Name: La detección de glucógeno en las células mononucleares de sangre periférica con ácido periódico de Schiff tinción (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Aprende a detectar glucógeno en células mononucleares de sangre periférica mediante tinción de ácido periódico de Schiff. Este protocolo optimizado permite visualizar el contenido de polisacáridos en células inmunes humanas.

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Esta investigación fue apoyada por una subvención del programa NSERC Discovery número de subvención RGPIN 418522-2013. Agradecemos a R. Kilgour por sus útiles discusiones, y a Katelin Gresty y al Dr. A. Berghdal por proporcionar las secciones de músculos de ratón.

La investigación con muestras de sangre humana fue aprobado por la Universidad Concordia Comité de Ética, número de certificado 10000618. El trabajo en músculo de ratón fue aprobado por la Universidad Concordia Comité de Ética, número de certificado 2010BERG. 1. Aislamiento de PBMC de sangre entera NOTA: Esta operación se realizará en un gabinete de bioseguridad mediante una técnica estéril y equipo fabricante esterilizado. <ol><li> Vierta cuidadosamente 10-15 ml de sangre entera de los tubos (anti-coagulante) de recogida de sangre heparinizados en un tubo cónico estéril de 50 ml. Para derrames sanguíneos menores, limpie con ddH2O y el 70% EtOH utilizando tejido de limpieza. </li><li> Diluir la sangre en el tubo cónico a una proporción de 1: 1 con tampón fosfato salino (PBS 1x) pH 7,4. Asegúrese de que el volumen total máximo no exceda de 30 ml. </li><li> Mezclar suavemente con una pistola de pipeta serológica evitar burbujas. NOTA: No mezclar invirtiendo el tubo para evitar la sangre de unccumulation en la tapa y la posterior filtración durante la centrifugación. </li><li> Añadir 13 ml de Ficoll-Paque (ver Materiales y tabla de Equipo), a un nuevo tubo cónico de 50 ml de capacidad. Mantenga el tubo en posición vertical en el bastidor. </li><li> Con una pipeta de transferencia, tomar sangre diluida, toque la punta de pipeta de transferencia a la pared interior del tubo cerca de la cima. Con la presión lenta y constante, transferir la sangre a lo largo de la pared interior del tubo que forma una capa de sangre en la parte superior de la capa de sacarosa. Realice este paso varias veces hasta que toda la sangre se ha transferido. </li><li> Tapar el tubo herméticamente y se centrifuga el tubo a temperatura ambiente durante 30 min a 700 xg en un rotor de oscilación con el conjunto de aceleración medio a 5, y la deceleración ajustado a cero. </li><li> Poco a poco sacar el tubo y sin molestar a las capas, llevarlo de vuelta a la cabina de bioseguridad. </li><li> Recoger cuidadosamente la capa leucocitaria (fina capa de color blanco turbio), donde se encuentran las PBMC, colocado entre la PBS / plasma unnd capas Ficoll utilizando una pipeta de transferencia. Evitar recolectar capa sacarosa y no molestar a la capa de glóbulos rojos. </li><li> Transferir la capa leucocitaria en un nuevo tubo cónico estéril de 50 ml. Pueden pasar varias veces de repetición del paso 1.8 para recopilar toda la PBMC. </li><li> Añadir PBS pH 7,4 al tubo con la PBMC y rellenar hasta la marca de 45 ml. Agitar el tubo a fondo. No lo hagas vórtice. </li><li> Lavar 1: Centrifugar durante 15 min a 480 xg tanto con la máxima aceleración y deceleración configurado a 9. observar la formación de un pellet de PBMC en la parte inferior del tubo cónico. </li><li> Desechar el PBS (sobrenadante) en un vaso de precipitados de plástico con 10 ml de lejía. </li><li> Afloje sedimento celular suavemente &quot;trasiego&quot; contra una superficie ondulada (es decir, estante vacío). No lo hagas vórtice. </li><li> Añadir 25 ml de PBS pH 7,4 fresco al tubo. Si se está procesando más de un tubo, agrupar los gránulos juntos en este paso. </li><li> Lave 2: