Name: High Throughput microinyecciones de Sea Urchin cigotos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-21T21:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Aprende microinyecciones de alto rendimiento en cigotos de erizo de mar para estudiar expresión de ARN y proteínas en embriones. Este método permite analizar la función génica en biología del desarrollo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Agradecemos a Santiago Suarez para la lectura crítica del manuscrito y Betty Cowgill para la ayuda en la fotografía. También agradecemos a los revisores anónimos por sus comentarios críticos. Este trabajo es apoyado por la Universidad de Delaware Fondo de Investigación.

1. Preparación de protamina sulfato de (PS) Platos Coated <ol><li> Preparar la solución de 1% de sulfato de protamina (PS) mediante la adición de 0,5 g de PS a 50 ml de agua desionizada, agua destilada (ddH2O) en un tubo cónico de 50 ml. Agite bien a alta velocidad en un agitador banco a temperatura ambiente durante 1-2 horas para asegurar la disolución completa del PS. Esta solución se puede almacenar a 4 ° C durante al menos 3 meses (asegúrese de que para disolver completamente precipitado similar a un gel antes de cada uso) 3. </li><li> Tome una manga de 60 mm x 15 mm de poliestireno placas de Petri y diseñar ambas tapas y fondos en el banco. </li><li> Vierta solución PS 1% en cada plato (ambos fondos y las tapas se pueden utilizar) lo suficiente como para cubrir la superficie, deje por lo menos durante 2 min. La solución PS sobrante puede ser reutilizado muchas veces dentro de 3 meses cuando se almacena a 4 ° C. </li><li> Lugar platos PS-tratada en un vaso de precipitados lleno con agua destilada (dH2O). Deja el vaso bajo el chorro de dH 2 O durante al menos10 min. </li><li> Placas revestidas-PS se pueden utilizar inmediatamente o secar al aire durante el almacenamiento. Cubra su alcance para evitar la acumulación de polvo. Pueden ser almacenados a temperatura ambiente durante 1 mes 3. </li></ol> 2. Obtener Erizo de mar Gametos y Inmovilizar los huevos en un plato recubierto de PS para Microinyección <ol><li> Erizos desovar por agitación o inyección intracoelomic de hasta 1 ml de 0,5% de KCl para inducir la contracción de los músculos lisos para liberar los gametos 3 (Figura 2). </li><li> Si el animal es un macho, como se indica por el color blanco de esperma, recoger esperma seco de la superficie de un animal en un tubo de 1,5 ml. Esperma seco se puede almacenar a 4 ° C durante una semana sin pérdida significativa de la función biológica. </li><li> Si el animal es una hembra, tal como se indica por el color amarillo debido al contenido de yema de huevo, recoger sus gametos mediante la inmersión de los gonoporos en un vaso de precipitados lleno de agua de mar. Los huevos serán liberados de gonoporos y se establecen por la gravedad. &lt;/ Li&gt; <li> Filtrar los huevos de desechos como espinas animales utilizando 80 micras de malla de filtro de nylon. Los mejores resultados se obtienen si los huevos se utilizan dentro de 5-7 horas después del desove. </li><li> Dejelly los huevos: <ol><li> Preparar 100 ml de agua de mar ácida durante aproximadamente 1 ml de huevo. Utilice el ácido cítrico 0,5 M para ajustar el pH del agua de mar de pH 8,0 a 5.1-5.2. Demasiado baja de un pH disminuirá la fertilización y demasiado alta de un pH no permitirán que los huevos se adhieran a las placas recubiertas PS. </li><li> Agregar los huevos (no más de 1 ml) al agua de mar ácida y permita que los huevos se establecen en hielo durante 10 min. Alternativamente, la eliminación de la capa de gelatina puede ser facilitada por agitación suave de los huevos durante el tratamiento. Uno puede efectivamente dejelly huevos de S. purpuratus en 3-4 min de esta manera. </li><li> Con cuidado, vierta el agua de mar ácida, añada agua fresca del mar y dejar que los huevos se establecen en el hielo de nuevo. Huevos dejellied pueden ser almacenados en el hielo para un máximo de 6 horas sin problemas de fertilización </li></ol></li&gt; </ol> 3. Fila de los huevos <ol><li> Preparar solución 1 M de stock de 3-aminotriazol (3-AT, PM = 84,08) por disolución de 0,84 g de 3-AT en 10 ml de ddH 2 O. Esta solución se puede almacenar a 4 ° C durante hasta 6 meses. </li><li> Preparar la solución de trabajo 1 mM de 3-AT mediante la adición de 50 l de una solución 1 M de valores para 50 ml de agua de mar preenfriado. Guardar la solución en hielo. </li><li> Preparar la boca de la pipeta (figura 3) para una manipulación suave de los huevos: <ol><li> Punta de la pipeta se extrae manualmente de micropipetas de vidrio (100 x OD 1.09 mm). Sostenga la micropipeta con las dos manos sobre la llama abierta. Como el cristal comienza a derretirse, tire con cuidado los extremos de la pipeta en direcciones opuestas. </li><li> Conecte un tirado de la pipeta a un tubo de plástico (ID 1,14 mm), sello hermético con Parafilm. La longitud del tubo debe ser de aproximadamente 50-70 cm. </li><li> Insertar un P20 o P200 punta se filtró estéril en el extremo del tubo opuesto al tubo de vidrio aser utilizado como la pieza de boca. </li><li> Sujete el extremo de la micropipeta de