Démêler les subtilités de la xénophagie : leçons tirées de Legionella pneumophila

La prévalence de souches bactériennes résistantes aux médicaments a rendu impératif la recherche de nouvelles approches antibactériennes pour lutter contre les maladies infectieuses. L’autophagie, un processus eucaryote fondamental par lequel les cellules développent des vésicules phagocytaires contenant des protéines cellulaires ou des organites, joue un rôle essentiel dans la régulation de l’homéostasie cellulaire et de divers processus métaboliques¹. Au fur et à mesure que les connaissances sur l’autophagie s’approfondissent, les chercheurs ont découvert que les vésicules autophagiques peuvent cibler sélectivement des organites, des protéines ou des agents pathogènes spécifiques². La xénophagie fait référence au processus par lequel les cellules reconnaissent sélectivement les agents pathogènes intracellulaires par autophagie et les délivrent aux lysosomes pour l’élimination³. Ce processus est essentiel pour le mécanisme de défense du système immunitaire inné chez les organismes eucaryotes⁴. Par conséquent, l’élucidation de ses mécanismes et de sa régulation est un domaine de recherche essentiel, avec des implications importantes pour le développement de nouvelles stratégies anti-infectieuses.

Legionella pneumophila est un pathogène intracellulaire à Gram négatif qui infecte généralement les protistes unicellulaires aquatiques. Cependant, les humains peuvent développer des infections opportunistes au contact d’eau contaminée, entraînant la maladie du légionnaire, une forme grave de pneumonie⁵. Lorsqu’elle pénètre dans la cellule hôte, la légionelle utilise le système de sécrétion de type IV (T4SS) pour transporter environ 330 protéines effectrices, aidant à échapper à la réponse immunitaire de l’hôte et assurant la survie et la prolifération bactériennes dans les cellules. La légionelle, comme Salmonella, entrave la xénophagie de l’hôte en utilisant des protéines effectrices, bien que le mécanisme moléculaire précis reste à établir⁶. Par exemple, Salmonella Typhimurium délivre des effecteurs de sécrétion de type III (par exemple, SopF) qui ADP-ribosylate la V-ATPase vacuolaire et bloque l’initiation de l’autophagie⁷, tandis que L. pneumophila utilise le T4SS et des effecteurs comme RavZ et SidE pour interférer avec les stades ultérieurs de la xénophagie ^6,8. Malgré ces tactiques différentes, les deux agents pathogènes finissent par échapper à la clairance xénophoge, mettant en évidence des stratégies convergentes dans l’évasion de l’autophagie. Par conséquent, l’étude de ces protéines de virulence contribue non seulement au développement de thérapies anti-infectieuses spécifiques, mais a également le potentiel de faire la lumière sur les subtilités moléculaires de la xénophagie.

Mécanismes de la xénophagie dans l’élimination des agents pathogènes

En 1984, Rikihisa et al. ont fait une découverte importante que les neutrophiles infectés par Rickettsia produisent des autophagosomes, marquant le premier cas d’implication de l’autophagie dans les infections bactériennes⁹. D’autres études ont révélé que l’induction de l’autophagie dans les macrophages par la rapamycine entraîne la co-localisation des protéines LC-3 et Beclin-1 liées à l’autophagie avec les vésicules contenant Mycobacterium tuberculosis , empêchant ainsi la prolifération bactérienne dans les cellules¹⁰. De plus, on sait que les agents pathogènes intracellulaires tels que Salmonella typhi, Listeria, Shigella flexneri et Burkholderia mallei induisent l’autophagie, qui contrôle ensuite leur croissance dans les cellules hôtes¹¹.