Centrifugar el tubo durante 12 minutos a 480 xg with tanto la máxima aceleración y desaceleración ajustado a 9. </li><li> Deseche la PBS (sobrenadante) en el vaso de plástico con un poco de lejía. </li><li> Suavemente &quot;estante&quot; contra una superficie ondulada (es decir, estante vacío). No lo hagas vórtice. </li><li> Añadir 25 ml de PBS fresco al tubo. <ol><li> Sacar 50 l de las células y transferir a un tubo de microcentrífuga para el recuento de viabilidad. </li><li> Añadir una cantidad igual (50 l) de azul de tripano (una mancha de viabilidad) y pipeta de arriba y abajo para mezclar suavemente. </li></ol></li><li> Saque 10 l y transferirlo a un hemocitómetro para comprobar la viabilidad de las células por ml. Anote el número de células / ml. </li><li> Saque la cantidad deseada de células y centrifugar el tubo durante 12 minutos a 480 xg tanto con la máxima aceleración y desaceleración ajustado a 9. </li><li> Deseche la PBS (sobrenadante) en el vaso con lejía. </li><li> Suavemente &quot;estante&quot; contra una superficie ondulada (es decir, estante vacío). Añadir 80 l de PBS en el tubo. </li></ol> 2. Hacer el Slide PBMC <ol><li> Ponga 80 l de las células en un portaobjetos de microscopio. Manchar la gota con la ayuda de otra diapositiva o colocar 2 gotas de 40 l cada uno en ambos extremos de la corredera. </li><li> Deja diapositiva en la cabina de seguridad biológica para secar. Etiqueta de la diapositiva con un lápiz en el lado esmerilado. </li></ol> 3. La fijación de las muestras en las diapositivas <ol><li> Preparar la solución de fijación mediante la mezcla de 0,5 ml de formaldehído al 37% de etanol 4.5 ml de 99%. </li><li> Después los portaobjetos se secan, se llevará a cabo 2 ml de la solución de fijación recién hecho y se vierte en la diapositiva de manera que toda la superficie de la corredera está cubierto. </li><li> Dejar la solución en el portaobjetos durante 1 min. Enjuague el portaobjetos durante 1 minuto con agua del grifo y dejar que se seque al aire. </li></ol> 4. Hacer la Solución amilasa para el Control Negativo <ol><li> Tome 0,25 g de polvo de amilasa y se disuelven en 50 ml de diagua calmado. Vierta la solución en un vaso de 100 ml limpio. </li><li> Sumergir el portaobjetos en el vaso de precipitados de modo que la mitad de la corredera recibe el tratamiento y la otra mitad permanece sin tratamiento y luego se incuba durante 15 min a temperatura ambiente (Figura 1C). </li><li> Tome nota de qué lado de la diapositiva está recibiendo el tratamiento amilasa. Dibujar una línea en la parte posterior de la corredera que indica la frontera entre el tratamiento y control. </li><li> Se lavan los portas con ddH2O para eliminar la solución de amilasa y dejar el portaobjetos se seque al aire. </li></ol> 5. Realice ácido periódico de Schiff (PAS) de tinción e Imagen NOTA: Reactivos de PAS son tóxicos por inhalación y son corrosivos, por lo que los pasos deben realizarse en una campana de humos químicos, y los productos de desecho deben eliminarse de acuerdo con las directrices institucionales. <ol><li> Colocar la placa en una superficie plana y vierta 1,50 a 2,00 ml de solución de ácido periódico sobre la muestra. Incubate durante 5 min a temperatura ambiente. </li><li> Enjuague los portaobjetos en varios cargos de agua destilada. </li><li> Verter 1,50-2,00 ml de reactivo de Schiff en la diapositiva y se incuba a temperatura ambiente durante 15 min. </li><li> Lavar el portaobjetos con agua destilada durante 5 minutos y dejar que se seque al aire. </li><li> Aplicar medio de montaje 10 l en el portaobjetos y cubrir con dos pequeñas cubreobjetos, o aplicar 50 l y utilizar una gran cubreobjetos. </li><li> Aplicar esmalte de uñas transparente en los bordes del cubreobjetos, dejar secar durante la noche. </li></ol> 6. Obtener imágenes con la Luz Microscopio Binocular Utilizando el objetivo 100X