vidrio con unas tijeras para ajustar el diámetro de la punta. El diámetro óptimo supera ligeramente el diámetro del huevo (80 micras). </li></ol></li><li> Verter 4 ml de 1 mM agua de mar 3-AT en cada plato recubierto-PS (inferior o tapa). </li><li> Tome la pipeta de la boca, coloque la punta P20/P200 en la boca y seguro que con los dientes. Para aspirar los huevos, primero se aspira una pequeña cantidad de agua de mar. Al tener una columna de líquido antes de cargar los huevos, uno tendrá el máximo control sobre la técnica de pipeteo boca. </li><li> Coloque la punta de la micropipeta cerca de los huevos y aspire suavemente en varios cientos de huevos en la pipeta. Limite los huevos dentro de la micropipeta de vidrio. </li><li> Fila dejellied huevos en una línea recta en un plato soplando suavemente fuera de la pipeta de la boca mientras se mueve la punta en línea recta. Fila de los huevos justo antes de las inyecciones, porque pueden producirse problemas de fertilización debido a la prolonged exposición al agua de mar de 3 en 3. Por otra parte, los adhesivos catiónicos como PS pueden ser tóxicos para los huevos, y no es recomendable para exponer embriones para estos reactivos por periodos largos, especialmente si se han eliminado los sobres de fertilización. </li><li> Hacer un rasguño en el plato cerca de la línea de huevos rowed utilizando una pipeta de vidrio. Este cero será importante para romper la aguja de inyección para ajustar el flujo de la solución según sea necesario. Alternativamente, el cero se puede hacer antes de verter agua de mar 3-AT al plato. </li></ol> 4. La microinyección de los cigotos Urchin Mar <ol><li> Encienda la estación de microinyección. Aquí se describe el uso de sistema de inyección FemtoJet. </li><li> Tire de los capilares de inyección usando una aguja extractora. Un ejemplo de un buen aguja se representa en la Figura 4. Nota: Para las inyecciones de ARN, los capilares de inyección deben tratarse previamente para evitar la contaminación RNAase 31: <ol><li> Coloca los capilares de inyección en 50 ml cónicotubos y añadir 50 ml de metanol se filtra / HCl (9:1). Agitar bien y dejar toda la noche durante no más de 10 horas. </li><li> Retirar el metanol / HCl y enjuague de los capilares 2X con metanol filtrada en el mismo tubo. </li><li> Escurrir metanol tanto como sea posible y liofilizar los capilares durante la noche para asegurar la completa eliminación de metanol. </li></ol></li><li> Monte con cuidado el capilar aguja en un soporte de aguja de carga y cargarlo con &lt;0,5 l de una solución de la muestra utilizando puntas Microloader. Las soluciones de muestra por lo general contienen 20% de glicerol, dependiendo del material inyectado 3. </li><li> Coloque el plato con huevos remado en la platina del microscopio (huevos deben estar alineados verticalmente cuando se ve a través de los oculares) y se centran en los huevos. </li><li> Montar con cuidado la aguja cargada en el soporte de la microinyección de aguja y ajustar la posición de la aguja para tener una punta perfectamente enfocada en el centro del campo. </li><li> Oprima el botón para aplicar la máxima presión de for limpieza aguja. Solución debe salir de la aguja. Ajustar la presión si es necesario: presión de inyección debe estar en el rango de 90-360 hPa, con la presión de compensación en aproximadamente 1/3 de la presión de inyección. </li><li> Ajuste el flujo de la solución mediante la inyección en el óvulo sin fertilizar. El uso de un micromanipulador palanca de mando, dirigir la punta de la aguja de inyección al huevo no fertilizado. Para facilitar la entrada de la aguja, cree un ligero temblor golpeando ligeramente las de la etapa con un objeto duro como un destornillador. Un bolo de inyección que forma el interior del huevo debe ser visto (Figura 5). </li><li> Si el bolo de inyección no está visible, levante un poco la punta de la aguja por encima de los huevos, localizar el rasguño en el plato y ajustarlo a ser colocado en el centro del campo. Golpee suavemente la punta de la aguja a la marca cero para romper la punta de la aguja de inyección. Ajuste las presiones de inyección y de compensación para asegurar que la inyección en bolo no exceda de 1/5 del tque el diámetro del huevo (1-2 pm). </li><li> Una vez que el bolo de inyección está calibrado, fertilizar los huevos añadiendo esperma diluido (1:1000) o 1-2 l de esperma. Mezclar bien con cuidado para evitar que se desprenda la fila de los huevos. </li><li> Comience inyecciones inmediatamente después el sobre fertilización se hace visible (Figura 5). Mover a lo largo de la línea de huevos rowed utilizando el controlador de la etapa e inyectar mayor cantidad de cigotos posible por meter con la aguja controlada por micromanipulador joystick. </li><li> Después de 10-15 minutos, los huevos recién fertilizados se convertirán endurecido y no pueden ser inyectados por más tiempo. Retire el plato de la etapa y con cuidado aspirar a cabo esperma en el agua de mar 3-AT con pipeta Pasteur de plástico. </li><li> No deje que los cigotos seco. Añadir rápidamente el agua fresca del mar preenfriado para cubrir el plato. Incubar los embriones a 15 º C. </li></ol>