La xénophagie, une forme d’autophagie sélective, comprend trois processus distincts : la reconnaissance du fret, le recrutement des récepteurs de l’autophagie et la dégradation médiée par les lysosomes (comme illustré à la figure 1). Cependant, le mécanisme par lequel les cellules reconnaissent les agents pathogènes envahissants (reconnaissance de la cargaison) et initient l’autophagie reste incertain. Des études suggèrent que lorsque les bactéries s’infiltrent dans le cytoplasme, l’ubiquitine ligase fixe l’ubiquitine aux vacuoles infectées par des agents pathogènes ou aux protéines présentes à la surface des agents pathogènes 12,13,14. Ces protéines marquées s’assemblent ensuite en un enrobage d’ubiquitine, enveloppant l’agent pathogène et agissant comme une plate-forme de signalisation pour le recrutement d’adaptateurs d’autophagie, notamment p62/SQSTM1, NDP52, NBR1 et optineurine. Les adaptateurs d’autophagie facilitent la xénophagie en interagissant avec les protéines par le biais du domaine d’interaction LC3 (LIR), à l’exception du domaine de liaison à l’ubiquitine (UBD) qui médie la liaison des protéines ubiquitinées¹⁵. Par exemple, les ligases E3 de l’hôte comme LRSAM1 et Parkin attachent l’ubiquitine aux bactéries envahissantes, générant ainsi le signal de l’enveloppe d’ubiquitine qui les signale pour la clairance xénophoagique^16,17. De plus, les récepteurs de la xénophagie peuvent également initier la xénophagie en se liant à la galectine à la surface du phagosome bactérien ou en interagissant directement avec les protéines de surface bactériennes^18,19. Une autre perspective suggère que les bactéries à l’intérieur du phagosome peuvent modifier les gradients ioniques de la vésicule en endommageant la membrane, entraînant des changements conformationnels des V-ATPases sur la membrane phagosomale, qui recrutent le complexe Atg5-Atg12-Atg16L1 en se liant au domaine WD40 de ATG16L1 ^7,20. ATG16L1 peuvent également se lier pour compléter le C3 qui recouvre les bactéries englouties par son domaine WD40, recrutant le complexe Atg5-Atg12-Atg16L1 dans le phagosome^{bactérien 21}. Il n’est pas clair si ces différents mécanismes de reconnaissance ciblent des espèces bactériennes distinctes ou s’ils se produisent à différents stades de l’infection. D’autres recherches et explorations sont nécessaires pour bien comprendre ces mécanismes.

Stratégies des agents pathogènes pour échapper à la xénophorie

Au cours de la coévolution avec leur hôte, les pathogènes intracellulaires ont développé divers mécanismes pour inhiber la xénophagie 22,23,24. Il en résulte une faible réponse xénophoge pendant les infections, ce qui rend difficile l’observation^{de 25}. Par exemple, le streptocoque bêta-hémolytique sécrète une protéase cystéine appelée SpeB qui cible p62, NDP52 et NBR1 pour la dégradation. Les mutants avec délétion SpeB étaient incapables de résister à l’autophagie et leur croissance dans les cellules était supprimée. Ces résultats confirment le rôle essentiel de ces adaptateurs d’autophagie dans la xénophagie. Il a été constaté que la protéine de virulence VirG de Shigella flexneri induit la xénophagie en recrutant Atg5 à la surface bactérienne¹⁹. Cependant, la bactérie utilise également le système de sécrétion de type III pour transporter la protéine effectrice IcsB, qui inhibe la liaison d’ATG5 à VirG¹⁹. Par conséquent, l’autophagie est empêchée de se produire¹⁹. Cette compétition entre les protéines bactériennes et la machinerie de l’autophagie suggère que les protéines Atg peuvent reconnaître directement les protéines de surface bactériennes pour initier la xénophagie. De même, la protéine de virulence CpbC de Streptococcus pneumoniae induit une dégradation autophagique d’Atg14 en formant un complexe p62-CpbC-Atg14, qui à son tour diminue le niveau d’Atg14. Cela affecte le complexe Atg14-STX17, qui médie l’interaction des lysosomes, inhibant ainsi la xénophagie²⁶.

Dans une étude utilisant Salmonella comme bactérie modèle, Xu et al. ont découvert que les dommages causés aux vésicules membranaires par l’infection sont détectés par la V-ATPase, qui conduit à l’activation de la xénophagie en se liant au domaine WD40 de ATG16L1⁷. Cette activation ne fait pas partie de la voie typique de l’autophagie. De plus, la protéine de virulence SopF a la capacité de médier l’ADP-ribosylation (ADPRylation) des V-ATPases et d’inhiber leur capacité à initier la xénophagie⁷. Cela illustre comment les bactéries et leurs protéines de virulence sécrétées peuvent être utilisées comme des outils précieux pour étudier et comprendre le phénomène complexe et les mécanismes de l’autophagie, qui sont souvent difficiles à explorer dans des conditions physiologiques normales.

