico de ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Aprenda métodos diagnósticos para detectar ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio mediante examen de piel, heces y contenido intestinal. Estas técnicas garantizan la salud de las colonias animales.

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1. Endoparásitos examen (Tabla 1) 1. Prueba de la cinta perianal (véase también la sección 5, los cuales generalmente se realizan al mismo tiempo) <ol><li> Quite un trozo de claro, no mate, cinta de celofán de un dispensador. La cinta debe ser lo suficientemente largo para manejar por un fondo sin haber tocado la mitad (aproximadamente 5 cm). Puede ser más fácil prescindir de varias longitudes de una sola vez, uniéndolos a la orilla de una superficie de trabajo limpia y usar cuando sea necesario. </li><li> Levantar un ratón de la jaula y el lugar en la tapa jaula, sujetándolo por la cola. Realizar esta acción en una cabina de flujo laminar o gabinete de bioseguridad, si el estado de salud del animal lo requiere. </li><li> Restringir el ratón por la cola, levantando las patas traseras de la jaula. Sujete el extremo de la cinta entre los dedos pulgar e índice, a continuación, aplicar la mitad de la cinta con firmeza para el perineo con el ratón, incluyendo el área varias veces perianal. El pelo debe ser visto para ser adherente a la cinta para que el ensayo puede considerarse positivo. </li><li> Vuelva a colocar el ratón en la jaula. </li><li> Coloque una gota de aceite mineral en un portaobjetos de vidrio etiquetados limpia, aplique la cinta a la diapositiva, y luego otra gota de aceite mineral. Cubra con una hoja de cubierta de vidrio. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. La prueba de la cinta perianal es el mejor en la detección de huevos Syphacia, aunque otros huevos del parásito se encuentran a veces. </li></ol> 2. Flotación fecal <ol><li> Ensamble solución de flotación, un frasco de fondo plano (vial píldora o el dispositivo de flotación fecal como Ovatector), placa de Petri, cubreobjetos, portaobjetos de microscopio, y el aplicador / pega agitación. Solución de flotación, como Fecasol, debe tener un peso específico de 1.20 a 1,30 y se pueden hacer de diferentes sales de sodio, azúcar, sulfato de zinc, o adquiridos comercialmente. (Tabla 2) </li><li> Recoger 2-5 pellets fecales de la jaula o el fresco del animal (s) en la cámara de flotación. Si las heces son extremadamente secas, ya sea por edad o por las especies productoras de la materia fecal, humedeciendo las heces con 500 l de solución salina al 0,9% puede ser beneficiosa. </li><li> Colocar el vial en la placa de Petri para proteger la superficie de trabajo de desbordamiento de heces disueltas. Añadir un pequeño volumen de medio de flotación y el puré y revuelva bien. No hay grandes trozos de material debe permanecer. Continúe agregando medio de flotación hasta que se forma un menisco por encima del borde del vial. </li><li> Coloque la hoja de la cubierta en el menisco y se incuban a temperatura ambiente durante 15 minutos. Huevos de parásitos y algunos ooquistes de protozoos subirá a la cima y se adhieren a la hoja de la cubierta. </li><li> Después de la incubación, levante y se invierte el cubreobjetos. Coloque el cubreobjetos sobre un portaobjetos de vidrio. </li><li> Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> Aunque de baja tecnología y fácil de realizar, en general, esta técnica no se recomienda para los ratones o ratas. Como regla general, es más adecuada para los animales que producen un mayor volumen de las heces. </li></ol> 3. Concentración de materia fecal y la centrifugación <ol><li> Ensamble solución de flotación, tubo de centrífuga, cubreobjetos, portaobjetos de microscopio, y el aplicador / pega agitación y las tapas del tubo. Solución de flotación deben tener un peso específico de 1.18 a 1.30 y se pueden hacer de diferentes sales de sodio, azúcar, sulfato de zinc, o adquiridos comercialmente. (Tabla 2) </li><li> Recoger 20-10 bolitas fecales de la jaula o frescos del animal (s) en un tubo de recogida. Si las heces son