Name: Cocultivo microfluídico de epitelio renal sano y tumoral para modelar la progresión del cáncer de riñón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-31T13:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Aprende a utilizar microfluídica y bioimpresión 3D para modelar la progresión del cáncer renal mediante cocultivo de epitelio sano y tumoral. Este sistema permite estudiar cambios en expresión génica y respuestas celulares in vivo.

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NOTA: Estos protocolos describen los pasos integrales para preparar geles de colágeno y agarosa en 3D, inyectar células, perfundir las muestras y extraerlas para su posterior análisis. Ajuste los tiempos y las condiciones de incubación en función de los requisitos experimentales específicos.
1. Preparación de la matriz de gel de colágeno y agarosa
<ol>
	<li>Impresión 3D NOTA: Para crear la forma apropiada para la matriz de gel, desarrollamos un diseño de cámara único que da forma al gel en una forma de organoide fisiológicamente relevante (consulte el archivo complementario 1).<ol>
		<li>Diseñe las cámaras utilizando software de diseño asistido por computadora. La cámara consta de cuatro compartimentos paralelos: dos compartimentos de celdas, un compartimento de matriz y un canal de conexión (Figura 1 y Figura 2).</li>
		<li>Construir las cámaras mediante impresión 3D; Una boquilla de calentamiento derrite un filamento bioplástico y lo deposita capa por capa. Para seguir este protocolo, utilice polipropileno (PP), un filamento bioplástico no tóxico, y una impresora 3D de tipo cartesiano, llamada así por el sistema de coordenadas XYZ.</li>
		<li>Agregue una función de forma de cono inverso a los compartimentos de las células para dirigir las células al canal.</li>
		<li>Dé una forma redonda al compartimento de la matriz, que es crucial para la formación de gel de colágeno.</li>
		<li>Conecte los compartimentos de la célula y la matriz con un canal (diámetro de 0,04 mm, Figura 3B), permitiendo que las células fluyan desde el compartimento de la célula hacia el compartimento de la matriz y se adhieran a la superficie del tubo.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparación de matriz de colágeno para el cultivo de células RPTEC-TERT1 NOTA: Este procedimiento asegura que la matriz de colágeno se prepare correctamente y se cargue en la cámara, creando un entorno adecuado para la posterior inyección y cultivo de células RPTEC/TERT1 y el crecimiento de la estructura celular 3D. Asegúrese de que todos los pasos se realicen en condiciones estériles para evitar la contaminación.<ol>
		<li>Prepare la solución de reticulación mezclando 50 μL de Genipina (30 mM) con 50 μL de NaOH (1 M) utilizando un vórtice para asegurar una mezcla completa.</li>
		<li>Agregue 1,000 μL de colágeno tipo I a la solución preparada de Genipin y NaOH mientras mantiene la mezcla en hielo para evitar la gelificación prematura. Mezcle la solución nuevamente usando un vórtice para lograr una mezcla homogénea. NOTA: Mantenga la solución mezclada en hielo continuamente para evitar la gelificación prematura.</li>
		<li>Con una punta de pipeta de 1.000 μL, recoja toda la solución preparada y añada 150-200 μL de la solución en el compartimento de la matriz de la cámara impresa en 3D.</li>
		<li>Deje que la matriz polimerice manteniendo la cámara en la incubadora de CO2 a 37 oC durante 60-90 min. Añadir 150 μL de medio de cultivo en la parte superior de la matriz y dejar toda la noche en la incubadora.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparación de la matriz de colágeno-agarosa e inclusión de células Caki-1 NOTA: Tanto las células RPTEC/TERT1 como las Caki-1 se cultivaron utilizando el mismo medio de cultivo, que consistía en medios de alta glucosa DMEM F-12 suplementados con ITS (10 μg/mL de insulina, 5,5 μg/mL de transferrina y 5 ng/mL de selenito de sodio), 10 ng/mL de factor de crecimiento epidérmico (EGF), 36 ng/mL de hidrocortisona, 100 U/mL de penicilina, 100 μg/mL de estreptomicina (5% v/v) y 10% (v/v) de suero fetal para terneros (FCS).<ol>