<ol><li>Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+nonviral+transfection+methods+for+foreign+gene+expression+in+early+chicken+embryos+in+ovo%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo.</a> Biochem. Biophys.Res. Commun. 230, 376-380 (1997).</li>
<li>Peng, H., Wu, Y. Y., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+Delivery+of+DNA+and+Morpholinos+into+Mouse+Preimplantation+Embryos+by+Electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Efficient Delivery of DNA and Morpholinos into Mouse Preimplantation Embryos by Electroporation.</a> Plos One. 7, 13 (2012).</li>
<li>Ettensohn, C. A., Wray, G. A., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEttensohn%2C+CA+%22eds.+Development+of+sea+urchins%2C+ascidians%2C+and+other+invertebrate+deuterostomes%3A+experimental+approaches%22">eds. Development of sea urchins, ascidians, and other invertebrate deuterostomes: experimental approaches</a>. 74, Elsevier Academic Press. (2004).</li>
<li>Franks, R. R., Houghevans, B. R., Britten, R. J., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+introduction+of+cloned+DNA+into+the+sea+urchin+zygote+nucleus%2C+and+fate+of+injected+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Direct introduction of cloned DNA into the sea urchin zygote nucleus, and fate of injected DNA.</a> Development. 102, 287-299 (1988).</li>
<li>Kinsey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+signaling+pathways+in+zebrafish+development+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of signaling pathways in zebrafish development by microinjection.</a> Methods Mol. Biol. 518, 67-76 (2009).</li>
<li>Kola, I., Sumarsono, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+in+vitro+transcribed+RNA+and+antisense+oligonucleotides+in+mouse+oocytes+and+early+embryos+to+study+the+gain-+and+loss-of-function+of+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microinjection of in vitro transcribed RNA and antisense oligonucleotides in mouse oocytes and early embryos to study the gain- and loss-of-function of genes.</a> Mol. Biotechnol. 6, 191-199 (1996).</li>
<li>Mishina, T., Fuchimukai, K., Igarashi, K., Tashiro, K., Shiokawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+secondary+head-forming+activity+of+microinjected+a+dagger+beta-catenin+mRNA+by+co-injected+spermine+and+spermidine+in+Xenopus+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Amino+Acids%22%5BJournal%5D)">Modification of secondary head-forming activity of microinjected a dagger beta-catenin mRNA by co-injected spermine and spermidine in Xenopus early embryos.</a> Amino Acids. 42, 791-801 (2012).</li>
<li>O'Meara, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+silencing+in+bovine+zygotes%3A+siRNA+transfection+versus+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod.+Fertil.+Dev%22%5BJournal%5D)">Gene silencing in bovine zygotes: siRNA transfection versus microinjection.</a> Reprod. Fertil. Dev. 23, 534-543 (2011).</li>
<li>Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Nonviral gene delivery.</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2011).</li>
<li>Hiramoto, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+division+without+mitotic+apparatus+in+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Cell division without mitotic apparatus in sea urchin eggs.</a> Exp. Cell Res. 11, 630-636 (1956).</li>
<li>Wilson, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWilson%2C+L+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. 25, Elsevier. (1982).</li>
<li>Gross, J. M., McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+Brachyury+%28T%29+during+gastrulation+movements+in+the+sea+urchin+Lytechinus+variegatus%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of Brachyury (T) during gastrulation movements in the sea urchin Lytechinus variegatus.</a> Dev. Biol. 239, 132-147 (2001).</li>
<li>Yajima M, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomy+in+specification+of+primordial+germ+cells+and+their+passive+translocation+in+the+sea+urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Autonomy in specification of primordial germ cells and their passive translocation in the sea urchin.</a> Development. 139, 3786-3794 (2012).</li>
<li>Duboc, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nodal+and+BMP2%2F4+pattern+the+mesoderm+and+endoderm+during+development+of+the+sea+urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Nodal and BMP2/4 pattern the mesoderm and endoderm during development of the sea urchin embryo.</a> Development. 137, 223-235 (2010).</li>
<li>Ernst, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Offerings+from+an+Urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Offerings from an Urchin.</a> Dev. Biol. 358, 285-294 (2011).</li>
<li>McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+crossroads+in+developmental+biology%3A+sea+urchins%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Evolutionary crossroads in developmental biology: sea urchins.</a> Development. 138, 2639-2648 (2011).</li>
<li>Sodergren, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Research+article+-+The+genome+of+the+sea+urchin+Strongylocentrotus+purpuratus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Research article - The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus.</a> Science. 314, 941-952 (2006).</li>
<li>Roux, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+genomic+and+proteomic+perspective+of+sea+urchin+calcium+signaling+and+egg+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">A functional genomic and proteomic perspective of sea urchin calcium signaling and egg activation.</a> Dev. Biol. 300, 416-433 (2006).</li>
<li>Turner, P. R., Sheetz, M. P., Jaffe, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fertilization+increases+the+polyphosphoinositide+content+of+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fertilization increases the polyphosphoinositide content of sea urchin eggs.</a> Nature. 310, 414-415 (1984).</li>
<li>Voronina, E., Marzluff, W. F., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclin+B+synthesis+is+required+for+sea+urchin+oocyte+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclin B synthesis is required for sea urchin oocyte maturation.</a> Dev. Biol. 256, 258-275 (2003).</li>
<li>Wong, J. L., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+modifications+at+fertilization%3A+regulation+of+dityrosine+crosslinking+by+transamidation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix modifications at fertilization: regulation of dityrosine crosslinking by transamidation.</a> Development. 136, 1835-1847 (2009).</li>
<li>Shuster, C. B., Burgess, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transitions+regulating+the+timing+of+cytokinesis+in+embryonic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Transitions regulating the timing of cytokinesis in embryonic cells.</a> Curr. Biol. 12, 854-858 (2002).</li>
<li>Morris, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cytoskeletal+and+motility+proteins+in+the+sea+urchin+genome+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of cytoskeletal and motility proteins in the sea urchin genome assembly.</a> Dev. Biol. 300, 219-237 (2006).</li>
<li>Minc, N., Burgess, D., Chang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+Cell+Geometry+on+Division-Plane+Positioning%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Influence of Cell Geometry on Division-Plane Positioning.</a> Cell. 144, 414-426 (2011).</li>
<li>Davidson, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genomic+regulatory+network+for+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A genomic regulatory network for development.</a> Science. 295, 1669-1678 (2002).</li>
<li>Oliveri, P., Tu, Q., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+regulatory+logic+for+specification+of+an+embryonic+cell+lineage%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Global regulatory logic for specification of an embryonic cell lineage.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5955-5962 (2008).</li>
<li>Peter, I. S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+gene+regulatory+network+controlling+the+embryonic+specification+of+endoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A gene regulatory network controlling the embryonic specification of endoderm.</a> Nature. 474, (2011).</li>
<li>Nam, J. M., Dong, P., Tarpine, R., Istrail, S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+cis-regulatory+genomics+for+systems+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Functional cis-regulatory genomics for systems biology.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3930-3935 (2010).</li>
<li>Showman, R. M., Foerder, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+the+fertilization+membrane+of+sea-urchin+embryos+employing+aminotriazole%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Removal of the fertilization membrane of sea-urchin embryos employing aminotriazole.</a> Exp. Cell Res. 120, 253-255 (1979).</li>
<li>Lepage, T., Sardet, C., Gache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+expression+of+the+hatching+enzyme+gene+in+the+sea-urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Spatial expression of the hatching enzyme gene in the sea-urchin embryo.</a> Dev. Biol. 150, 23-32 (1992).</li>
<li>Jaffe, L. A., Terasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microinjection+of+oocytes%2C+eggs%2C+and+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development+of+Sea+Urchins%2C+Ascidians%2C+and+Other+Invertebrate+Deuterostomes%3A+Experimental+Approaches%22%5BJournal%5D)">Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos.</a> Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener que compiten intereses financieros u otros conflictos de intereses.