extremadamente secas, ya sea por edad o por las especies productoras de la materia fecal, humedeciendo las heces con 500 l de solución salina 0,9% o con la solución de flotación que está usando puede ser beneficioso. </li><li> Mezclar la muestra en una solución de flotación adecuada dentro de un tubo de centrífuga de vidrio. Agitación mecánica con un vórtice puede ser usada para mezclar las muestras. Si se utiliza un vórtice, tapas de presión debe ser colocado en la parte superior del tubo para evitar derrames y la contaminación cruzada. De forma rutinaria, las muestras se preparan en 1,18 sulfato de zinc específica gravedad, sin embargo otras soluciones se pueden utilizar, además de (en un tubo de preparación por separado) o en la sustitución. </li><li> Añadir la solución de flotación adicional a cada tubo para formar un menisco ligeramente positivo en cada tubo. Aplicar una hoja de cubierta de plástico para cada tubo, y asegurar que el contacto completo con el labio tubo está hecho. Colocar el tubo (s) en la centrífuga. </li><li> Se centrifuga a aproximadamente 616-760 RCF durante 10 minutos. Si cubres se pierde o se rompe durante el proceso de centrifugación, una hoja de cubierta nueva se puede colocar en el tubo de muestra y el tubo puede ser ligeramente inclinado de manera que el menisco toca la hoja de la cubierta nueva. No centrifugación adicional es necesaria. </li><li> Retire la tapa de deslizamiento de tubo de centrífuga y colocar en una etiqueta, portaobjetos limpio de vidrio. Si las soluciones de múltiples centrifugación se utilizaron para evaluar una muestra de heces, dos cubreobjetos se puede colocar en la misma diapositiva. </li><li> Mancha de la diapositiva con el yodo. Esto permite easier la identificación de los quistes. </li><li> Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 4. El examen directo de los intestinos de helmintos y protozoos <ol><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> Con unas pinzas, levantar la pared abdominal en la zona genital. Con la tijera, cortar cuidadosamente la pared abdominal ventral de la zona genital a la base de la caja torácica quitar la piel y el músculo y la exposición de los intestinos. Quitar los intestinos, comenzando en el duodeno (el segmento de intestino el principio en la salida del estómago) y continuando hasta el colon descendente (el segmento del intestino que termina en el ano y por lo general contiene materia fecal formada). </li><li> Intestinos dentro de una cápsula de Petri de 100 ml. Recoger una parte del ciego y el duodeno de los animales sacrificados y el lugar en una tabla de disección. Incisión en cada segmento intestinal a lo largo para exponer la mucosa. </li><li> Con la tijera, cortar el intestino restantes en pequeñas secciones. Agregar suficiente agua del grifo para el plato que apenas sumergir el tejido recolectado. </li><li> Incubar la mezcla de muestras a 35-40 ° C en un horno de laboratorio o incubadora para un mínimo de 10 minutos. Esto va a liberar y exponer helmintos luminal. Mientras que la muestra se está incubando, llevar a cabo los siguientes pasos. </li><li> Coloque dos gotas de solución salina al 0,9% lado a lado en una sola diapositiva etiquetados, para permitir la preparación de las muestras a partir de dos segmentos de intestino (duodeno y ciego). </li><li> Esterilizar el calor y enfriar un asa de inoculación o equivalente. </li><li> Raspar la mucosa del duodeno y el lugar de las raspaduras en la parte izquierda de la diapositiva (lado más cercano al borde esmerilado). </li><li> Raspar la mucosa del ciego y el lugar de la muestra de células de la parte derecha de la diapositiva. </li><li> Arriba el raspado con una hoja de cubierta. Examine diapositivas preparadas con el objetivo de 40x con un microscopio de contraste de fase), la ampliación aumentará a medida que sea necesario para su identificación. Si se detectan parásitos, identificar sobre la base de la morfología. </li><li> El contenido plato estará listo para su examen por este punto. Examinar el contenido plato bajo un microscopio de disección. Utilizar una sonda o varilla de aplicación si es necesario para mover el contenido en el plato para completar un examen minucioso. Si lombrices están presentes, aparecen como pequeñas, blanco, pelo-como los gusanos. Si tenias están presentes, aparecen como gusanos segmentados, planos (más grande que los oxiuros en forma de hilo). </li><li> Si los helmintos se detecta o se sospecha, recolectar la muestra con un pequeño par de pinzas. </li><li> Montar la muestra en una etiqueta, portaobjetos de vidrio limpio en una gota de aceite de parafina o minerales y el lugar una hoja de cubierta en la parte superior de la muestra. Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 2. Ectoparásito examen (Tabla 3) 5. Piel arrancar el examen de los ectoparásitos (prueba de la cinta) <ol><li> Quite un trozo de claro, no mate, cinta de celofán de un dispensador. La cinta debe ser lo suficientemente largo para manejar por un fondo sin haber tocado la mitad (aproximadamente 5 cm). Puede ser más fácil prescindir de varias longitudes de una sola vez, uniéndolos a la orilla de una superficie de trabajo limpia y usar cuando sea necesario. </li><li> Levantar un ratón o una rata de la jaula y el lugar en la tapa jaula, sujetándolo por la cola. Realizar esta acción en una cabina de flujo laminar o gabinete de bioseguridad, si el estado de salud del animal lo requiere. </li><li> Restringir el ratón o la rata. Sujete la piel con pinzas hemostáticas y suavemente arrancar la piel de la zona escapular del ratón, la región cervical ventral, la zona axilar, región inguinal, y la cola dorsal. Coloque la piel en la cinta. El pelo debe ser visto para ser adherente a la cinta para que el ensayo puede considerarse positivo. Coloque el ratón o la rata de nuevo en su jaula. </li><li> Coloque una gota de aceite mineral en un portaobjetos de vidrio etiquetados limpia, aplicar la cinta, y luego otra gota de aceite mineral. Cubra con una hoja de cubierta de vidrio. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> Este examen es mejor para detectar los ácaros piel, como los Radfordia, Myobia y Myocoptes. </li></ol> 6. Raspado de la piel <ol><li> Montar los siguientes materiales: animal a ensayar, aceite mineral, portaobjetos, cubreobjetos, bisturí y tijeras. Si esta prueba se debe realizar en animales vivos, deben ser anestesiados antes de comenzar. </li><li> Muestra el dorso cerca de la base de la cola y la región temporal de la cabeza. Por otra parte, las lesiones cutáneas y / o en otros sitios puede ser raspada. </li><li> Profundamente raspar la piel con el bisturí en la dirección opuesta del crecimiento del pelo, a erosionar la epidermis. Recorte de la capa de pelo antes de raspar puede mejorar la sensibilidad de detección mediante la reducción de la obstrucción visual (exceso de vello) en eldiapositivas. </li><li> Coloque una gota de aceite en la diapositiva. Aplicar la muestra de la gota de aceite limpiando la hoja (con la muestra adjunta) en la superficie de la diapositiva. Agregue el aceite adicional a la diapositiva, si es necesario, y cubrir con un cubreobjetos. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> La raspadura de piel generalmente se utiliza para detectar Demodex (y hongos dermatofitos). </li></ol> 7. El examen directo de pelaje <ol><li> Coloque el ratón o la rata sacrificados en el escenario de un microscopio de disección. </li><li> Examine los pelos de la piel en aproximadamente 10 veces con un aplicador o un instrumento similar a una parte del cabello y observar la base del tallo del pelo. </li><li> Examine la región craneal, entre los ojos y pabellones auriculares, entre los pabellones, entre las escápulas, debajo de la mandíbula, y las zonas inguinales y axilares. Por otra parte, toda la canal puede ser examinado. </li><li> Recoger cualquier material sospechoso o ectoparásitos verse con un pequeño par de pinzas. Ectoparásitos con frecuencia puede verse como la caspa o una acumulación de cera amarilla en la base del tallo del cabello o directamente sobre la piel. </li><li> Montar la muestra en un portaobjetos de vidrio limpio en una gota de aceite de parafina o minerales y el lugar una hoja de cubierta en la parte superior de la muestra. Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 3. Los resultados representativos: Ver los ficheros asociados la identificación de los parásitos siguientes: (Nota: estos procedimientos se detecta cualquier tipo de huevo, helmintos o quistes presentes en las heces o en la piel y el pelo, y sólo unos pocos de estos se enumeran a continuación) Endoparásitos: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (huevo, gusano) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (huevo, gusano) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (huevo, gusano) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (huevo, gusano) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparásitos: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Cinta de prueba </td><td> Flotación fecal </td><td> FCC </td><td> Un examen directo </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoos </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoos </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lombriz intestinal </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tenia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascárides otros cinco </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requiere la eutanasia del animal. 2. No hay métodos de detección de PCR disponibles actualmente para todos los protozoarios. 3. Este método es el más apropiado para detectar Syphacia spp. 4. Este método es más probable detectar Aspiculuris, y menos probabilidades de detectar Syphacia. 5. Tenias y lombrices que no sean los oxiuros son muy raros en los ratones y las ratas de laboratorio moderno. Tabla 1. Clase de endoparásitos y el método de detección apropiado. Algunos métodos requieren la eutanasia del animal. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos + indica la idoneidad del método para la detección del parásito en cuestión, y -. Indica que el método no es recomendado para ese parásito. <table border="1"><tbody><tr><td> Solución </td><td> Peso específico </td><td> Ingredientes por 1 litro de H 2 O </td></tr><tr><td> Cloruro de sodio </td><td> 1.20 </td><td> 311 g de cloruro de sodio </td></tr><tr><td> Nitrato de sodio </td><td> 1.20 </td><td> 338 g de nitrato de sodio </td></tr><tr><td> Nitrato de sodio </td><td> 1.30 </td><td> 616 g de nitrato de sodio </td></tr><tr><td> Azúcar </td><td> 1.20 </td><td> 1170 g de sacarosa 1 </td></tr><tr><td> Azúcar Sheather </td><td> 1.27-1.30 </td><td> 1563 g de sacarosa 1 </td></tr><tr><td> De sulfato de zinc </td><td> 1.18 </td><td> 493 g de sulfato de zinc </td></tr></tbody></table> 1. Estas soluciones requieren refrigeración o la adición de 9 ml de fenol como conservante. Tabla 2. Soluciones de flotación fecal (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Piel arrancar (prueba de la cinta) </td><td> Raspado de la piel 1 </td><td> Un examen directo </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Los piojos </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Los ácaros </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Las pulgas 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Las garrapatas 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requiere anestesia si se va a realizar en un animal vivo. 2. Este método requiere la eutanasia del animal. 3. No hay métodos de detección de PCR disponibles actualmente para todas las especies de ácaros. 4. Las pulgas y garrapatas son extremadamente raras en las modernas instalaciones de animales de laboratorio. Tabla 3. Clase de ectoparásitos y el método de detección apropiado. Algunos métodos requieren la eutanasia del animal, y otros métodos que requieren anestesia para llevarlas a cabo en animales vivos. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos + indica la idoneidad del método para la detección del parásito en cuestión, y -. Indica que el método no es recomendado para ese parásito.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Los autores son todos los empleados de Charles River, un proveedor de pruebas de diagnóstico y reactivos, incluyendo las pruebas descritas anteriormente.