		<li>Disuelva el polvo de agarosa en agua estéril o DPBS para lograr una concentración final del 2%. Coloque la solución de agarosa en un bloque calefactor ajustado a 85 oC para asegurar una disolución completa. NOTA: Manipule la solución de agarosa con cuidado debido a su sensibilidad a la temperatura.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Incrustación de células Caki-1<ol>
		<li>Separe las células Caki-1 de sus matraces de cultivo añadiendo 1x tripsina-EDTA e incubando a 37 °C hasta que las células se desprendan. Neutralice la tripsina 1x añadiendo un volumen igual de medio de cultivo.</li>
		<li>Recoja la suspensión celular, cuente las celdas y centrifugue a 2.500 × g durante 5 minutos. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender los gránulos celulares en un medio de cultivo fresco hasta una concentración final de 1 × 103 células/mL (Caki-1). NOTA: Asegúrese de que la suspensión de celdas esté completamente mezclada y libre de grumos antes de cargarla en la cámara.</li>
		<li>Agregue 25 μL de suspensión celular en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL. NOTA: Asegúrese de que la jeringa o pipeta esté esterilizada y sea adecuada para la manipulación de células.</li>
		<li>Añadir 75 μL de colágeno tipo I en el tubo con la suspensión celular y el vórtice. NOTA: Mantenga la mezcla en hielo continuamente para evitar la gelificación prematura.</li>
		<li>Añadir 100 μL de gel de agarosa derretido al 2% y mezclar cuidadosamente en vórtice hasta que el gel se vuelva homogéneo. NOTA: Asegure una distribución uniforme de las células dentro del gel. Evite introducir burbujas de aire durante la inyección, ya que pueden alterar la distribución celular y la integridad del gel.</li>
		<li>Después de 1 h, agregue 150 μL de medio celular en la parte superior de la matriz y retírelo de la cámara con una espátula. Colocar las matrices 3D con células en una placa de 24 pocillos con 1.000 μL de medio de cultivo e incubar a 37 °C, 5% CO2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig01.jpg"> 
Figura 1: Diseño de la cámara impresa en 3D para la reconstrucción de los túbulos renales. (A,B) Representación de la cámara impresa en 3D diseñada para alojar una matriz de colágeno reticulado para reconstruir los túbulos renales. Cada cámara consta de cuatro compartimentos individuales, que se utilizan para producir una cantidad igual de geles. 1 punto de inserción para el filamento, 2 precámaras para llenar con agar solo para evitar fugas, cámara de 3 colágenos, cámara de 4 células. (C) Dimensiones del gel de colágeno reticulado y del túbulo renal incrustado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig02v2.jpg"> 
Figura 2: Preparación de geles de colágeno y agar-colágeno. (A) Cámara impresa en 3D con filamentos insertados. (B) La solución de colágeno reticulado se dispensa en los pocillos de la cámara (C) La cámara llena de solución de colágeno se coloca en la incubadora para facilitar la polimerización de la matriz (D) Recolección de células RPTEC-TERT1 antes de la inyección en la matriz de colágeno (E) Adición de suspensión celular en el compartimiento celular de la cámara (F) Extracción del filamento con la ayuda de pinzas, lo que permite que las células poblen la estructura tubular hueca dentro de la matriz (G) Suspensión de células RCC mezcladas con colágeno en un tubo de 1,5 ml (H) Adición de solución de agar al 2% las células para generar el gel RCC. (I) Los geles se colocan en la incubadora para facilitar la gelificación de la matriz (J,K,L) Extracción del gel de colágeno polimerizado con los túbulos renales de la cámara impresa en 3D con la ayuda de una espátula y colocación de los mismos en una placa de 24 pocillos antes de su posterior procesamiento (M,N,O) Eliminación del gel de colágeno-agar polimerizado con las células RCC con la ayuda de una espátula, y colocarlos en una placa de 24 pocillos antes de su posterior procesamiento <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig02large.jpg" target="_blank">. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig03.jpg"> 