La microinyección es una técnica poderosa para la entrega de diversos tratamientos, tales como ADN, ARNm, proteínas recombinantes, pérdida de la función y la ganancia de función de reactivos, colorantes y sus combinaciones en huevos, embriones y células de diversos organismos 1-7. Sin embargo, varias consideraciones deben ser tenidas en cuenta al diseñar un experimento de microinyección. Es sumamente importante tener en cuenta la solubilidad del tratamiento administrado y el volum...

La aplicación del tratamiento eficiente y reproducible es uno de los principales desafíos metodológicos para los investigadores. Varios métodos han sido establecidos para ofrecer soluciones de tratamiento de forma transitoria en los huevos, embriones y células. Estos métodos incluyen la electroporación (basado en una generación de poros transitorios en la membrana utilizando pulsos eléctricos cortos) 1,2, lipofección (entrega a través de la fusión de liposomas que contiene el tratamiento con la membrana) 1, bombardeo de micropartículas 1 (ADN se precipita en la micrones partículas de tamaño de metal que luego se utilizan para penetrar en las células a alta velocidad), y la transducción (virus se usa como un vehículo de entrega de transgenes). Por el momento, la microinyección es el único enfoque que tiene la ventaja de entregar cualquier solución con una eficiencia del 100% con un mínimo de reactivos. Por otra parte, una solución de inyección única puede estar compuesto de un complejo cóctel de tratamientos. Esta técnica se ha utilizado con éxito paraLY microinject los huevos y embriones a partir de numerosas especies tales como erizos de mar 3,4, pez cebra 5, 6 del ratón, rana 7, 8 y ganado así como células individuales en el cultivo de tejido 9. Blastómeros individuales inyecciones en las etapas de desarrollo posteriores también se han llevado a cabo 10-12. Los métodos actuales de microinyecciones se basan en el método de presión de inyección que fue descrito inicialmente por Hiramoto 10, sin embargo, se ha hecho un gran progreso hacia la optimización de este proceso. Excelentes técnicas de microinyección se han descrito en otra parte 11, y aquí estamos describir uno de los métodos específicos que se utilizan actualmente para microinyectar erizo de mar (Strongylocentrotus purpuratus) los huevos recién fertilizados. Durante más de un siglo, los erizos de mar han sido un valioso modelo de 15,16 experimental. Los erizos de mar están estrechamente relacionados evolutivamente a cordados (incluyéndonos a nosotros) y el análisis desu genoma reveló que contienen todas las grandes familias de genes como el 17 humano. Ellos producen un gran número de desarrollar sincrónicamente embriones transparentes que pueden ser fácilmente manipulados. El uso de erizo de mar como un organismo modelo, la comunidad de erizo de mar ha contribuido a nuestra comprensión del proceso de la fecundación 18-21, procesos biológicos celulares 22-24, y las redes reguladoras de genes (GRN) 25-28. Microinyección en cigotos de erizo de mar requiere de varios pasos. En primer lugar, los huevos deben ser inmovilizada antes de las inyecciones (descrito a continuación). Platos de microinyección se recubren con sulfato de protamina (PS), que crea una superficie cargada positivamente a la que los huevos cargados negativamente pueden adherirse 3. Los huevos se dejellied por incubación en agua de mar ácida (pH 5,15) durante 10 min, seguido por dos lavados en agua de mar natural o agua de mar artificial (pH 8,0). Los huevos son cuidadosamente dejellied remaron en línea rectaen el medio del plato recubierto de PS en la presencia de 1 mM de 3-aminotriazol (3-AT), que se requiere para inhibir la actividad de ovoperoxidase que es secretada a partir de los gránulos corticales del huevo como un resultado de la fertilización 29. Este paso es importante para evitar el endurecimiento de la envolvente de la fertilización y para facilitar la entrada de la aguja de microinyección. Como una alternativa a 1 mM de 3-AT, 10 mM de ácido paraminobenzoic (PABA) se puede utilizar. La solución de inyección se carga en una aguja de microinyección usando la punta de la pipeta especializada microloading y montado sobre un soporte unido a micromanipulador y unidad de presión (Figura 1). Cada aguja se puede utilizar para microinyectar cigotos individuales en múltiples experimentos en días separados. La microinyección se puede realizar durante 10-15 minutos hasta que los cigotos se endurecen. Los cigotos se lavan a continuación con el agua de mar y se cultivaron a 15 ° C. Cuando los embriones alcanzan la eclosión blástula etapa, que la liberación de enzima que digiere la eclosión componentes de la FERdotación tilización 30 y les permiten desprenden naturalmente del plato recubierto-PS. Si es necesario, los embriones se pueden separar suavemente de la cápsula, utilizando una pipeta de boca o pipeta Pasteur soplando suavemente el agua de mar en los embriones. El método descrito permite la microinyección eficiente y fiable de 100-400 huevos recién fertilizados en un solo plato, proporcionar un método de alto rendimiento para el análisis aguas abajo.

<table><tbody><tr><td>Pipetas de vidrio Pasteur VWR</td><td></td><td>14673-043</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio invertido&nbsp; Axiovert 40 &deg; C</td><td>Zeiss</td><td>4109431007990000</td><td>Microscopio de inyección</td></tr><tr><td>Puntas de microcargador</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td>Solución de inyección de</td></tr><tr><td>carga Malla filtrante de nailon 80&nbsp; &mu; m</td><td>Amazon.com</td><td>03-80-37</td><td>Filtre los huevos para eliminar los residuos</td></tr><tr><td>P20 o P200 Boquillas de pipeta de barrera contra aerosoles</td><td>Fisher Scientific</td><td>02707432 o 02707430</td><td>Parte de una pipeta bucal</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Fisher Scientific</td><td>13 374 12</td><td>Parte de una pipeta bucal</td></tr><tr><td>Tubo de polietileno</td><td>Intramedic</td><td>PE-160</td><td>Parte de una pipeta bucal</td></tr><tr><td>Sulfato de protamina</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>194729</td><td>Adjuntar huevos dejellidos a las placas</td></tr><tr><td>de inyección Erizos de mar S. purpuratus</td><td>Pt. Laboratorio de Invertebrados Marinos de Loma</td><td>N/A</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Agua de mar</td><td>cualquier tienda de mascotas</td><td>Instant Ocean</td> <td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Placa de Petri de poliestireno estéril de 60 mm x 15 mm Fisher</td><td>Scientific</td><td>0875713A</td><td>Placas</td></tr><tr><td>de inyección Micromanipulador de posicionamiento grueso de tres ejes MMN-1</td><td>Narishige</td><td>9124</td><td>Manipular aguja</td></tr><tr><td>de inyección Tipo joystick de tres ejes Aceite Hidráulico Micromanipulador fino MMO-202ND</td><td>Narishige</td><td>9212</td><td>Manipular aguja de inyección</td></tr><tr><td>Pipetas de transferencia</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-9AM</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Vertical&nbsp; tirador de agujas&nbsp;</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>Agujas de inyección</td></tr></tbody></table>