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<li>Peter, J. B., Barnard, R. J., Edgerton, V. R., Gillespie, C. A., Stempel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+profiles+of+three+fiber+types+of+skeletal+muscle+in+guinea+pigs+and+rabbits%29%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Metabolic profiles of three fiber types of skeletal muscle in guinea pigs and rabbits).</a> Biochemistry. 11 (14), 2627-2633 (1972).</li>
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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los pasos críticos de este artículo de vídeo fueron durante el lavado y la amilasa tratamiento de las células. Mientras se lava las diapositivas, el paso clave estaba utilizando una botella de lavado squeezable plástico y dejar que el agua corra suavemente a través de la muestra en la diapositiva y no apuntar directamente contra las muestras. Incluso la más mínima presión de agua directa sería hacer que las células para salir de la diapositiva. Otro paso clave fue utilizar la misma diapositiva durante ± condiciones de a...

Ácido periódico de Schiff (PAS) tinción es una técnica inmunohistoquímica que se utiliza ampliamente en la investigación y diagnóstico muscular. También se utiliza como una herramienta de diagnóstico en muestras de sangre. La técnica funciona mediante la aplicación de una solución de ácido periódico a la muestra, que se oxida unidades dentro de los polisacáridos crear grupos aldehído que reaccionan con el reactivo de Schiff la incoloro produciendo de este modo un producto magenta profundo. Los pasos de este procedimiento se muestran en la Figura 1. La mancha resulta nada con polisacáridos magenta, incluyendo glucógeno, glicoproteínas, glicolípidos, mucinas, u otras moléculas con restos de polisacáridos. Tinción PAS se utiliza a menudo para medir los niveles de glucógeno en las fibras musculares. Secciones de tejido músculos son ideales para la técnica, ya que se adhieren firmemente a la diapositiva y soportan múltiples etapas de lavado y tinción. El glucógeno es más presente en las fibras musculares de contracción rápida de tipo II, que tienen una gran demandapara la producción de ATP rápido que requiere de glucógeno para el máximo rendimiento de 1,2. El glucógeno es un polímero ramificado de glucosa que se puede dividir en glucosa libre a través de la acción de las enzimas de la glucógeno fosforilasa. En tiempos de descanso y nutricional-suficiencia, el glucógeno se repone a través del proceso de glucogénesis, mientras que en los momentos de alta energía o la insuficiencia de la demanda nutricional; se descompone el glucógeno en glucosa por la glucogenólisis. Ya desde la década de 1950 los científicos clínicos han explorado tinción PAS en muestras de sangre para analizar el contenido de glucógeno en diversas enfermedades 7.3. Por ejemplo, en la enfermedad de Pompe, un almacenamiento de glucógeno de buena fe células blancas de la sangre disease- se acumulan grandes cantidades de glucógeno que difiere significativamente de los controles sanos 8. Este artículo de vídeo demuestra una versión adaptada de la tinción de PAS para su uso en células mononucleares de sangre periférica (PBMC) a partir de muestras de sangre venosa de los sujetos humanos sanos. PBMCs contienen en su mayoría linfocitos de los linfocitos T y las familias de linfocitos B, así como otras células inmunes, tales como células asesinas naturales y monocitos. La primera etapa de purificación elimina los eritrocitos, neutrófilos, granulocitos y otros. Esta técnica proporciona datos sobre una proporción concentrada de linfocitos que permiten para la enumeración más robusta de células PAS positivos en comparación con el uso de enteros frotis de sangre. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52199/52199fig1highres.jpg"> Figura 1:. Paso a paso metodología de la tinción PAS en PBMC (A) En primer lugar, el aislamiento de PBMC se logra mediante gradiente de Ficoll, el panel izquierdo muestra la preparación antes de la centrifugación, el panel derecho muestra que después de la centrifugación, donde la capa leucocitaria que contiene la PBMC se observa en el centro del tubo. (B) PBMCs aisladas se fijan sobre el portaobjetos utilizando Solu la adherencia de formalina-etanolción. El portaobjetos se enjuaga suavemente con agua destilada de una botella de lavado de plástico. (C) El portaobjetos se coloca entonces en un vaso de precipitados de 100 ml a mitad de camino lleno de solución amilasa, que se disolverá glucógeno. El portaobjetos se enjuaga suavemente. (D) El portaobjetos se trató con solución de ácido periódico, donde la oxidación de los sacáridos se lleva a cabo. Los portaobjetos se aclararon de forma abundante; se eliminará el exceso de ácido periódico y detener la etapa de oxidación. (E) Cuando se añade el reactivo de Schiff a las diapositivas, es el que reacciona con aldehídos creados durante la etapa de oxidación. Este reactivo incoloro entonces resultar en un producto rojo magenta profundo. Las diapositivas se enjuagan suavemente para eliminar el exceso de reactivo de Schiff.

