Name: A largo plazo, de alta resolución de imagen confocal Time Lapse de Cotiledones Arabidopsis Epidermis durante la germinación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: Aprende a realizar imagen confocal time-lapse de alta resolución en cotiledones de Arabidopsis durante la germinación. Este protocolo permite visualizar la diferenciación estomática y el movimiento dinámico de proteínas marcadas con fluoróforos en tiempo real.

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Damos las gracias a Amanda Rychel de asistencia en el desarrollo del protocolo y el lapso de tiempo para la construcción de Pillitteri Lynn POLAR POLAR-eGFP ::. También damos las gracias a ABRC para proporcionar la pm-rb construir. Este protocolo fue desarrollado a través de un soporte de la concesión PRESTO desde Japón Ciencia y Tecnología de la Agencia. La investigación sobre POLAR también fue apoyado por la Universidad de Washington Libre Fondo de Investigación (RRF-4098) y la National Science Foundation (MCB-0855659). KMP es un NSF Graduate Research Fellow (DGE-0718124), y KUT es un investigador del HHMI-GBMF.

1. Esterilización de semillas <ol><li> Preparar la solución de esterilización de semillas: 33% lejía doméstica, 0,1% Triton X-100. </li><li> Coloque las semillas que llevan construcción deseada indicador fluorescente (s) y el genotipo (s) en el tubo de 1,7 ml y aplicar 1 ml de solución de esterilización. Incubar en Nutator durante 15 min. </li><li> En una campana estéril, utilizar una pipeta para retirar la solución de esterilización de tubo, dejando detrás de semillas. Enjuague con 1 ml de agua estéril. Repetir cuatro veces. </li><li> Incubar a 4 º C durante dos días o más. </li></ol> 2. Preparación de diapositivas Sala de prensa <ol><li> Mezclar 20 ml de solución al 0,5% de Bacto Agar (no puro agarosa) en agua en un matraz de 200 ml, y microondas hasta que se disuelve. Tenga cuidado al hervir la solución. </li><li> Enfriar la solución a alrededor de 60 ° C. </li><li> Recoger 1 ml de solución de agar con una pipeta y lentamente se aplican a la cubierta de vidrio en el interior de la cámara de diapositivas (Lab-Tek II compartimentado # 1,5 Sistema cubreobjetos alemán). Solución which está demasiado caliente o demasiado rápido puede aplicar pegamento o fundir vidrio crack. </li><li> Inmediatamente añadir un segundo ml de solución de agar. Medios de agar ahora debe cubrir completamente la parte inferior de la cámara de diapositivas. Este medio mínimo es suficiente para apoyar el desarrollo de un cotiledón planta, que contiene nutrientes almacenados, durante cuatro a cinco días por el mantenimiento de la humedad y permitiendo la difusión de gas. </li><li> Dejar enfriar en la diapositiva de sobremesa con cámara cubierta. Si matraz se cubre herméticamente, la solución puede ser guardado y se recalienta para su uso futuro. </li></ol> 3. Disección de Semillas <ol><li> Retire el tubo de semillas estériles de 4 ° C en almacenamiento. </li><li> Colocar un tejido de papel en la etapa de un microscopio de disección y humedecer con agua. Ajuste tejido para crear una superficie lisa. El tejido se utiliza para estabilizar las semillas para su disección. </li><li> Pipetear 20-30 semillas del tubo para el tejido, teniendo cuidado de colocarlos en el microscopio de disección campo de vista. </li><li> Con unas pinzas cortantes (Roboz, # 5 punta biología), Retire con cuidado la cubierta de la semilla de la planta de semillero en el interior. Tegumentos tanto exterior e interior debe ser eliminado. </li><li> Cuando la imagen del cotiledón, es beneficioso para eliminar el hipocotilo y la radícula. Los cotiledones contienen nutrientes suficientes para desarrollar durante varios días bajo este protocolo. Si está intacta, el hipocotilo se enderezará y alargar de manera espectacular, moviendo el cotiledón fuera del campo de lapso de tiempo de vista. Utilice un bisturí para cortar los cotiledones libres del hipocotilo. </li><li> Mantenga cotiledones disecados sumergidas en agua, en un microtubo o similar. </li><li> Repita 3.4-3.6 hasta que el número deseado de cotiledones se alcanza. 