high throughput microinyecciones de sea urchin cigotos

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

La microinyección en células y embriones es una técnica común que se utiliza para estudiar una amplia gama de procesos biológicos. En este método, una pequeña cantidad de solución de tratamiento se carga en una aguja de microinyección que se utiliza para inyectar físicamente células o embriones individuales inmovilizadas. A pesar de la necesidad de una formación inicial para realizar este procedimiento para la entrega de alto rendimiento, la microinyección ofrece la máxima eficiencia y la entrega reproducible de una amplia variedad de soluciones de tratamiento (incluyendo mezclas complejas de muestras) en las células, los óvulos o embriones. Aplicaciones a las microinyecciones incluyen la entrega de las construcciones de ADN, ARNm, proteínas recombinantes, ganancia de función, y la pérdida de función de los reactivos. Colorante fluorescente o colorimétrico se añade a la solución inyectada para permitir la visualización inmediata de la entrega eficiente, así como una herramienta fiable para la normalización de la cantidad de la solución entregada. El método descrito permite la microinyección de 100-400 erizo de mar zygotes dentro de 10 a 15 min.

GFP y mCherry construcciones informadoras fueron transcrito in vitro y microinyectado en los huevos recién fertilizados. Los embriones se incuban a 15 ° C durante 24 horas (hasta la etapa de blástula), y utilizando imágenes Zeiss Observador Z1 microscopio. La inyección de construcciones reportero no condujo a ningún defectos de desarrollo (Figura 6). Para la cuantificación de las señales fluorescentes, adquisición de imágenes se realizó a baja magnificación (100X) para capturar al máximo píxele...

La microinyección es una técnica común que se utiliza para entregar construcciones de ADN, ARNm, oligonucleótidos antisentido morfolino u otros tratamientos en los huevos, embriones y células de diversas especies.