Légionelles et xénophorie

L. pneumophila établit une niche réplicative appelée vacuole contenant des légionelles (LCV) en manipulant des activités biologiques essentielles telles que l’ubiquitination de l’hôte²⁷, le transport des vésicules²⁸, le métabolisme énergétique²⁹ et la motilité cellulaire³⁰. Malgré la présence de nombreuses protéines ubiquitinées dans les bactéries intracellulaires³¹, Legionella a développé divers mécanismes pour contrer l’autophagie, empêchant la fusion du LCV avec les lysosomes ^6,8.

RavZ inhibe l’autophagie en clivant LC3-II

La première protéine effectrice de Legionella qui régule l’autophagie est RavZ (Lpg1683). En tant que protéase de cystéine, RavZ clive la liaison amide entre la glycine terminale carbonée et le résidu d’acide aminé précédent de LC3, entraînant une altération irréversible de la lipidation de LC3⁸. Par rapport à la Legionella de type sauvage, la souche mutante avec délétion RavZ (ΔravZ) a montré une augmentation significative des niveaux de LC3-II et du nombre de LC3 puncta dans les cellules hôtes après l’infection⁸. Une souche de Listeria génétiquement modifiée (Δhly,ΔprfAcLLO) peut déclencher une forte réponse xénophagagique lorsqu’elle pénètre dans les cellules. Lorsqu’elle co-infecte des cellules, la légionelle de type sauvage peut supprimer l’accumulation de LC3 autour de la souche ΔhlyΔprfAcLLO, mais ΔravZ perd sa capacité à inhiber l’induction de la xénophagie⁶ par la souche. De plus, l’expression transitoire de RavZ dans les cellules hôtes inhibe l’autophagie induite par la famine⁸. Ces résultats suggèrent que RavZ exerce un large effet trans-agissant (c’est-à-dire agissant de manière diffuse dans le cytosol) pour antagoniser l’autophagie. Étonnamment, la réplication du mutant ΔravZ n’était pas affectée dans les cellules hôtes, et il n’y avait pas de recrutement apparent de LC3 sur la membrane LCV contenant le mutant ΔravZ ^6,8. Ces résultats suggèrent que Legionella peut utiliser d’autres protéines effectrices, en plus de RavZ, pour échapper à la xénophagie de l’hôte.

Famille SidE et xénophorie

La famille SidE se compose de quatre protéines homologues de plus de 170 kDa, nommées SdeA, SdeB, SdeC et SidE³². Ces protéines de virulence sont structurellement similaires avec une redondance fonctionnelle, qui contiennent toutes un domaine mono ADP-ribosyltransférase (mART) et un domaine phosphodiestérase (PDE). Des études ont montré qu’en l’absence de l’enzyme activatrice de l’ubiquitine (E1) et de l’enzyme conjuguée à l’ubiquitine (E2), la famille SidE fonctionne comme une ubiquitine ligase indépendante (E3), catalysant la modification unique de l’ubiquitination phosphoribosylique (PR-Ub) des substrats 33,34,35. Ce processus se déroule en deux étapes. En prenant l’exemple de SdeA, tout d’abord, SdeA modifie le résidu Arg42 de l’ubiquitine (Ub) avec le groupe adénosine diphosphate ribose (ADPR) dérivé du NAD+ en utilisant son domaine mART, générant un produit intermédiaire d’ADPR-Ub^33,36. Ensuite, la liaison phosphodiester d’ADPR-Ub est clivée par le domaine PDE fonctionnel de SdeA, ce qui entraîne la libération d’AMP et la connexion de PR-Ub avec le résidu sérine de la protéine^{substrat 36}.