Figura 3: Montaje del sistema de cultivo microfluídico. (A,B) Apertura de los compartimentos de cultivo del chip Humimic2 con una herramienta específica (C) Después de retirar el medio de cultivo utilizado para lavar el chip, agregue 400 μL de medio de cultivo fresco. (D,E) Después de retirar los geles renales y RCC de las placas de 24 pocillos respectivas, coloque cada gel en el compartimento de cultivo de un solo circuito de perfusión del chip Humimic utilizando espátulas para manipular los geles. (F,G) Después de colocar los geles en el chip, las cámaras de cultivo se sellan y el chip se conecta a la unidad de perfusión a través de tres microbombas en cada circuito microfluídico, conectadas por tubos especializados. (H) Las virutas se colocan en la incubadora durante todo el período de cultivo (I) Parámetros de perfusión establecidos en la unidad de control. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
2. Inyección de células RPTEC/TERT1
<ol>
	<li>Inyección de células RPTEC/TERT1<ol>
		<li>Separe las células RPTEC/TERT1 de sus matraces de cultivo añadiendo 1x tripsina-EDTA e incubando a 37 °C hasta que las células se desprendan.</li>
		<li>Neutralizar la tripsina 1x añadiendo un volumen igual de medio de cultivo con suplementos. Recoja la suspensión celular y centrifugue a 2.500 × g durante 5 min.</li>
		<li>Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender los gránulos celulares en un medio de cultivo fresco hasta una concentración final de 1 × 106 células/mL (RPTEC/TERT1). Asegúrese de que la suspensión de la celda esté completamente mezclada y libre de grumos antes de cargarla en la cámara.</li>
		<li>Cargue 10 μL de la suspensión celular preparada en una micropipeta con una punta de 10 μL. Asegúrese de que la pipeta esté esterilizada y sea adecuada para la manipulación de células. Inyecte cuidadosamente la suspensión celular en el colágeno solidificado (paso 1.2.4) a través del compartimiento celular dentro de la cámara.</li>
		<li>Retire suavemente el filamento con pinzas, permitiendo que las células llenen la estructura tubular hueca dentro de la matriz NOTA: Asegure una distribución uniforme de las células dentro del gel. Evite introducir burbujas de aire durante la inyección, ya que pueden alterar la distribución celular y la integridad del gel.</li>
		<li>Coloque las cámaras en una incubadora a 37 °C con 5% de CO2 . Después de 60 minutos, agregue 150 μL de medio celular en la parte superior de la matriz para evitar que se seque. Incubar durante 24 h para permitir que las células se aclimaten e integren en la matriz de gel.</li>
		<li>Al día siguiente, retire la matriz de la cámara con una espátula. Colocar las matrices 3D con células en una placa de 24 pocillos con 1.000 μL de medio de cultivo e incubar a 37 °C con 5% de CO2. NOTA: Los geles preparados con el túbulo renal reconstruido y los esferoides RCC incorporados se agregarán al sistema de microfluidos para el cocultivo</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Perfusión de muestras de células 3D
<ol>
	<li>Perfusión celular 3D en el sistema de chips multiorgánicos<ol>
		<li>Conecte el chip con la célula 3D al sistema de perfusión con tubos.</li>
		<li>Configure el sistema: Frecuencia: 0,25 Hz, Vacío: -220 mbar, Presión: 800 mbar y conecte el chip 2 al sistema (Figura 3).</li>
		<li>Cultivar el cultivo celular dinámico en 3D durante 5 días en una incubadora a 37 °C con 5% de CO2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
Recogida de muestras de células 4. 3D después de la perfusión
<ol>
	<li>Recolección y análisis posterior a la perfusión<ol>
		<li>Retire los geles del sistema de perfusión y enjuáguelos con PBS.</li>
		<li>Fije los geles colocando las muestras en paraformaldehído al 2% durante 2-3 h a temperatura ambiente. Almacenar muestras fijadas a 4 ºC.</li>
		<li>Tiñe los geles con colorantes (por ejemplo, Hoechst33342, faloidina, ZO1, tubulina).</li>
		<li>Después de 5 días de perfusión utilizando el sistema de chip multiorgánico, se realizaron varios ensayos y métodos en los cultivos celulares 3D y los medios recolectados para evaluar la viabilidad celular, la morfología, los niveles de expresión génica y los ajustes funcionales. Las células RPTEC/TERT1 en la matriz de gel de colágeno y las células Caki-1 en la matriz de colágeno-agarosa mantienen una alta viabilidad; Confirme esto mediante ensayos de viabilidad, como la tinción de vivos y muertos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Cocultivo de cáncer renal y tejido sano mediante sistemas microfisiológicos