15-20 disecciones exitosas se recomienda antes del montaje. </li></ol> 4. Los cotiledones de montaje en la Cámara Slide <ol><li> Con un pequeño (18 mm 2) hoja de la cubierta, corte a través de los medios de agar y levantar toda la capa de base de cristal hasta la diapositiva cámara. </li><li> Pipetear diseccionaron los cotiledones con un mínimo de agua de la explotación agrícolatubo en el portaobjetos de cámara, bajo la capa de agar levantada. </li><li> Baje suavemente el agar en los cotiledones. Si el exceso de agua está presente, empapar lejos con un pañuelo de papel, con cuidado de no molestar a los cotiledones. Las muestras deben dejar de moverse con facilidad cuando monte es completa. </li><li> Coloque la tapa de la diapositiva y diapositiva cámara de movimiento para platina del microscopio. </li></ol> 5. Time lapse de imágenes <ol><li> Configurar microscopio confocal invertido a la imagen de la fluoróforo deseado (s). LSM700 parámetros utilizados para: GFP, excitación a 488 nm y recogida con un filtro pasa banda a 440-530 nm; para RFP, excitación a 555 nm y recogida con un filtro pasa banda a 570-610 nm. </li><li> Inspeccione muestras montadas por daños. Programar las posiciones de intacta, correctamente montado en el software de cotiledones microscopio. En el Zen 2009: Enfoque en un cotiledón de 20x objetivo y mover objetivo hasta el centro de la diapositiva de cámara. En Modo de Adquisición, cambiar el zoom a 0,5 y bastidor &lt;/ Em&gt; a 48x48 píxeles. Seleccione la casilla Posiciones e imagen Scan vista general ... botón debajo de posiciones, a continuación, aumentar el número de azulejos horizontales y verticales de 30-35. Cuando exploración haya terminado, haga clic en el botón Posiciones en la pestaña Dimensiones y mira lugar en cada cotiledón de observar. </li><li> Configure serie z que abarca la epidermis cotiledón de todos Zen samples.In 2009: Haga clic en la casilla Z-Stack. Seleccione cada posición en la Lista de posición y haga clic en el botón Mover a. Centrarse en el plano superior de la epidermis cotiledón y haga clic en el botón Set Primero bajo Z-Stack. Enfoque a la posición más baja en la que útilmente epidermis es visible y haga clic en el botón Set Final. Haga clic en el botón al lado de Optimal, que muestra mejor el z-rebanada de espesor, para ajustar. Comprobar cada cotiledón para confirmar que estos ajustes abarcar todas las muestras, los parámetros z no se puede ajustar para Indivposiciones iDual en Zen 2009. </li><li> Crear serie temporal con una resolución deseada y la longitud. Intervalos de 15-30 min durante tres días son eficaces para la dinámica de proteínas en la división celular epidérmica. Este intervalo se puede cambiar según sea necesario. En el Zen 2009: Haga clic en la casilla de series temporales. En series de tiempo, establezca Ciclos para el número de imágenes que desee utilizando el control deslizante o escribiendo en el campo de texto. Configurar el Intervalo a 30 y utilice el menú desplegable para seleccionar min. </li><li> Comience xyzt multi-posición de exploración. Tenga en cuenta que el número de posiciones debe ser limitada por las especificaciones de exploración; si el tiempo total de exploración es mayor que el intervalo deseado, los puntos de tiempo no será correcta. Un máximo de seis posiciones simultáneas son posibles cuando la imagen buenas prácticas agrarias y RFP en 59 z rodajas en un intervalo de 30 minutos usando nuestro sistema. En el Zen 2009: Cambio del tamaño del marco de la resolución que desee y haga clic en Start Experiment. </li></ol> 6. Edición de vídeo <ol><li> Desde el archivo de datos confocal, haga una intensidad máxima z-proyección de cada combinación de tiempo / posición y exportación como archivos de imagen en un formato sin pérdidas como TIFF. Los nombres de archivos deben estar en una serie por posición (por ejemplo, POLAR-GFP_pos1_0001, POLAR-GFP_pos1_0002, etc, no POLAR-GFP_0001_pos1) para el software para combinarlos en una película. En el Zen 2009: Copia Uso: Subconjunto en la pestaña Procesamiento de dividir posiciones en archivos separados, entonces la proyección de intensidad máxima. Por último, exportar como archivos TIFF (Archivo: Exportación, ventana completa resolución de imagen - series). </li><li> Utilice FIJI 7,8 para alinear imágenes sucesivas mediante la ejecución de la macro bUnwarpJ 9 (Plugins: Registro: bUnwarpJ). Cambiar el modo de registro a Mono. Todas las opciones avanzadas puede usar valores por defecto. Para largas secuencias de lapso de tiempo, descargar e instalar la macro &quot;Affine + Consistente registro elástico imagen 2D&quot;, que se aplicará bUnwarpJ a una serie de imágenes de forma automática, y abierto ynuestros datos con File: Import: Secuencia de imágenes para usarlo. Desmarque MOPS extracción hitos y correr. </li><li> Utilice FIJI / ImageJ o Quicktime Pro para abrir la secuencia de imágenes alineadas y guardar en el formato de vídeo deseado (AVI es una buena opción). </li></ol>