La famille SidE possède de nombreux substrats protéiques eucaryotes. En plus de médier l’ubiquitination phosphoribosylique des GTPases telles que Rab1A, Rab6A et Rab33B pour interférer avec le transport vésiculaire^33,37, des études récentes ont montré que la famille SidE a également des fonctions antagonistes contre la xénophagie ^6,38,39,40. Par rapport aux Legionella de type sauvage, les souches mutantes dépourvues des gènes codants de la famille SidE (Δ sidEs) montrent une augmentation significative du recrutement de p62 sur le LCV⁶. Contrairement à RavZ, qui agit en trans, la famille SidE travaille en cis (agissant localement au LCV) pour protéger la vacuole de Legionella contre la xénophagie. Les légionelles transportant les protéines de la famille SidE ne peuvent pas supprimer le recrutement de p62 autour des souches⁶ de Listeria co-infectées ΔhlyΔprfAcLLO. Semblable à la souche ΔravZ, le mutant ΔsidEs peut également échapper à la xénophagie de l’hôte. Le mécanisme par lequel SidE antagonise la xénophagie n’est pas clair et peut être lié à son interférence avec le système d’ubiquitination de l’hôte médié par l’ubiquitination phosphoribosylique. Par exemple, la phosphoribosylation de l’ubiquitine par SidE pourrait empêcher la reconnaissance du LCV par les récepteurs de liaison à l’ubiquitine, bloquant ainsi le recrutement d’adaptateurs comme NDP52 ou l’optineurine à la vacuole.

Autres effecteurs pratiquant la xénophorie

En plus de RavZ et SidE, L. pneumophila code pour d’autres effecteurs - notamment LpSpl, Lpg1137 et Lpg2936 - qui ciblent diverses étapes de la voie de l’autophagie. LpSpl est une enzyme sécrétée qui imite la sphingosine-1-phosphate lyase, cincidant la sphingosine-1-phosphate (S1P) en métabolites⁴¹. Cette appauvrissement en S1P par LpSpl empêche l’accumulation de sphingosine et entraîne l’activation de mTORC1, inhibant ainsi l’initiation de l’autophagie⁴¹. Lpg1137 est une protéase qui clive la protéine SNARE Syntaxine 17 (Stx17), qui est nécessaire à la fusion autophagosome-lysosome⁴². En dégradant Stx17, Lpg1137 interfère avec la maturation des autophagosomes et bloque l’étape finale de fusion de la xénophagie⁴². Lpg2936 est un effecteur nucléaire qui provoque des modifications épigénétiques des gènes liés à l’autophagie (tels que ATG7 et LC3B), conduisant à leur expression réduite⁴³. Cette régulation négative des composants centraux de l’autophagie inhibe la biogenèse des autophagosomes au niveau transcriptionnel⁴³. Cependant, on sait peu de choses sur les rôles de LpSpl, Lpg1137 et Lpg2936 dans l’infection à Legionella ; Leurs contributions à l’évasion de la xénophogie in vivo restent à élucider en profondeur.

Le tableau 1 résume les principaux effecteurs de L. pneumophila impliqués dans la suppression de la xénophagie, leurs cibles et leurs fonctions, ainsi que les stades de xénophagie qu’ils affectent.

Perspectives d’avenir

Des incertitudes majeures subsistent et suggèrent des prochaines étapes concrètes. Tout d’abord, la hiérarchie temporelle des effecteurs de Legionella agissant sur la xénophagie n’est pas résolue (LpSpl/mTORC1 précoce versus RavZ, SidE moyen/tardif) ; deuxièmement, plusieurs effecteurs modulateurs de l’autophagie (p. ex., LpSpl, Lpg2936) n’ont pas été validés in vivo  ; Troisièmement, l’hétérogénéité des réponses xénophoges entre les sous-ensembles de macrophages, l’épithélium et les neutrophiles est mal cartographiée. Nous proposons des atlas d’infection résolus dans le temps (pulse-chase, lipidomique LC3, protéomique PR-ubiquitine, rapporteurs en direct) pour ordonner des actions effectrices ; souches appariées de délétion effectrice (ΔravZ/ΔsidE/ΔlpSpl/Δlpg2936) dans des modèles murins spécifiques au type de cellule pour établir la causalité ; et multi-omique monocellulaire/spatial plus CRISPR/perturb-seq axé sur l’axe V-ATPase-ATG16L1, le marquage LRSAM1/Parkin et les modules adaptateurs (OPTN/NDP52/p62). D’un point de vue translationnel, nous imaginons des inhibiteurs dirigés vers l’effecteur qui bloquent RavZ (site actif de la cystéine protéase) ou SidE (mART/PDE PR-ubiquitination) pour restaurer les pools LC3-II et le recrutement de l’adaptateur sur le LCV, ainsi que des boosters dirigés par l’hôte qui améliorent le marquage du fret (activent LRSAM1/Parkin), stabilisent l’engagement de l’adaptateur-LC3 et ajustent transitoirement le flux (activation TFEB, mTORC1 modéré). L’administration ciblée sur les poumons (p. ex., nanoparticules inhalées combinant un agent anti-RavZ/SidE avec un agoniste TFEB) devrait être évaluée par des lectures horodatées et résolues par type de cellule (flux LC3, occupation PR-Ub, recrutement de l’adaptateur, mesures de fusion) et l’efficacité in vivo (charge bactérienne, pathologie, survie).