High Throughput microinyecciones de Sea Urchin cigotos

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar microinyecciones de alto rendimiento de cigotos de erizos de mar. Para ello se induce el desove en los erizos de mar y se recogen gametos machos y hembras. A continuación, los huevos se trituran con agua de mar ácida y se inmovilizan en fila en placas de Petri.A continuación, se añaden espermatozoides a los óvulos para fecundarlos y se realiza una microinyección del Sr.N.A deseado después de la microinyección. El agua de tres A T que contiene esperma se intercambia por agua de mar dulce. Estos embriones pueden ser examinados por su morfología y la expresión temporal y espacial de ARN y proteínas específicas.La principal ventaja de esta técnica sobre los métodos existentes como la electroporación, la perfección del labio, la micropartícula, el bombardeo y la transducción, es que permite la entrega de cualquier solución con una eficiencia del 100% utilizando reactivos mínimos. Este método permite una microinyección eficiente y fiable de 100 a 400 x en una sola placa de miles de X por experimento, proporcionando un método de alto rendimiento para el análisis posterior. Antes de realizar este experimento, prepare todas las soluciones madre y el equipo necesario.Consulte el documento adjunto para obtener recetas, se necesitará una pipeta bucal para manipular suavemente los huevos. Para preparar una, comience sosteniendo una micropipeta de vidrio con ambas manos sobre una llama abierta mientras el vidrio comienza a derretirse, tire con cuidado de los extremos de la pipeta en direcciones opuestas hasta que la pipeta se separe en dos mitades. A continuación, conecte una pipeta extraída a un tubo de plástico de 50 a 70 centímetros de longitud.Aplique paraform para crear un sello hermético. Inserte una punta filtrada estéril P 20 o P 200 en el otro extremo del tubo para usarla mientras la boquilla finalmente corta el extremo de la micropipeta de vidrio con unas tijeras para ajustar el diámetro de la punta, el diámetro óptimo excederá ligeramente el diámetro del huevo, que es de aproximadamente 80 micrómetros. A continuación, prepare platos recubiertos de sulfato de protamina.Coloque placas de Petri de poliestireno de 2060 milímetros por 15 milímetros en la mesa de trabajo y retire las tapas de los platos. Estos también se utilizarán como platos para verter una solución de sulfato de protamina al 1% en lo sucesivo, denominada solución PS en cada plato. Agregue lo suficiente para cubrir la superficie e incube durante al menos dos minutos después de la incubación.Retire la solución PS y guárdela para usarla más tarde. La solución de PS sobrante se puede reutilizar muchas veces en tres meses cuando se almacena a cuatro grados centígrados. Coloque los platos tratados con PS en un vaso de precipitados lleno de agua destilada.A continuación, coloque el vaso de precipitados bajo el chorro de agua destilada durante al menos 10 minutos. Los platos recubiertos de PS se pueden utilizar inmediatamente o secar al aire para su almacenamiento. Cúbralos para evitar la acumulación de polvo.Se pueden almacenar a temperatura ambiente hasta por un mes. Para fabricar capilares de inyección, use un extractor de agujas. Los ajustes del extractor de agujas deben determinarse empíricamente como se indica en el manuscrito.Para desovar el erizo de mar, saque un animal del tanque con una red y colóquelo sobre una toalla de papel. Luego levanta al animal y sujétalo fuertemente. Agítalo.Alternativamente, realice una inyección emmic de la siguiente manera. Después de sacar a un animal del tanque, sosténgalo con una mano y use una aguja de calibre 20 conectada a una jeringa de 10 mililitros para inyectar un mililitro de cloruro de potasio 0.5 molar en la membrana perial, la única parte blanda del animal. Después de uno a 10 minutos, el sexo del animal se hará evidente.Los machos comenzarán a liberar esperma blanco y las hembras comenzarán a liberar óvulos amarillos. Si el animal es macho, recoja el esperma seco de la superficie del animal con una pipeta para transferirlo a un tubo de 1,5 mililitros. El esperma seco puede almacenarse a cuatro grados centígrados durante una semana sin pérdida significativa de la función biológica.Si el animal es una hembra, sumerge los poros de gno en un vaso de precipitados lleno de agua de mar para recoger sus carnes de g. Los huevos liberados por los poros de los gno se asentarán por gravedad. Después del desove, filtre los huevos de los desechos, como las espinas de los animales, vertiendo el agua de mar que contiene los huevos.A través de una malla de filtro de nailon de 80 micras en un vaso de precipitados limpio sobre hielo. Para dejar los huevos, transfiera hasta un mililitro de huevos a 100 mililitros de agua de mar ácida en un vaso de precipitados de plástico, agite suavemente los huevos y déjelos reposar sobre hielo durante 10 minutos. Después del tratamiento, vierta con cuidado el agua de mar ácida.Luego agregue agua de mar fresca y deje que los huevos se asienten en el hielo. Otra vez. Los huevos en gelatina se pueden almacenar en hielo hasta por seis horas sin afectar la fertilización. Inmediatamente antes de realizar microinyecciones, vierta de tres a cuatro