<table><tbody><tr><td>Kit de Ácido Periódico de Schiff</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/395b?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>395B</td><td>Llevar a temperatura ambiente antes de usar. Los materiales de este kit son tóxicos y dañinos. Tenga precaución.</td></tr><tr><td>&amp;alpha;-Amilasa de páncreas porcino</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/a3176?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>A3176</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Binocular</td><td>Carl Zeiss Microscopy</td><td>Axio Lab A0</td><td></td></tr><tr><td>Kit para el ensayo de glucógeno</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/mak016?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>MAK016</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque PLUS</td><td><a href="https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4779441" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> VWR, GE Healthcare</a></td><td>17-1440-02</td><td>Polímero sintético no iónico de sacarosa.</td></tr><tr><td>Centrífuga</td><td></td><td></td><td>Para el aislamiento de PBMC, se utilizaron cubetas oscilantes.</td></tr></tbody></table>

la detección de glucógeno en las células mononucleares de sangre periférica con ácido periódico de schiff tinción

Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining

La tinción de Schiff con ácido peryódico (PAS) es una técnica inmunohistoquímica utilizada en biopsias musculares y como herramienta de diagnóstico para muestras de sangre. Los polisacáridos como el glucógeno, las glicoproteínas y los glicolípidos tiñen de color magenta brillante, lo que facilita la enumeración de las células positivas y negativas dentro del tejido. En las células musculares, la tinción con PAS se utiliza para determinar el contenido de glucógeno en diferentes tipos de células musculares, mientras que en las muestras de células sanguíneas, la tinción con PAS se ha explorado como herramienta de diagnóstico para una variedad de afecciones. La sangre contiene una proporción de glóbulos blancos que pertenecen al sistema inmunitario. La noción de que las células del sistema inmunitario poseen glucógeno y lo utilizan como fuente de energía no ha sido ampliamente explorada. Aquí, describimos una versión adaptada del protocolo de tinción PAS que se puede aplicar en células inmunitarias mononucleares de sangre periférica de sangre venosa humana. Se observaron células pequeñas con gránulos positivos para PAS y células más grandes con tinción difusa de PAS. El tratamiento de las muestras con amilasa anula estos patrones, confirmando la especificidad de la tinción. Una técnica alternativa basada en la digestión enzimática confirmó la presencia y cantidad de glucógeno en las muestras. Este protocolo es útil para hematólogos o inmunólogos que estudian el contenido de polisacáridos en los linfocitos derivados de la sangre.

Para validar los reactivos y la técnica básica, la tinción de PAS se realizó de acuerdo con las instrucciones del fabricante en secciones de músculo sóleo ratón. La tinción se realizó mismo día que el sacrificio y en el último paso de la tinción, las secciones se fijaron por xileno. El músculo sóleo se sabe que contiene ~ 35% de glucógeno-células positivas 9. Las células musculares teñidas muestran dos gránulos puntiformes Características- PAS positivos distintas dentro de la célula, y una línea continua dema...

La tinción de Schiff con ácido peryódico es una técnica que visualiza el contenido de polisacáridos de los tejidos. Este artículo demuestra el protocolo de tinción de Schiff de ácido peryódico adaptado para su uso en células mononucleares de sangre periférica purificadas a partir de sangre venosa humana. Dichas muestras están enriquecidas con linfocitos y otros glóbulos blancos del sistema inmunitario.

La detección de glucógeno en las células mononucleares de sangre periférica con ácido periódico de Schiff tinción

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. ...