<ol><li>Ainslie, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+lung+models+to+evaluate+the+safety+of+new+pharmaceutical+modalities%3A+A+biopharmaceutical+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microphysiological lung models to evaluate the safety of new pharmaceutical modalities: A biopharmaceutical perspective.</a> Lab Chip. 19 (19), 3152-3161 (2019).</li>
<li>Van Ness, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+systems+to+assess+nonclinical+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Microphysiological systems to assess nonclinical toxicity.</a> Curr Protoc Toxicol. 73, 14.18.1-14.18.28 (2017).</li>
<li>Majo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+extracellular+matrix+components+to+renal+cell+carcinoma+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Oncol%22%5BJournal%5D)">Impact of extracellular matrix components to renal cell carcinoma behavior.</a> Front Oncol. 10, 625(2020).</li>
<li>Caetano-Pinto, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+growth+factor+receptor+mediates+the+basolateral+uptake+of+phosphorothioate-modified+antisense+oligonucleotides+in+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Organs-on-a-Chip%22%5BJournal%5D)">Epidermal growth factor receptor mediates the basolateral uptake of phosphorothioate-modified antisense oligonucleotides in the kidney.</a> Organs-on-a-Chip. 4, 100022(2022).</li>
<li>Manduca, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+cancer+models%3A+One+step+closer+to+in+vitro+human+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">3D cancer models: One step closer to in vitro human studies.</a> Front Immunol. 14, 1175503(2023).</li>
<li>Simon, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RPTEC%2FTERT1+cell+line+models+key+renal+cell+responses+to+the+environmental+toxicants%2C+benzo%5Ba%5Dpyrene+and+cadmium%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Rep%22%5BJournal%5D)">The RPTEC/TERT1 cell line models key renal cell responses to the environmental toxicants, benzo[a]pyrene and cadmium.</a> Toxicol Rep. 1, 231-242 (2014).</li>
<li>Ogura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+high+integrity+RNA+extraction+from+cell%2Fagarose+construct%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Res+Notes%22%5BJournal%5D)">Methods of high integrity RNA extraction from cell/agarose construct.</a> BMC Res Notes. 8, 644(2015).</li>
<li>Glube, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caki-1+cells+represent+an+in+vitro+model+system+for+studying+the+human+proximal+tubule+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Nephron+Exp+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Caki-1 cells represent an in vitro model system for studying the human proximal tubule epithelium.</a> Nephron Exp Nephrol. 107 (2), e47-e56 (2007).</li>
<li>Kühnl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+application+scenario-dependent+pharmacokinetics+and+pharmacodynamic+properties+of+permethrin+and+hyperforin+in+a+dynamic+skin+and+liver+multi-organ-chip+model%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology%22%5BJournal%5D)">Characterization of application scenario-dependent pharmacokinetics and pharmacodynamic properties of permethrin and hyperforin in a dynamic skin and liver multi-organ-chip model.</a> Toxicology. 448, 152637(2021).</li>
<li>Padmyastuti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-based+prostate+cancer+model+for+investigating+the+secretion+of+prostate-specific+antigen+and+microRNAs+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-based prostate cancer model for investigating the secretion of prostate-specific antigen and microRNAs in vitro.</a> Sci Rep. 13 (1), 11623(2023).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-on-a-Chip%3A+Models+for+studying+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Cancer-on-a-Chip: Models for studying metastasis.</a> Cancers (Basel). 14 (3), 648(2022).</li>
<li>Sobczuk, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+the+right+animal+model+for+renal+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Oncol%22%5BJournal%5D)">Choosing the right animal model for renal cancer research.</a> Transl Oncol. 13 (3), 100745(2020).</li>
<li>Ewart, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+assessment+and+economic+analysis+of+a+human+Liver-Chip+for+predictive+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22Commun+Med%22%5BJournal%5D)">Performance assessment and economic analysis of a human Liver-Chip for predictive toxicology.</a> Commun Med. 2 (1), 154(2022).</li>
<li>Caetano-Pinto, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+cancer+and+chronic+kidney+disease%3A+Too+close+for+comfort%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedicines%22%5BJournal%5D)">Kidney cancer and chronic kidney disease: Too close for comfort.</a> Biomedicines. 9 (12), 1761(2021).</li>
<li>Del Piccolo, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor-on-chip+modeling+of+organ-specific+cancer+and+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Tumor-on-chip modeling of organ-specific cancer and metastasis.</a> Adv Drug Deliv Rev. 175, 113798(2021).</li>
<li>Soo, J. Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+predictive+in+vitro+models+of+drug-induced+nephrotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Advances in predictive in vitro models of drug-induced nephrotoxicity.</a> Nat Rev Nephrol. 14 (6), 378-393 (2018).</li>
<li>Chapron, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+vascularized%2C+dual-channel+microphysiological+system+facilitates+modeling+of+proximal+tubular+solute+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Pharmacol+Transl+Sci%22%5BJournal%5D)">An improved vascularized, dual-channel microphysiological system facilitates modeling of proximal tubular solute secretion.</a> ACS Pharmacol Transl Sci. 3 (3), 496-508 (2020).</li>
</ol>