mililitros de un milimolar, tres de agua TC en cada plato recubierto de PS.La X debe ser todo tipo antes de la inyección hospitalización El problema puede ocurrir si hay una exposición prolongada a tres 80 c de agua más o adhesivos ónicos, como el sulfato de proteínas puede ser tóxico para el X.So el tiempo de exposición debe estar vinculado, especialmente si el animal de fertilización Se han eliminado. Asegure la punta de la pipeta bucal con los dientes y aspire una pequeña cantidad de agua de mar. Esto aumentará el control sobre los huevos cuando se aspiren.A continuación, coloque la punta de la micropipeta cerca de los huevos y aspire suavemente varios cientos de huevos, confinándolos dentro de la micropipeta de vidrio. A continuación, mientras mueve la punta en línea recta, sople suavemente fuera de la pipeta y colóquela en el plato para formar una fila. Con una pipeta de vidrio, haga un rasguño en el plato cerca de la línea de huevos de carretera.Este rasguño se puede usar más adelante para romper la aguja de inyección. Para ajustar el flujo de solución según sea necesario durante el proceso de microinyección. Encienda la estación de microinyección aquí.Un sistema de inyección de femto jet se utiliza con cuidado con un par de pinzas. Monte el capilar de la aguja en un soporte de carga de aguja. Evite tocar el extremo de la aguja para evitar la contaminación de la abertura de la aguja.Con una punta de microcargador, cárguelo con 0,5 a 1,0 microlitros de solución de inyección de muestra. Coloque el plato con huevos de carretera en la platina del microscopio y coloque el plato de modo que los huevos estén alineados verticalmente. Cuando se vea a través de los oculares, enfoque los huevos.Monte con cuidado la aguja cargada en el soporte de la aguja del microinyector y ajuste la posición de la aguja para que la punta esté perfectamente enfocada en el centro del campo de visión. Junto a limpiar la aguja, presione el botón para aplicar la presión máxima viendo a través del microscopio. La solución se verá a medida que se expulsa de la aguja.Ajuste la presión para que esté en el rango de 90 a 360 HP para la inyección con la presión de compensación a aproximadamente un tercio de la presión de inyección. A continuación, inyecte un óvulo no fertilizado para examinar el flujo de la configuración de la inyección. Con un micromanipulador de joystick, dirija la punta de la aguja de inyección al óvulo no fertilizado.Para facilitar la entrada de la aguja, cree un ligero temblor golpeando suavemente la platina con un objeto duro como un destornillador. Presione el pedal para inyectar el óvulo. Si el bolo de inyección no es visible, acerque la aguja a la marca del rasguño.Golpee suavemente la punta de la aguja hasta la marca de rasguño para romper la punta de la aguja de inyección. La abertura de la punta ligeramente más ancha permitirá un flujo de solución más fácil y el borde afilado de la punta rota facilita la entrada de la aguja. Fertilice los óvulos añadiendo espermatozoides inmediatamente después de que la envoltura de fertilización se haga visible.Inicie las inyecciones con el micro manipulador. Con la mano derecha, presiona la punta de la aguja contra el óvulo fertilizado, causando una ligera hendidura casi simultáneamente. Golpee suavemente la platina del microscopio con el destornillador sostenido por la mano izquierda.Muévete a lo largo de la línea de cigotos de la carretera usando el controlador de escenario e inyecta tantos cigotos como sea posible. El bolo inyectable no debe exceder una quinta parte del cigoto. Después de 10 a 15 minutos, los óvulos recién fertilizados se endurecerán y ya no se podrán inyectar.Retire el plato del escenario y, con una pipeta de pasta de plástico, aspire con cuidado el agua de tres TC A que contiene esperma. No deje que los cigotos se sequen y agregue rápidamente agua de mar fresca preenfriada. Tapar el plato incubar a 15 grados centígrados.Después de la inyección. Monitorear los embriones para detectar cambios fenotípicos o moleculares, según corresponda para el experimento, a fin de determinar si la inyección de construcciones reporteras afectó el desarrollo. Se transcribieron in vitro las construcciones de GFP y m cherry reporter y se microinyectaron en los óvulos recién fertilizados.Los embriones inyectados que se muestran aquí se pueden distinguir claramente de los no inyectados, que se indican con las flechas. Los embriones se incubaron a 15 grados centígrados durante 24 horas hasta la etapa de blástula y se tomaron imágenes como se puede ver aquí. Los embriones inyectados que están coloreados tienen la misma morfología que los embriones no inyectados, que son grises.Esto sugiere que la inyección de constructos reporteros no conduce a ningún defecto de desarrollo. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo microinyectar el erizo. La microinyección de cigotos es una herramienta valiosa para la investigación en genética, biología celular y del desarrollo.Con esta técnica, la comunidad de erizos de mar ha hecho una contribución significativa a nuestra comprensión de las vías de desarrollo, como la especificación de sulfatos, la regulación génica, la expresión génica y las vías bioquímicas que subyacen a la biología del desarrollo.