<ol><li>Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G., Thomson, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Embryonic+Cell+Lineage+of+the+Nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Embryonic Cell Lineage of the Nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 100, 64(1983).</li>
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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Esta técnica de lapso de tiempo confocal permite estudios longitudinales de expresión de la proteína marcado fluorescentemente y su localización en células individuales de la epidermis cotiledón Arabidopsis, que en el caso de las proteínas de cambio dinámico polar y otra es fundamental para una comprensión adecuada de su función. Previamente, el tiempo de formación de imágenes sostenida lapso ha sido utilizado para examinar la infección fúngica raíz de Arabidopsis 11 y el crecimiento meriste...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de Catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Bacto Agar </td><td> BD </td><td> 214010 </td><td></td></tr><tr><td> Una cámara de diapositivas </td><td> Nunc (Thermo Scientific) </td><td> 155360 </td><td> O de dos cámaras (155379) </td></tr><tr><td> El escaneo láser confocal microscopio </td><td> Zeiss </td><td> LSM700 </td><td> 2009 Zen software </td></tr><tr><td> 20x lente objetivo </td><td> Zeiss </td><td> 420650-9901 </td><td> NA 0.8, Plan-Apochromat </td></tr><tr><td> Microscopio de disección </td><td> Benz (Nacional) </td><td> 431TBL </td><td> Se ilumina desde abajo </td></tr><tr><td> # 5 fórceps, biología punta </td><td> Roboz Surgical Instrument </td><td> RS-4978 </td><td> Consejos muy finasson críticos </td></tr></tbody></table>

a largo plazo, de alta resolución de imagen confocal time lapse de<em&gt; cotiledones arabidopsis</em&gt; epidermis durante la germinación

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Formación de imágenes in vivo de la dinámica en el comportamiento celular a lo largo de una secuencia de desarrollo puede ser una técnica potente para comprender la mecánica de los patrones de tejido. Durante el desarrollo del animal, la proliferación celular y los acontecimientos clave de patrones ocurrir muy rápidamente. Por ejemplo, en Caenorhabditis elegans todas las divisiones celulares requeridos para el cuerpo de la larva se completan dentro de seis horas después de la fertilización, con siete ciclos mitóticos 1; las mitosis dieciséis o más de la embriogénesis de Drosophila se producen en menos de 24 horas 2. En contraste, las divisiones celulares durante el desarrollo de la planta son lentos, típicamente del orden de un día 3,4,5. Esto impone un desafío único y una necesidad a largo plazo de imágenes en directo para documentar los comportamientos dinámicos de la división celular y la diferenciación de los eventos durante la organogénesis vegetal. Epidermis Arabidopsis es un excelente sistema modelo para la señalización de la investigación que el destino celular y el desarrollo de las plantas. En el cotiledón, este tejido se compone de aire y resistentes al agua del pavimento células intercaladas con estomas uniformemente distribuida, válvulas que se abren y cierran para controlar el intercambio de gases y la pérdida de agua. El espaciamiento apropiado de estos estomas es crítica para su función, y su desarrollo sigue una secuencia de división asimétrica y pasos de diferenciación celular para producir la epidermis organizada (Fig. 1). Este protocolo permite la observación de células y proteínas en la epidermis durante varios días de desarrollo. Este período de tiempo permite una documentación precisa de divisiones de células madre y la diferenciación de las células epidérmicas, incluyendo estomas y células epidérmicas pavimento. Las proteínas fluorescentes se pueden fusionar a proteínas de interés para evaluar su dinámica durante la división celular y los procesos de diferenciación. Esta técnica permite comprender la localización de una nueva proteína, POLAR 6, durante la etapa de proliferación de células de linaje-estomática en thArabidopsis e cotiledón epidermis, donde se expresa en las células anteriores eventos asimétricos de división y se desplaza a una zona característica de la célula de la corteza se produce poco antes de la división. Las imágenes pueden ser registrados y vídeo racionalizado producir fácilmente usando software de dominio público para visualizar la localización de proteínas dinámico y tipos de células a medida que cambian con el tiempo.