El objetivo general de este procedimiento es visualizar el contenido de glucógeno de las células mononucleares de sangre periférica. Esto se logra aislando primero las BMC P de la sangre entera humana mediante centrifugación en gradiente de densidad. El segundo paso es preparar los portaobjetos de muestra untando o pipeteando las células sanguíneas, y luego tratarlas con una solución fijadora, seguido de un lavado a continuación para un control negativo.La mitad del portaobjetos se sumerge en una solución de amilasa, que disuelve los polímeros de glucógeno, seguido de un lavado. Ahora las muestras se tiñen con una solución de ácido peryódico seguida de un lavado. El paso final es agregar el reactivo del turno seguido de un lavado.En última instancia, la microscopía óptica se utiliza para mostrar las reservas de glucógeno dentro de las células. La principal ventaja de esta técnica sobre los métodos existentes es que hay más células mononucleares por portaobjetos en comparación con la tinción de sangre completa. Por lo tanto, es más eficiente analizar el contenido de glucógeno y los linfocitos, ya que los neutrófilos y los glóbulos rojos están ausentes.Para comenzar este procedimiento en un gabinete de bioseguridad, transfiera cuidadosamente de 10 a 15 mililitros de sangre completa del tubo de recolección de sangre heparinizada a un tubo cónico estéril de 50 mililitros. A continuación, diluya la sangre en PBS una X a pH 7,4 en una proporción de uno a uno, y asegúrese de que el volumen total máximo no supere los 30 mililitros. Mezclar suavemente con una pistola de pipetas serológicas y evitar que se generen burbujas.Luego transfiera 13 mililitros de polímero sintético no iónico de sacarosa, FICO, a un nuevo tubo cónico de 15 mililitros. Posteriormente, agregue la sangre diluida con una presión lenta y constante para formar una capa de sangre encima de la capa FICO. Realice este paso varias veces hasta que se haya transferido toda la sangre.Posteriormente, tape bien el tubo y enfóllelo a temperatura ambiente durante 30 minutos a 400 Gs. Después de eso, saque lentamente el tubo y transfiéralo nuevamente al gabinete de bioseguridad. A continuación, recoja cuidadosamente la capa leucocitaria entre las capas de plasma PBS y FICO donde se encuentran las pbmc. Evite acumular la capa FICO y no altere la capa de glóbulos rojos.A continuación, transfiera el abrigo leucocitario a un nuevo tubo cónico estéril de 50 mililitros. Agregue PBS al tubo con los P BMC y llénelo hasta la marca de 45 mililitros. A continuación, agite bien el tubo.A continuación, centrifugarlo durante 15 minutos. A 277 gs, se formará una paleta de p BMC en la parte inferior del tubo cónico. Después, desecha el sobrenadante en un vaso de plástico con 10 mililitros de lejía.Afloje el gránulo de la celda colocando suavemente el tubo contra una superficie ondulada. Agregue 20 mililitros de PBS fresco al tubo. Si se está procesando más de un tubo, junte los gránulos en este paso.A continuación, centrifuga el tubo durante 12 minutos a 480 gs. Deseche el sobrenadante en el vaso de plástico con un chorrito de lejía. A continuación, frote suavemente el tubo contra una superficie ondulada.Nuevamente, luego, agregue 25 mililitros de PBS fresco al tubo. Transfiera 50 microlitros de las células a un tubo de microcentrífuga. Para la viabilidad, cuente para contar las celdas.Agregue 50 microlitros de azul de trian y pipetee hacia arriba y hacia abajo suavemente para mezclar. Posteriormente, transfiera 10 microlitros de la mezcla a un hemocímetro. Para comprobar la viabilidad de las células y registrar el número de células por mililitro.Tome la cantidad deseada de células y centrifugue el tubo durante 12 minutos a 177 gs. Después de eso, deseche el nadante de SUP en el vaso de precipitados con lejía. A continuación, coloque suavemente el tubo contra una superficie ondulada, y luego añada 80 microlitros de PBS en el tubo.Para hacer el portaobjetos de PBMC, coloque 80 microlitros de las células en un portaobjetos de microscopio preetiquetado, unte la gota con la ayuda de otro portaobjetos o coloque dos gotas de 40 microlitros en ambos extremos del portaobjetos. Deje secar el portaobjetos en la cabina de seguridad biológica. A