Un murin à thorax fermé Modèle d'ischémie myocardique et la reperfusion

L’objectif global de cette procédure est d’effectuer un modèle de poitrine fermée pour le temps, l’ischémie myocardique retardée et la reperfusion afin de réduire la modulation des lésions de reperfusion et de la réponse inflammatoire par le traumatisme chirurgical lui-même. Ceci est accompli en effectuant d’abord une thoracotomie contondante dans le quatrième espace intercostal gauche. La deuxième étape consiste à placer une ligature avec un dispositif d’occlusion autour de l’artère descendante antérieure gauche ou LAD.

Ensuite, les extrémités de la ligature sont nouées pour former une boucle et placées dans le tissu sous-cutané après avoir fermé la poitrine et laissé la souris récupérer pendant cinq jours. Des poids suspendus sont utilisés pour produire une ischémie et une reperfusion contrôlées pendant que les ECG sont enregistrés. En fin de compte, la coloration TC ou l’histologie sont utilisées pour montrer la taille de l’infarctus.

Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que les modèles à poitrine ouverte d’ischémie myocardique et de reperfusion, est qu’avec cette technique, la réponse inflammatoire du traumatisme chirurgical lui-même est émoussée. Après avoir confirmé la sédation, commencez la procédure en appliquant une crème dépilatoire sur le cou et la poitrine gauche de la souris. Au bout d’une minute, essuyez la crème et appliquez de la povidone iodée pour désinfecter localement la peau.

Injectez ensuite de la buprénorphine par voie sous-cutanée pour soulager la douleur. Ensuite, utilisez une petite paire de ciseaux pour faire une incision cutanée au milieu du cou, puis émoussez, disséquez les glandes et les muscles qui recouvrent la trachée. Allumez ensuite le ventilateur, en réglant la fréquence respiratoire à 105 par minute et le volume courant à 200 microlitres.

Maintenant, à l’aide d’une paire de pinces, tirez la langue de l’animal, puis insérez doucement un tube métallique de calibre 22 dans la bouche de l’animal. Confirmer l’intubation par la visualisation directe du tube à l’intérieur de la trachée et par le mouvement thoracique. Enfin, contournez le boîtier d’induction en passant à un tube de gaz résiduaire pour éviter la contamination de l’espace de laboratoire.

Commencez par faire une incision cutanée dans la ligne médio-claviculaire gauche de la souris intubée, puis par émoussée, en disséquant le tissu sous-cutané vers l’aisselle. Identifiez maintenant le bord du muscle pectoral majeur, puis disséquez-le du muscle pectoral mineur en dessous. Tirez le muscle pectoral mineur vers la droite pour avoir une vue directe de la cage thoracique.

Identifiez le quatrième espace intercostal, puis utilisez les pointes d’une paire de pinces pour pénétrer et enjamber brutalement l’espace intercostal, permettant l’insertion d’écarteurs. Ajustez les écarteurs à l’aide d’élastiques fixés à la table d’opération jusqu’à ce qu’il y ait une vue dégagée du cœur, y compris l’oracle gauche. Ensuite, retirez doucement le péricarde sans blesser le cœur.

Enfin, identifiez le DAL en soulevant l’oracle auriculaire gauche de la paroi antérieure du ventricule gauche. Commencez par plier la pointe effilée de l’aiguille d’une suture proline à huit T en forme de U. Ensuite, passez l’aiguille à travers le myocarde assez profondément sous le DAL pour que l’aiguille ne soit pas visible à travers le tissu.

Coupez maintenant l’extrémité de l’aiguille de la suture pour avoir un centimètre de suture visible de chaque côté. Faites tremper une longueur de tube PE 10 dans une désinfection alcoolique telle que les deux propanol pendant au moins deux minutes. Ensuite, j’ai attrapé une section de tube d’un millimètre pour créer une mamelle.

Enfin, enfilez les deux extrémités de suture dans le pis. Ensuite, à l’aide d’un guide d’aiguille de suture culte de taille trois, les deux extrémités de suture sortent de l’espace intercostal supérieur. Commencez par utiliser une suture prolène à six aut pour attacher ensemble les côtes supérieures et inférieures dans l’espace intercostal ouvert de l’animal.

Puis, avant de fermer la poitrine, clampez le tube expiratoire pour ouvrir l’ectasie afin d’hypergonfler les poumons pendant quelques cycles respiratoires. Remettez le volume courant du ventilateur à 200 microlitres. Attachez maintenant les deux extrémités des huit points de suture de ligature TLAD pour qu’ils forment un prochain crochet.