Cuando se trabaja en un laboratorio, la seguridad siempre debe ser una preocupación. Recuerde que debe usar el equipo protector apropiado cuando se trabaja con los animales y para limpiar su estación de trabajo con desinfectante antes y después. Estos métodos están diseñados principalmente para encontrar los parásitos de los roedores de laboratorio en los lugares examinados, es decir, son capaces de detectar los parásitos exóticos o muy raras, así como los oxiuros más comunes y los ácaros de la piel. A pesar de que son igualmente aplicables a otras especies, roedores silvestres pueden tener parásitos adicionales en lugares como el hígado, tejido subcutáneo y el cerebro, no se evalúa por los métodos anteriores.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reactivo nombre </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Tabla de cortar </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tijeras pequeñas </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Hojas de 23 mm, 3,5 &quot;de largo, recto </td></tr><tr><td> Tijeras medianas </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Fórceps curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrado, ligera curva </td></tr><tr><td> Fórceps Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Tejidos fórceps pinzas </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Diente de ratón </td></tr><tr><td> Metálica de la sonda </td><td> VWR </td><td> Cat. # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostatos </td><td> Ventaja </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Palillos aplicadores </td><td> Puritano </td><td> Los aplicadores de 6 pulgadas, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio de disección </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Una caja de petri </td><td> VWR </td><td> Gato de 100 mm, # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Cubreobjetos </td><td> VWR </td><td> Micro cubierta de vidrio, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositivas </td><td> VWR </td><td> Microscopio VistaVision diapositivas Cat. # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Asa de inoculación </td><td> VWR </td><td> Cat. # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio de luz </td><td> Olimpo </td><td> Modelo # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Horno de laboratorio </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Modelo 10 Horno de laboratorio </td><td></td></tr><tr><td> Centrífugo </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vórtice </td><td> VWR </td><td> Mini-vórtice </td><td></td></tr><tr><td> Probeta </td><td> Kimble-Chase </td><td> Tubo de 15 ml centrífuga desechables, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Cubreobjetos </td><td> VWR </td><td> Plástico se desliza microscopio cubrir, Cat 22 mm, # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Blanco las tapas </td><td> VWR </td><td> Cat. # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Yodo </td><td> Rowley bioquímicos instituto </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> De sulfato de zinc </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sacarosa </td><td> Mallinckrodt productos químicos </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Celofán cinta </td><td> Grapas </td><td> Cinta invisible, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> De aceite mineral </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

el diagnóstico de ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Parásitos internos y externos siguen siendo una preocupación importante en las instalaciones de roedores de laboratorio, y muchas instalaciones de investigación puerto algunos animales parasitados. Antes de embarcarse en un examen de los animales contra los parásitos, dos cosas deben ser consideradas. Uno: ¿qué va a hacer uso de la información recogida, y dos: que la prueba es la más adecuada. Sabiendo que los animales tienen parásitos puede ser algo que el centro acepta, pero a menudo hay una necesidad de tratar a los animales y luego para determinar la eficacia del tratamiento. Los parásitos pueden ser detectados en los animales a través de varias técnicas, incluyendo las muestras tomadas de animales vivos o sacrificados. Históricamente, las pruebas con mayor sensibilidad diagnóstica necesaria la eutanasia del animal, a pesar de PCR ha permitido que las pruebas de alta sensibilidad para varios tipos de parásitos. En este artículo muestra los procedimientos para la detección de endo-y ectoparásitos en ratones y ratas. Los mismos procedimientos se aplican a otros roedores, aunque las especies de parásitos que se encuentran son diferentes.

Este artículo describe los diversos procedimientos de selección para las ratas y ratones para detectar endo-o ectoparasitismo. Varios ensayos de diagnóstico se ha demostrado, tanto las que son adecuadas para su uso en animales vivos y los que se utilizan después de la eutanasia del animal. Fotografías para ayudar en la identificación de los parásitos de ratas y ratones se incluirán.

El diagnóstico de ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio

Los parásitos internos y externos siguen siendo una preocupación importante en las instalaciones de roedores de laboratorio, y muchas instalaciones de investigación albergan algunos animales parasitados...