El protocolo descrito en este estudio representa el desarrollo de un modelo complejo de cáncer de riñón, aprovechando la integración de dos tipos de células distintas, células epiteliales tubulares proximales renales (RPTEC/TERT1) y células de carcinoma de células renales (Caki-1), dentro de matrices específicas de colágeno y colágeno-agarosa en un sistema microfluídico. La preparación de geles de colágeno es fundamental para el éxito de este modelo. La concentración precisa de colágeno y agarosa es necesaria para manten...

<table><tbody><tr><td>1.5-2.0 mL&nbsp; tubos&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>003012/10237-20205</td><td></td></tr><tr><td>placas de 24 pocillos&nbsp;</td>Impresora 3D <td>Sarstedt</td><td>83.3922.500</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Prusa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarose&nbsp;</td><td>Carl Roth</td><td>3810.3</td><td></td></tr><tr><td>AutoDesk Tinker software</td><td></td><td></td> CAD <td>software de diseño asistido por ordenador</td></tr><tr><td>Caki-1 cells&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>HTB-46</td><td></td></tr><tr><td>Actividad de caspasas</td><td>Promega</td><td>G8090</td><td>Ensayo de caspasa 3/7</td></tr><tr><td>Viabilidad celular</td><td>Promega</td><td>G7570</td><td>Título de células Ensayo Glo</td></tr><tr><td>Colágeno tipo I &ndash; cola de rata, 3,0 mg/mL</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/12F Medium&nbsp;</td><td>Solución PAN Biotech</td><td>PO4-41650</td><td></td></tr><tr><td>DPBS&nbsp;</td><td>PAN Biotech</td><td>P04-53500</td><td></td></tr><tr><td>Factor de crecimiento epidérmico</td><td>Merck&nbsp;</td><td>E4127</td><td></td></tr><tr><td>Suero de ternera fetal</td><td>PAN Biotech</td><td>P30-3033</td><td></td></tr><tr><td>Genipin (30 mM)&nbsp;</td><td>Merck&nbsp;</td><td>G4796</td><td></td></tr><tr><td>Chips HUMIMIC 2&nbsp;</td>Unidad de control HUMIMIC <td>de chips multiorgánicos</td> <td>TissUse</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td>Unidad <td>de control de chip multiórgano</td> <td>Tissuse</td><td></td>&nbsp;</tr><tr><td>Hidrocortisona&nbsp;</td><td>Merck&nbsp;</td>Incubadora <td>H6909</td><td></td></tr><tr><td>(37 &deg; C, 5% CO2)&nbsp;</td><td>nd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insulina,Selenito de sodio,Transferrina (IST)</td><td>Merck&nbsp;</td><td>I1884</td><td></td></tr><tr><td>LDH lanzamiento</td><td>Promega</td><td>J2380</td><td></td></tr><tr><td>Espátula de metal&nbsp;</td><td>nd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH (1 M)&nbsp;</td><td>Carl Roth</td><td>P031.2</td><td></td></tr><tr><td>Placas de Petri</td><td>Sarstedt</td><td>82.1135.500</td><td></td></tr><tr><td>Filamento de polipropileno (PP)&nbsp;</td><td>Verbatin</td><td>55952</td><td></td></tr><tr><td>Kit de extracción de ARN fácil</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Células RPTEC/TERT&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>CRL - 4031</td><td></td></tr><tr><td>TNF-alfa ELISA</td><td>R& D Systems</td><td>DY210-05</td><td></td></tr><tr><td>Triyodotironina (T3 )</td><td>Merck&nbsp;</td><td></td><td></td>709611</tr><tr><td>Tripsina-EDTA</td><td>PAN Biotech</td><td>P10-021100</td><td></td></tr></tbody></table>