L. pneumophila a développé un éventail impressionnant de stratégies pour échapper à la xénophagie, principalement grâce à ses diverses protéines effectrices qui interfèrent avec la reconnaissance de la cargaison, l’ubiquitination, la maturation des autophagosomes et la fusion lysosomale. Ces mécanismes permettent non seulement à l’agent pathogène de survivre et de se répliquer dans les cellules hôtes, mais révèlent également de nouveaux aspects de la régulation de l’autophagie. La compréhension de ces tactiques d’évasion fournit des informations précieuses sur l’interaction complexe entre la défense de l’hôte et l’adaptation microbienne. Les recherches futures devraient se concentrer sur l’identification d’effecteurs supplémentaires, l’élucidation de leurs cibles moléculaires et la clarification de leur régulation temporelle pendant l’infection. De plus, l’exploitation de ces connaissances mécanistes pourrait guider le développement de thérapies dirigées contre l’hôte ou de nouveaux agents antimicrobiens qui restaurent la fonction xénophagique. L’intégration continue des approches avancées d’imagerie, de biologie structurale et d’omiques sera cruciale pour disséquer les interactions dynamiques entre L. pneumophila et la machinerie de l’autophagie, ce qui pourrait conduire à des stratégies innovantes de lutte contre les agents pathogènes intracellulaires.

Enfin, de nombreux effecteurs de Legionella sont multifonctionnels, affectant plusieurs processus hôtes au-delà de l’autophagie. Les mêmes effecteurs qui aident L. pneumophila à échapper à la xénophagie peuvent également moduler la mort de la cellule hôte (apoptose) et les voies de signalisation immunitaire, favorisant ainsi la survie bactérienne 23,30,35,44,45. Cette diaphonie entre l’évasion de l’autophagie et d’autres mécanismes de défense de l’hôte souligne la nécessité d’étudier les tactiques de virulence de Legionella de manière holistique. L’exploration de la façon dont les effecteurs ciblant l’autophagie influencent simultanément l’apoptose et l’inflammation permettra de mieux comprendre les interactions hôte-pathogène et pourrait révéler de nouvelles cibles pour une intervention thérapeutique.

Figure 1 : Représentation schématique du mécanisme de la xénophagie. Lorsque les bactéries envahissent le cytoplasme, l’ubiquitine est conjuguée par l’ubiquitine ligase aux protéines présentes à la surface de l’agent pathogène ou aux vacuoles infectées par l’agent pathogène, suivie de la formation d’une enveloppe d’ubiquitine qui enveloppe l’agent pathogène. Cette couche d’ubiquitine agit comme une plate-forme de signalisation pour le recrutement des adaptateurs d’autophagie. De plus, les récepteurs de l’autophagie peuvent initier la xénophagie en se liant à la galectine de surface du phagosome bactérien ou en interagissant directement avec les protéines de surface bactériennes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Stratégies d’évasion de la xénophagie des effecteurs de L. pneumophila. Ce tableau répertorie certaines protéines effectrices de L. pneumophila, leurs cibles ou activités moléculaires et le stade de la voie xénophagique qu’elles perturbent.