<html> Un conjunto de puntos de tiempo informativos obtenidos con este método se muestra en la Figura 3. Las membranas celulares están etiquetados con RFP (pm-rb) y GFP se fusiona a la proteína polar bajo su promotor nativo (POLAR :: POLAR-GFP) 6 En la escala de tiempo de 30-min, vemos divisiones celulares junto con los cambios en la localización de proteínas precede. Divisiones celulares asimétricas en forma linaje estomas con células madre como precursores de los estomas llamados me...

Se describe un protocolo utilizando portaobjetos de cámara y los medios para inmovilizar los cotiledones de la planta para la formación de imágenes confocal de la epidermis durante varios días de desarrollo, la documentación de diferenciación estomática. Proteínas marcadas con fluoróforo se puede seguir dinámicamente por la expresión y localización subcelular, mejorar la comprensión de sus posibles funciones durante la división celular y la diferenciación de células de tipo.

A largo plazo, de alta resolución de imagen confocal Time Lapse de<em&gt; Cotiledones Arabidopsis</em&gt; Epidermis durante la germinación

La obtención de imágenes de la dinámica in vivo del comportamiento celular a lo largo de una secuencia de desarrollo puede ser una técnica potente para comprender la mecánica del tejido...

El objetivo del siguiente experimento es visualizar los eventos iniciales del desarrollo epidérmico tras la germinación de la semilla a nivel celular. Esto se logra primero eliminando la testa para permitir una vista clara del kosin como segundo paso. Los kosin se montan bajo una capa de medio de agar que los inmoviliza y sostiene su desarrollo; a continuación, se realiza imágenes de lapso de tiempo durante varios días con el fin de observar el crecimiento y la división de las células epidérmicas in vivo.Se obtuvieron resultados que muestran la expresión génica dinámica y la localización proteica basada en fluorescencia visible. La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como imágenes fijas de tinción con Gus o fusiones GFP, es que permite observar el movimiento dinámico de las proteínas durante la división y diferenciación celular. Las semillas de Arabidopsis para este experimento se esterilizan en una solución de esterilización compuesta por 33 % de lejía doméstica y 0,1 % de Triton X-100; coloque las semillas que portan los constructos de informe fluorescente y genotipos deseados en un tubo de 1,7 mililitros y añada un mililitro de la solución de esterilización, incube en un agitador durante 15 minutos.En una cabina estéril, utilice una pipeta para retirar la solución de esterilización del tubo dejando atrás las semillas. Enjuague con un mililitro de agua estéril. Repita cuatro veces tras el cuarto enjuague.Incubar a cuatro grados Celsius durante dos días o más. Para preparar el medio para la cámara portaobjeto, mezclar 20 mililitros de una solución al 0,5 % de bactoagar en agua en un matraz de 200 mililitros y calentar en microondas hasta disolver. Tener precaución al hervir la solución.Lleve la solución a aproximadamente 60 grados Celsius. Una solución demasiado caliente o aplicada demasiado rápidamente podría derretir el pegamento o agrietar el vidrio de la cámara portaobjeto. Cuando la solución de agar esté lo suficientemente fría, recoja un mililitro con una pipeta y aplíquela lentamente sobre el cubreobjetos dentro de la cámara portaobjeto inmediatamente.Añada un segundo mililitro de solución de agar. El medio de agar ahora debe cubrir completamente el fondo de la cámara de la portaobjeto. Este medio mínimo es suficiente para sostener el desarrollo en un oleína vegetal, que contiene nutrientes almacenados durante cuatro a cinco días, manteniendo la humedad y permitiendo la difusión de gases.Llame a la placa con la cámara cubierta sobre la superficie de trabajo. Para comenzar este procedimiento, retire el tubo de semillas estériles del almacenamiento a cuatro grados Celsius. Coloque una toalla de papel sobre la platina de un microscopio estereoscópico, humedézcala con agua y ajústela para crear una superficie lisa.El tejido se utiliza para estabilizar las semillas durante la disección. Pipetee de 20 a 30 semillas desde el tubo hasta el tejido, teniendo cuidado de colocarlas dentro del campo de visión del microscopio estereoscópico. La disección del co leadin es el aspecto más difícil de este procedimiento.El uso de baja magnificación y pinzas afiladas, siendo muy cuidadoso, ayudará a garantizar una disección exitosa utilizando pinzas afiladas. Retire cuidadosamente la testa del plántulo en el interior; deben eliminarse tanto el integumento externo como el interno. A continuación, use un escalpelo para separar el cotiledón del hipocótilo y la radícula.Es beneficioso eliminar el cotiledón hipercot y la radícula para la obtención de imágenes, ya que si permanecen intactos, el hipercot se enderezará y alargará considerablemente. Mientras se mueve el brote Koss fuera del campo de visión del registro temporal, mantenga el brote cos disecado sumergido en agua. Repita la disección de semillas hasta alcanzar el número deseado de Olean.Se recomienda realizar entre 15 y 20 disecciones exitosas antes de montar olean en la cámara portaobjeto. Para preparar la cámara portaobjeto para montar cotan, utilice un cubreobjetos pequeño para cortar a través del medio de agar y levantar toda la capa desde la base de vidrio de la cámara. Introduzca