continuación, prepare la solución fijadora mezclando 0,5 mililitros de formaldehído al 37% con 4,5 mililitros de etanol al 99%.Después de que los portaobjetos se hayan secado, agregue dos mililitros de la solución fijadora recién hecha en el portaobjetos para cubrir toda la superficie. Deje la solución en el portaobjetos durante un minuto antes de enjuagarlo con agua del grifo durante otro minuto. A continuación, déjalo secar al aire.Ahora disuelve. Punto 25 gramos de amilasa en polvo en 50 mililitros de agua destilada. Vierte la solución en un vaso de precipitados de 100 mililitros.A continuación, sumerja la mitad del portaobjetos en el vaso de precipitados e incube durante 15 minutos. A temperatura ambiente, anote en el lado que está recibiendo el tratamiento con amilasa. Dibuje una línea en la parte posterior del portaobjetos que indique el límite entre el tratamiento y el control.Después de eso, lave el portaobjetos con agua destilada para eliminar la solución de amilasa. A continuación, deje que el portaobjetos se seque al aire En este paso, coloque un portaobjetos sobre una superficie plana. Aplique dos mililitros de solución de ácido peryódico sobre la muestra e incube durante cinco minutos a temperatura ambiente.A continuación, enjuague el portaobjetos varias veces con agua destilada. Aplique dos mililitros de reactivo de turnos en el portaobjetos e incube a temperatura ambiente durante 15 minutos. Posteriormente, lave el portaobjetos con agua destilada durante cinco minutos y luego déjelo secar al aire.A continuación, aplique 100 microlitros de medios de montaje en la corredera y cúbrala con un cubreobjetos grande, o aplique 50 microlitros y use dos cubreobjetos pequeños. Después de eso, aplica esmalte de uñas transparente en los bordes del cubreobjetos. Déjalos secar durante la noche.A continuación, obtenga imágenes con el microscopio óptico binocular utilizando el objetivo PAS de 100 x. La tinción se realizó en las BMC P de la sangre venosa de sujetos sanos. Las BMC de P teñidas con PAS mostraron una variedad de patrones de tinción.Se observaron fácilmente células pequeñas con gránulos. También se observó una proporción de células más grandes con un patrón de tinción difuso. El tratamiento de las muestras con amilasa eliminó la señal de los gránulos y disminuyó la positividad difusa del PAS.La tinción de PAS y HEMATIN se realizó en el portaobjetos de sangre total. Este PBMC está rodeado por muchos eritrocitos. El 98% de las pbmc positivas para PAS fueron las células más pequeñas, y el 40% fueron las células más grandes.El tratamiento con amilasa eliminó la señal de PAS en las células pequeñas y disminuyó significativamente la señal de PAS en las células más grandes hasta un 7%No olvide que trabajar con reactivos de PAS puede ser extremadamente peligroso, y se deben tomar precauciones como el uso de equipo de protección personal adecuado y el uso de una capucha química mientras se realiza este procedimiento.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Este video muestra la técnica de tinción de Schiff con ácido peryódico para evaluar los niveles de glucógeno de células mononucleares de sangre periférica in vitro. La tinción imparte un color magenta a los gránulos de glucógeno intracelular, haciéndolos visibles bajo un microscopio.

Tinción de células con ácido peryódico-Schiff: una técnica in vitro para detectar los niveles de glucógeno en células mononucleares de sangre periférica

En este video, describimos un ensayo espectrofotométrico cualitativo para determinar el grado de ramificación en una muestra de glucógeno con una estructura no caracterizada. La comparación de los máximos de absorbancia de la muestra no caracterizada con los de los polisacáridos con estructuras ramificadas conocidas indica la presencia de ramificación en la muestra no caracterizada.

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Se describe aquí un método bioquímico exacta, reproducible y conveniente para la titulación de glucógeno in vitro. Esta técnica utiliza el kit de ensayo de Abcam glucógeno y se basa en la hidrólisis sucesivas de glucógeno en glucosa y la glucosa titulación por fluorescencia.

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