Injection intra-utérine de cellules cancéreuses : une technique pour délivrer des cellules cancéreuses pour établir un modèle murin de cancer de l’ovaire intra-péritonéal

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Injection intra-utérine de cellules cancéreuses de l’ovaire humain chez des souris nues athymiques

REMARQUE : La procédure suivante nécessite l’aide d’une deuxième personne. De plus, puisqu’il s’agit d’une chirurgie de survie, utilisez des instruments chirurgicaux stériles. Cette procédure de chirurgie de survie devrait prendre environ 10 à 15 minutes.

1. Anesthésie la souris à l’aide d’isoflurane à 2 %. Des souris nues athymiques âgées de 7 à 8 semaines sont généralement utilisées.
2. Vérifiez que l’animal est complètement anesthésié en pinçant le coussinet plantaire à l’aide des doigts ou d’une pince. L’animal doit être complètement insensible à la douleur avant de commencer la chirurgie.
3. Placez la souris anesthésiée, côté latéral droit vers le haut, sur un tampon de gaze stérile, la tête éloignée de l’investigateur.
4. Appliquez une pommade sur les yeux à l’aide d’un applicateur à coton-tige pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
5. Insérez immédiatement la tête dans un système de cône nasal connecté à un vaporisateur d’isoflurane (Fig. 1A). Celui-ci délivre l’anesthésie tout au long de l’intervention chirurgicale.
6. Désinfectez le côté gauche (ou droit) de l’abdomen à l’aide de tampons imbibés d’alcool (Fig. 1B) suivis d’iode, puis placez un champ chirurgical stérile sur le site chirurgical.
7. À l’aide de ciseaux chirurgicaux stériles et de pinces, faites une incision cutanée de 1 à 2 cm sur le quadrant inférieur gauche de la souris (Fig. 1C).
8. Soulevez le muscle et faites une incision pour atteindre le péritoine.
9. Disséquez le muscle oblique pour exposer la cavité abdominale.
10. Localiser et identifier la corne utérine gauche (Fig. 1D).
11. À l’aide d’un hémostat stérile, clampez les côtés antérieur et postérieur de la corne (Fig. 1E). Placez la pince antérieure juste en dessous de la trompe de Fallope et la pince postérieure juste au-dessus du col de l’utérus.
12. Demandez à la deuxième personne d’injecter la suspension cellulaire. Placez l’aiguille contenant les cellules à un angle de 45° perpendiculaire à la corne (Fig. 1F). Injectez très lentement 50 μl de suspension cellulaire dans la lumière de la corne utérine.
13. Retirez l’aiguille et relâchez la pince antérieure.
14. Relâchez la pince postérieure et replacez la corne utérine dans la cavité abdominale.
15. Fermez le péritoine à l’aide d’une suture synthétique résorbable et fermez la peau à l’aide d’un adhésif tissulaire.
16. Retirez la souris du cône nasal et remettez-la dans la cage. Si nécessaire, changez les litières pour assurer une cage propre après l’opération. Assurez-vous que tous les animaux sont éveillés et actifs avant de partir sans surveillance.
17. Fournir de l’ibuprofène à raison de 0,11 mg/ml d’eau potable pendant les 48 premières heures suivant la chirurgie. Par la suite, remplacez-le par de l’eau potable ordinaire.
    REMARQUE : que si des souris nues athymiques sont utilisées et que la peau est fermée à l’aide d’un adhésif tissulaire au lieu de sutures, il n’est pas nécessaire de séparer les souris après la chirurgie. Les souris SCID sont plus agressives et peuvent devoir être séparées.
18. Surveillez de près le site de l’incision pour détecter une éventuelle infection due à une plaie ouverte.