con la pipeta el cotan diseccionado con una cantidad mínima de agua desde el tubo de almacenamiento hacia la cámara.Deslice bajo la capa de agar levantada. Baje suavemente el agar sobre los sedins. Si hay exceso de agua, absorba con un tejido.Teniendo cuidado de no perturbar los sedines cuando se complete el montaje. Las muestras ya no deben moverse fácilmente. Coloque la cubierta sobre la portaobjetos con cámara y transfiera el portaobjetos al platino del microscopio.Antes de la adquisición de imágenes, configure el microscopio confocal invertido para visualizar el fluoróforo deseado. Los parámetros del LSM 700 son una excitación para GFP a 488 nanómetros y recopilación con un filtro de paso de banda de 440 a 530 nanómetros, y una excitación para RFP a 555 nanómetros y recopilación.Con un filtro de paso de banda de 570 a 610 nanómetros y un objetivo de 20 aumentos. Enfocar la entrada de la ACO y mover el objetivo al centro de la cámara. Deslizar en el modo de adquisición, cambiar el zoom a 0,5 y el tamaño del cuadro a 48 por 48 píxeles.Seleccione la casilla de posiciones y escanee la imagen general, luego aumente los números de mosaicos horizontal y vertical a entre 30 y 35. Haga clic en el botón de escaneo para comenzar. Cuando el escaneo esté completo, haga clic en el botón de posiciones bajo la pestaña de dimensiones y coloque las líneas de mira en cada extremo del cordón para observar.Inspeccione los especímenes montados en busca de daños. Elimine las posiciones correspondientes a coss leadin dañados para dejar solo especímenes adecuados para la obtención de imágenes. A continuación, configure una serie Z que abarque el epitelio de coss leadin de todas las muestras.Haga clic en la casilla de verificación Zack. Seleccione cada posición en la lista de posiciones y haga clic en el botón mover a. Enfóquese en el plano más superior del conductor de cos en la epidermis y haga clic en el botón establecer primero bajo Zack.Enfóquese en la posición más baja en la que la epidermis sea visiblemente útil. Y haga clic en el botón establecer último. Haga clic en el botón junto a óptimo, que muestra el mejor grosor de rebanada Z para establecer.Verifique cada entrada de kos para confirmar que estas configuraciones incluyen todas las muestras. Los parámetros Z no pueden establecerse para posiciones individuales. En el software Zen 2009 utilizado aquí, configurar series temporales con la resolución deseada e intervalos de duración de 15 a 30 minutos durante tres días es efectivo para la dinámica de proteínas en la división celular epidérmica, aunque los intervalos pueden modificarse según sea necesario.Haga clic en la casilla de verificación de series temporales en el conjunto de ciclos de series temporales para el número de imágenes deseado, escribiendo en el campo de texto el intervalo establecido en 30 y utilizando el menú desplegable para seleccionar MIN, con el fin de iniciar el escaneo multiposición XY, ZT; cambie el tamaño del cuadro a la resolución deseada y comience el experimento. Tenga en cuenta que el número de posiciones debe estar limitado por las especificaciones del escaneo. Si el tiempo total de escaneo es mayor que el intervalo deseado, los puntos de tiempo no serán correctos.Con este sistema, es posible un máximo de seis posiciones simultáneas al obtener imágenes de GFP y RFP en 59 cortes Z a intervalos de 30 minutos. A continuación se muestra un ejemplo de un conjunto de puntos temporales informativos recopilados con este método. Las membranas celulares están marcadas con RFP y GFP fusionados a una proteína polar bajo su promotor nativo.Las imágenes de la serie A muestran que la GFP polar aparece inicialmente distribuida de manera uniforme y luego, aproximadamente dos horas antes de las divisiones asimétricas indicadas por las flechas. La GFP polar se segrega lejos del sitio del futuro OID meiótico en la serie B tras la división asimétrica inicial indicada por la flecha a las 47 horas. La GFP polar desaparece en ambas células.Al implicar una transición rápida al estado de célula madre de guardia por parte del meristoide, la célula madre de guardia indicada con el asterisco se divide simétricamente y se diferencia para formar las células estomáticas de guardia, mientras que la célula cisto recupera la expresión polar de GFP, presumiblemente antes de una división asimétrica posterior. Aquí se muestra un video simplificado y registrado de la localización polar de GFP durante la amplificación y el espaciamiento de una célula precursora estomática. Inicialmente, el GFP polar aparece de forma uniforme en la célula a las 39 horas después de la germinación.Se polariza fuertemente justo antes de una división a las 40 horas, colocando una hija menor en el extremo opuesto de la célula. La célula más grande de la derecha también recupera la identidad de la línea estomática y, a las 45 horas, la localización de GFP Polar se desplaza adyacente al precursor estomático. La división a las 47 horas produce un nuevo esteroide en la derecha orientado lejos del me stamoide existente en la izquierda, proveniente del primer me stamoide.El resultado final es que dos estomas quedan separados por una célula. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo utilizar el lapse de tiempo prolongado de una coledina germinando para evaluar la expresión génica y la localización de proteínas en el epidermis durante el desarrollo.