El objetivo general de este procedimiento es determinar si hay parásitos presentes en ratas o ratones de laboratorio. Esto puede lograrse de varias maneras, incluyendo el examen del pelaje y la piel, el examen de las heces y el examen del contenido intestinal. En última instancia, se pueden obtener resultados que proporcionen información importante sobre la salud general de la colonia mediante el examen rutinario de estas muestras.La demostración visual de estos métodos es crucial, ya que si no se realizan de forma exhaustiva y cuidadosa, podría pasarse por alto una infección parasitaria. Por lo general, las personas nuevas en estos métodos tendrán dificultades porque, incluso si las técnicas se realizan correctamente, los parásitos podrían identificarse erróneamente.Los métodos que demostraremos pueden ayudar a responder preguntas clave sobre el estado de salud de las ratas y ratones utilizados en su investigación antes de tomar muestras de pelo y perianales. Prepare al menos dos portaobjetos por animal con gotas de aceite mineral. Levante al ratón de interés de su jaula y colóquelo en el interior de la tapa de la jaula invertida.Sosteniéndolo por la cola. Aplique firmemente una tira de cinta de celofán de cinco centímetros de longitud sobre la región perineal y perianal del ratón. Si el procedimiento tiene éxito, deberían quedar pelos adheridos a la cinta.Continúe restringiendo al animal y sujete su pelaje con pinzas. Extraiga suavemente muestras de pelo de la zona escapular, la región cervical ventral, la zona axilar, la zona inguinal y la grupa dorsal. Coloque esas muestras sobre un trozo de cinta adhesiva de celofán de cinco centímetros de longitud.A medida que se toma cada muestra, coloque la cinta sobre un portaobjetos con el lado adhesivo hacia abajo. Una vez que se hayan tomado todas las muestras, coloque otra gota de aceite mineral sobre cada una y añada cubreobjetos de vidrio. Al examinar los portaobjetos perianales, es poco probable que se encuentren huevos de cualquier parásito distinto de si facia.Para el examen fecal, recolecte de dos a cinco bolitas de cada animal o de la jaula. Si las muestras están extremadamente secas, humedézcalas con 500 microlitros de solución salina al 0,9%. Coloque las muestras en un frasco de 10 mililitros o en un dispositivo para flotación fecal.Coloque el frasco de recolección en la placa de Petri y llene el frasco hasta un cuarto de su capacidad con medio de flotación denso. Luego, desmenuce y agite las heces en la solución dentro del frasco hasta que no queden trozos grandes. Continúe agregando medio de flotación hasta que se forme un menisco por encima del borde del frasco.Luego coloque el cubreobjetos sobre el menisco e incube el vial a temperatura ambiente durante 15 minutos. Durante la incubación, el parásito, los huevos, el proteasoma y el oasis ascienden y se adhieren al cubreobjetos, que luego se monta sobre un portaobjetos para su posterior examen. Este ensayo puede realizarse en algo tan sencillo como un vial para píldoras.Si no hay disponibilidad de feíceros, comience por recolectar de dos a 10 gránulos fecales por animal y, si están desecados, rehidrátelos en 500 microlitros de solución salina al 0,9 %. Llene un tubo de centrífuga de vidrio de 15 mililitros hasta un cuarto de su capacidad con una solución de flotación densa y mezcle la muestra. Tape el tubo de vidrio con una tapa plástica de cierre hermético y vortexee la mezcla durante 15 a 30 segundos hasta que presente un aspecto homogéneo.Ahora, agregue solución de flotación adicional a cada tubo de muestra. Para formar un menisco ligeramente positivo. Coloque una cubierta de plástico en cada tubo y asegúrese de que tenga contacto completo con el borde del tubo.Para obtener el mejor sellado, limpie el tubo con un hisopo. A continuación, centrifugue los tubos y las laminillas durante 10 minutos después de la centrifugación. Si se pierde o rompe alguna laminilla, reemplácela e incline suavemente los tubos para que el menisco toque la nueva laminilla.Luego retire todas las cubreobjetos y colóquelas