cocultivo microfluídico de epitelio renal sano y tumoral para modelar la progresión del cáncer de riñón

Microfluidic Co-culture of Renal Healthy and Tumor Epithelium to Model Kidney Cancer Progression

El sistema HUMIMIC proporciona un entorno dinámico que permite el suministro continuo de nutrientes y oxígeno al tiempo que elimina los desechos metabólicos, manteniendo así la viabilidad y la función celular durante períodos prolongados. Estos sistemas son particularmente beneficiosos para crear modelos complejos de órganos en un chip que replican el microambiente de tejidos específicos. Está diseñado específicamente para aplicaciones de órgano en un chip y permite el control preciso del flujo de fluido y la tensión de ...

Cocultivo microfluídico de epitelio renal sano y tumoral para modelar la progresión del cáncer de riñón

Microphysiological systems (MPS) have enabled the introduction of more complex and relevant physiological elements into in vitro models, recreating ...

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Research

Investigación

JoVE Journal

Cancer Research

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En la era de la inmunoterapia y el perfil genómico unicelular, la biología del cáncer requiere nuevas herramientas in vitro y computacionales para investigar la interfaz tumor-inmune en un contexto espaciotemporal adecuado. Describimos protocolos para explotar cocultivos microfluídicos inmunes al tumor en entornos 2D y 3D, compatibles con el monitoreo dinámico y multiparamétrico de las funciones celulares.

Modelos de cocultivo microfluídico para diseccionar la respuesta inmune en microambientes tumorales in vitro

Los cultivos de tubuloides renales humanos representan un valioso modelo in vitro para estudiar la fisiología y la enfermedad renal. Los tubuloides se pueden establecer a partir del tejido renal (sano y enfermo), así como de la orina, esta última representa una fuente de material de investigación fácilmente obtenible y menos invasiva.

Generación de tubuloides renales humanos a partir de tejidos y orina

Aquí se presenta un protocolo para diseñar un sistema personalizado de órgano en un chip que recapitula la estructura y función de la barrera de filtración glomerular renal mediante la integración de células endoteliales epiteliales y vasculares genéticamente emparejadas diferenciadas de las células madre pluripotentes inducidas por humanos. Este sistema de bioingeniería puede avanzar en la medicina de precisión renal y aplicaciones relacionadas.

Chip de glomérulo renal isogénico diseñado a partir de células madre pluripotentes inducidas por humanos

En este trabajo describimos los protocolos para la obtención de cultivos primarios de células epiteliales tubulares renales humanas (HRTEC) a partir de la corteza renal para desarrollar monocapas y cultivos tridimensionales en una matriz extracelular (3D-HRTEC).

Desarrollo de cultivos primarios de células epiteliales tubulares renales humanas en monocapas y condiciones tridimensionales

Presentamos un protocolo optimizado para el procesamiento de riñones humanos completos para aislar y cultivar células epiteliales primarias del túbulo proximal renal y la aplicación de estas células en una plataforma tridimensional, microfluídica y microfisiológica para recapitular el túbulo proximal renal.

Aislamiento de células epiteliales primarias del túbulo proximal humano y su uso en la creación de un modelo microfisiológico del túbulo proximal renal

Aprende a utilizar microfluídica y bioimpresión 3D para modelar la progresión del cáncer renal mediante cocultivo de epitelio sano y tumoral. Este sistema permite estudiar cambios en expresión génica y respuestas celulares in vivo.

Cocultivo microfluídico de epitelio renal sano y tumoral para modelar la progresión del cáncer de riñón

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