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Una cámara simple para la formación de imágenes confocales a largo plazo del desarrollo de raíces y hipocótilo

Este artículo muestra cómo cultivar plántulas de Arabidopsis thaliana en una plataforma de dos capas de microfluidos que confina la raíz principal y pelos de la raíz a un solo plano óptico. Esta plataforma puede utilizarse para imágenes ópticas en tiempo real de la morfología de la raíz fina, así en cuanto a la proyección de imagen de alta resolución por otros medios.

La morfología del pelo de la raíz de plántulas de Arabidopsis en una plataforma de microfluídica de dos capas de imagen

Divulgamos un método sencillo y versátil para realizar fluorescente live-proyección de imagen de hojas de Arabidopsis thaliana durante un período prolongado de tiempo. Utilizamos una planta Arabidopsis transgénica expresando un gen reportero fluorescente bajo el control de un promotor de inmunidad como un ejemplo para obtener comprensión espaciotemporal de inmunorespuestas de la planta.

Un método versátil para el montaje de Arabidopsis las hojas para la proyección de imagen de Time-lapse Intravital

Este artículo describe dos métodos de fenotipado sin el uso de peelings epidérmicos para caracterizar los genes que controlan el desarrollo estomatizante. El primer método demuestra cómo analizar un fenotipo estomatizado utilizando una epidermis vegetal teñida con azul de toluidina. El segundo método describe cómo identificar ligandos estomacales y monitorear sus actividades biológicas.

Identificación de los genes implicados en el desarrollo estomatológico mediante la puntuación del fenotipo epidérmico

Aquí, describimos una herramienta avanzada diseñada para el monitoreo de la biosíntesis de clorofila durante las primeras etapas de la desetiolación de plántulas de Arabidopsis . La novedosa metodología proporciona imágenes no invasivas de fluorescencia de clorofila en tiempo real a alta resolución espacial y temporal.

Ensayo no invasivo para la determinación cinética de la biosíntesis de clorofila durante las primeras etapas de la desetiolación de Arabidopsis

Aprende a realizar imagen confocal time-lapse de alta resolución en cotiledones de Arabidopsis durante la germinación. Este protocolo permite visualizar la diferenciación estomática y el movimiento dinámico de proteínas marcadas con fluoróforos en tiempo real.

A largo plazo, de alta resolución de imagen confocal Time Lapse de

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