sobre un portaobjetos de vidrio limpio etiquetado. Una tinción con yodo ayudará a la identificación de quistes en un animal anestesiado o eutanasiado. Recorte el pelaje dorsal cerca de la base de la cola y la región temporal de la cabeza o alrededor de cualquier lesión cutánea u otro sitio que deba rasparse; raspe profundamente la piel con la hoja de bisturí en dirección opuesta al crecimiento del pelo.Esto erosiona la epidermis. Limpie la hoja con aceite mineral aplicado en un portaobjetos etiquetado. Añada una gota adicional de aceite si es necesario.Antes de cubrir la muestra con un cubreobjetos de vidrio, coloque un animal sacrificado sobre una tabla de disección limpia y utilice pinzas para levantar la pared abdominal en la zona genital. Luego, con tijeras, haga una incisión cuidadosa en la pared abdominal ventral desde la zona genital hasta la base de la caja torácica, y retire la piel y el músculo para exponer los intestinos. A continuación, recoja una porción del ciego y del duodeno en la tapa de una placa de Petri.Haga un corte longitudinal en cada segmento intestinal. Para exponer la mucosa, coloque dos gotas de solución salina al 0,9 % en un portaobjetos etiquetado. Luego, utilizando un asa de inoculación esterilizada, raspe la mucosa y el duodeno, y coloque los raspados en una gota de solución salina.Repita el proceso, transfiriendo una muestra del ciego a la otra gota. Retire el resto del intestino. Comience en el duodeno y continúe hasta el colon descendente.Transfiera los intestinos al fondo de una placa de Petri de 100 mililitros. Utilice tijeras para cortar los intestinos en secciones más pequeñas. Añada suficiente agua del grifo al recipiente para que apenas sumerja el tejido recolectado.Incube la mezcla de muestra a 35-40 grados Celsius durante un mínimo de 10 minutos. Esto liberará y expondrá los cascos luminos mientras se incuba la muestra intestinal macerada. Utilice microscopía de contraste de fase para examinar las muestras duodenales y SQL en busca de parásitos.Después de finalizar la incubación de la muestra intestinal completa, examine el contenido del recipiente bajo un microscopio estereoscópico. Utilizando una sonda, realice un examen minucioso. Los oxiuros aparecerán como pequeños gusanos blancos similares a cabellos.Los tenias aparecerán como gusanos planos segmentados. Recolecte cualquier gusano o material sospechoso con una pinza pequeña y móntelos sobre un portaobjetos. Para un examen más detallado bajo un microscopio óptico, coloque el ratón o rata sacrificado directamente sobre la platina de un microscopio estereoscópico bajo el objetivo de 10 x, use un aplicador para separar el pelo y observe la base de los folículos pilosos.Los ectoparásitos pueden parecer caspa o una acumulación cerosa amarilla en la base del folículo piloso o directamente sobre la piel. Como mínimo, busque ectoparásitos en la región craneal, así como en las regiones inguinal y axilar.Revise cuidadosamente entre los ojos y el centavo, entre la escápula y debajo de la mandíbula. Utilizando pinzas pequeñas, transfiera posibles ectoparásitos y otros materiales sospechosos a un portaobjetos.Móntelos en aceite mineral para su identificación. Estos procedimientos permitirán detectar muchos parásitos comunes. A continuación se presentan algunos ejemplos.Estos son huevos de SE facia encontrados en muestras de cinta perineal. Se encontró que un tapón de pelo contenía el ácar mite myopia musculi a partir de una preparación de centrifugación fecal. Estos son huevos de picis tetter.En este examen directo de la mucosa intestinal, puede observarse un trioni; el examen de intestinos macerados reveló estos oxiuros adultos. Una vez dominado, este examen completo para parásitos puede llevar menos de una hora. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar diversos exámenes para parásitos en ratas y ratones. No olvide que algunos de estos parásitos pueden transmitirse a los seres humanos.Siga siempre las reglas básicas de seguridad en el laboratorio.

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