Monitorización de la presión intracraneal en un modelo de roedor con hemorragia intraventricular no traumática

Este protocolo describe un método para medir la presión intracraneal, la presión arterial media y la presión de perfusión cerebral después de una hemorragia intraventricular no traumática en roedores. Las presiones intracraneales y arteriales medias se pueden medir de manera precisa y confiable con un sensor de fibra óptica insertado en la corteza y la arteria femoral de la rata, respectivamente. Las técnicas descritas aquí se traducen en el ámbito clínico cuando los pacientes con hemorragia intraventricular requieren una monitorización invasiva de la presión intracraneal.

Los objetivos de este estudio fueron establecer un modelo animal de HVI con monitoreo objetivo de PIC, PAM y CCP después de la Hiv intraventricular, para que los autores puedan aplicar esto aún más en futuros experimentos que se centrarán en los efectos de los PIC inducidos por la Hiv en la disfunción posterior de la memoria. Las principales luchas pueden incluir precisión, ya que los sensores de fibra óptica son pequeños. La disección de la arteria femoral también podría representar un desafío para algunos, particularmente aquellos que no se utilizan en habilidades microquirúrgicas.

Después de anestesiar a la rata, inserte el termómetro rectal para controlar la temperatura continuamente. Corta el vello de la cabeza y la región femoral, y prepara la piel con tres exfoliantes alternos de Betadine y alcohol al 70% antes de la cirugía. Aspire cualquier secreción respiratoria acumulada retirando temporalmente a la rata del ventilador y aspirando las secreciones con un tubo PE-50 conectado a una jeringa de 10 mililitros.

Proteja los ojos con ungüento estéril para lágrimas artificiales. Antes de la incisión del cuero cabelludo, inyecte bupivacaína local en la piel y los tejidos subcutáneos. Coloque la rata en una posición prona en un marco estereotáctico y la orejera.

Haga una incisión de cuero cabelludo de 1,5 centímetros a lo largo de la línea media con un bisturí de 15 cuchillas. Aplique una presión suave con una gasa para la hemostasia. Usando un aplicador de punta de algodón estéril, separe el periostio del cráneo hasta que el punto de referencia bregma sea visible.

Localice y marque bregma usando estereotaxis, y marque la ubicación de dos orificios de rebabas bilaterales de 1,4 milímetros laterales y 0,9 milímetros negativos posteriores al bregma. Usando un taladro de mano, cree estos dos pequeños orificios craneales en los hemisferios derecho e izquierdo. Irrigar cualquier exceso de astillas óseas con solución estéril de Ringer lactato.

En el hemisferio derecho, coloque una cánula guía de calibre 22 al nivel del orificio de rebabas para insertar la aguja de calibre 28 a través de la cánula hasta la profundidad del ventrículo lateral derecho para crear hemorragia intraventricular. Conecte el sensor de presión de fibra óptica a la unidad de lectura. Encienda la unidad de lectura y asegúrese de que las unidades seleccionadas estén en milímetros de mercurio.

Luego, prepare el sensor sumergiendo su punta en un vaso pequeño con solución de Ringer lactato hasta que la unidad de lectura lea cero y esté lista para usar. En el hemisferio izquierdo, inserte suavemente el sensor de presión a una profundidad de dos a tres milímetros en la corteza para el monitoreo en tiempo real de ICP. Después de insertar el monitor ICP, gire la parte inferior del tronco de la rata para facilitar el acceso al muslo izquierdo y al área de la ingle.

Después de la preparación estéril y la administración local de bupivacaína, haga una incisión cutánea de 1,5 centímetros sobre la extremidad posterior con un bisturí de 15 hojas. Diseccionar la arteria femoral izquierda superficialmente con un hemostático y luego capas más profundas usando fórceps con puntas finas bajo un microscopio. Identifique la vena femoral azul profundo para ayudar a localizar la arteria adyacente.

Ate la arteria femoral distal con una sutura de seda 3-0 y coloque un clip de metal temporal en la porción proximal de la arteria femoral. Tenga un segundo sensor de presión de fibra óptica conectado a la unidad de lectura ya cebado. Inserte el sensor de presión en el tubo PE-50, que se inserta en un Tuohy Borst que luego se cierra.

Conecte el Tuohy Borst a una llave de paso de tres vías conectada a una jeringa de un milímetro en un extremo y una aguja de calibre 22 con tubo PE-50 en el otro extremo. Bajo el microscopio, haga una arteriotomía femoral de dos milímetros con microtijeras y cannula con un tubo PE-50 conectado al resto de la configuración. Aspire 500 microlitros de sangre con una jeringa de un milímetro y gire la llave de paso de tres vías para que el sensor de presión lea MAP.

Prepare la aguja intraventricular de calibre 28 conectada al tubo PE-50 con la sangre aspirada para animales de HVI y Ringer lactato para los animales de control del vehículo. Luego inserte esta aguja en la cánula guía hasta la profundidad del ventrículo lateral derecho. Usando una tasa de 100 microlitros por minuto, inyecte la sangre, o 200 microlitros de solución de Ringer lactato estéril en el ventrículo lateral derecho bombeando la jeringa de un milímetro con el pulgar.

Controle y registre la PIC, la presión arterial y la temperatura rectal. Supervise y registre los valores ICP y MAP posteriores a la inyección. Después de completar la inyección intraventricular, retire el tubo PE-50 que contiene el sensor de presión insertado en la arteria femoral y aplique el clip temporal a la arteria femoral para prevenir el sangrado.

Ate la porción proximal de la arteria femoral usando la sutura de seda 3-0 y cierre la incisión femoral de manera interrumpida usando seda 3-0. Retire la cánula guía con la aguja intraventricular en el monitor ICP. Selle los orificios de rebabas con cera ósea.

Y cierre la incisión craneal con sutura de seda 3-0 interrumpidamente. Aplique bupivacaína tópica en la incisión e inyecte 0.5 miligramos por kilogramo de carprofeno. No deje a los animales desatendidos hasta que hayan recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal.

Permita que las ratas se recuperen completamente después de la cirugía bajo supervisión y devuélvalas a sus jaulas domésticas con acceso gratuito a alimentos y agua después de la recuperación. Excluyendo el grupo simulado, los PIC aumentaron significativamente durante la inyección intraventricular en los grupos de HVI y control del vehículo. Los PIC fueron mayores en el grupo de Hiv en comparación con el control del vehículo.

Luego, los PIC disminuyeron rápidamente y se normalizaron dentro de los cinco minutos posteriores a la inyección intraventricular en esos grupos de animales. Se observó que las PAM se mantuvieron similares durante todo el procedimiento, mientras que las PPC disminuyeron durante la inyección intraventricular de sangre o solución de Ringer lactato. Los pasos vitales de la cirugía incluyen la ubicación correcta y la perforación de orificios de rebabas y arteriotomía femoral.

Los pasos mencionados anteriormente deben seguirse de cerca para garantizar que los sensores realicen su trabajo al leer los cambios de presión con precisión.