high-throughput-microinjections-of-sea-urchin-zygotes

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Microinyección es un método bien establecido y eficaz para la introducción de sustancias extrañas en embriones de pez cebra fecundado. Este sentido, demuestran una sólida técnica de microinyección para la realización de la sobreexpresión de ARNm, y morpholino oligonucleótidos estudios caída de genes en el pez cebra.

Microinyección de ARNm y oligonucleótidos antisentido Morpholino en embriones de pez cebra.

Este vídeo muestra cómo morfolino o ARNm puede ser inyectado en embriones de pez cebra en el estadio de una célula para aumentar o disminuir el nivel de productos específicos de genes durante el desarrollo posterior.

Microinyección de embriones de pez cebra para analizar la función génica

Demostramos nuestro enfoque a la búsqueda de posibles elementos potenciadores de los genes de desarrollo regulado y la evaluación de su función a través de la transgénesis mosaico de pez cebra.

Mosaico transgénesis pez cebra para la evaluación de secuencias potenciadoras

Este video describe una técnica de microinyección de embriones para administrar compuestos en el saco vitelino del pez cebra.

Microinyección de embriones: una técnica para introducir un compuesto en la yema del pez cebra

Fuente: Shi, J., et al., Cribado e identificación de supresores silenciadores de ARN a partir de efectores secretados de patógenos vegetales. J. Vis. Exp. (2020)Este vídeo muestra el procedimiento para preparar un cultivo de Agrobacterium tumefaciens induciendo la expresión génica de virulencia con acetosiringona, seguida de la eliminación de antibióticos mediante lavado y resuspensión, para generar una suspensión lista para la transformación que permita la entrega génica en los tejidos...

Microinyección de bacterias en la vena caudal de embriones de pez cebra

Los métodos que producen embriones morphant son esenciales para estudiar los mecanismos de desarrollo y redes reguladoras de genes. La estrella de mar patiria miniata es un sistema modelo emergente para estos estudios. Aquí se presenta un protocolo para la obtención de gametos, la producción de cultivos de embriones, y la rápida microinyección de cigotos de esta especie.

Un método para la microinyección de Patiria minata Los cigotos

el seguimiento en directo de la retina progenitores WT individuales en los antecedentes genéticos distintos permite la evaluación de la contribución de la señalización no autónomo celular durante la neurogénesis. Aquí, una combinación de gen desmontables, la generación de quimera a través de la transferencia de embriones y la imagen de lapso de tiempo confocal in vivo se utilizó para este propósito.

En vivo de imágenes de transgénicos de la Expresión Génica en el Estimado de retina progenitores en embriones de pez cebra quiméricos para estudiar celulares Influencias no autónomos

Microinyección de embriones de pez cebra y larvas es una técnica difícil pero crucial en muchos modelos de pez cebra. Aquí, presentamos una gama de herramientas de microescala para ayudar en la estabilización y la orientación del pez cebra para la microinyección y la proyección de imagen.

Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Aquí, presentamos un protocolo para investigar las propiedades mecánicas intracelulares de células embrionarias aisladas de pez cebra en confinamiento tridimensional con medición directa de la fuerza mediante una trampa óptica.

Mediciones directas de la fuerza de la mecánica subcelular en confinamiento utilizando pinzas ópticas

Para modelar cómo las señales inflamatorias influyen en el neurodesarrollo en organismos genéticamente susceptibles, presentamos un protocolo para microinyectar IL-6 en el conducto de Cuvier (vena cardinal común) de larvas de pez cebra, permitiendo la inducción controlada de la inflamación y la evaluación de su impacto en el desarrollo en el contexto del complejo de esclerosis tuberosa (TSC).

Microinyección de interleucina-6 en el torrente sanguíneo de larvas de pez cebra con TSC para estudiar comportamientos similares a trastornos neuropsiquiátricos

Aprende microinyecciones de alto rendimiento en cigotos de erizo de mar para estudiar expresión de ARN y proteínas en embriones. Este método permite analizar la función génica en biología del desarrollo.

High Throughput microinyecciones de Sea Urchin cigotos

Explorar más videos