L’ECG mène à la souris. Accrochez les poids sur la huitième boucle OTT, en les laissant pendre avec précaution. Il devrait y avoir une élévation significative du segment ST en quelques battements cardiaques.

Relâchez ensuite les poids et placez la boucle dans une poche sous-cutanée. Fermer la peau avec six sutures à nœud unique. Enfin, laissez la souris récupérer après l’extubation sous une lampe chauffante.

Après cinq jours de récupération, effectuez le protocole d’ischémie myocardique tel que décrit dans le texte écrit à la fin du temps de reperfusion souhaité, coupez la peau de la poitrine d’un animal intubé anesthésié sur la ligne médiane de la xiphoïde. Ouvrez ensuite l’abdomen et coupez le diaphragme sous la cage thoracique, en ouvrant la poitrine des deux côtés de la ligne médio-claviculaire. Maintenant, fixez la paroi thoracique antérieure à rabats avec la suture pour obtenir un accès sans obstruction au cœur Ligating.

Le LAD est la partie la plus délicate de cette procédure. Il nécessite une motricité fine et une main ferme. Préparez soigneusement la huitième boucle de suture.

Coupez la boucle et faites le nœud pour ligaturer le LAD. Injectez ensuite 10 % de bleu d’eau, lentement dans l’oreillette gauche, en aspirant de temps en temps. La surface de la zone à risque est également devenue bleue ici, ce qui se produit en de rares occasions.

Ensuite, injectez du chlorure de potassium dans l’oreillette gauche, arrêtant le cœur en diastole pour une évaluation de la taille égale de l’infarctus, puis coupez le cœur en laissant autant de tissu cardio supplémentaire que possible pour faciliter la dissection de l’organe. Lavez le cœur excisé dans du PBS, puis congelez-le dans de l’isop pentane et de l’azote liquide. Alternativement, les cœurs peuvent être placés dans un congélateur jusqu’à ce qu’ils soient légèrement congelés.

Lorsque le cœur est complètement congelé, alignez le tissu de manière à ce qu’il soit coupé perpendiculairement à l’axe long du cœur, puis coupez le tissu en tranches d’un millimètre. Placez chaque tranche dans un puits individuel d’une assiette à 96 puits, puis incubez les tranches à 1,5 % TTC à 37 degrés Celsius pendant 20 minutes. Fixez ensuite les tranches avec 4 % de formaldéhyde pendant la nuit.

Le lendemain, placez les tranches sur une lame de microscope, puis recouvrez les tranches avec une autre lame. Utilisez des entretoises métalliques d’un millimètre à l’extrémité de chaque diapositive en maintenant les deux diapositives ensemble avec des trombones. Enfin, prenez une image numérique des deux côtés de chaque tranche.

Utilisez un logiciel comme l’image J pour la télémétrie P après avoir ouvert la poitrine d’un animal intubé anesthésié des deux côtés de la ligne médio-claviculaire, comme nous venons de le voir. Retirez tout tissu cardio supplémentaire et émoussez, disséquez le thymus recouvrant la racine aortique. Ensuite, utilisez des forceps pour saisir l’aorte ascendante et coupez le cœur avec le moins de tissu cardiaque supplémentaire possible.

Ensuite, lavez et pressez doucement le cœur dans une solution cardioplégique et placez le cœur dans une boîte P 35 remplie de solution cardioplégique. Remplissez une ligne IV de calibre 24 avec une formule de zinc et un fixateur, puis canulez l’aorte ascendante, puis découpez un trou entre l’oracle gauche et l’oreillette gauche. Insérez un cathéter de calibre 26 dans l’oreillette gauche avec un tube de 16 centimètres de long attaché à celui-ci.

Enfin, perfuser le cœur avec un formel et fixateur de zinc. Après 10 minutes, placez le cœur dans un tube rempli de fixateur pendant un maximum de 24 heures à sept degrés Celsius. Dans cette figure, la taille de l’infarctus et le pourcentage de zone à risque représentés le long de l’axe Y sont comparés pour les souris qui ont subi 30 minutes d’ischémie, suivies de 120 minutes de reperfusion représentées par la barre noire pour les souris qui ont subi 30 minutes d’ischémie, suivies de trois cycles de 20 secondes.

Chacune des reperfusions et occlusions ou post-affections ischémiques représentées par la barre rouge, notez qu’il y a un pourcentage significativement plus élevé de taille d’infarctus dans le groupe de reperfusion d’ischémie que pour les souris IPC. Cette figure montre comment les zones blanches d’infarctus se distinguent des zones rouges à risque et des zones bleues non occlues. Ici, une tranche représentative d’une zone infarctus blanche avec coloration TTC rouge pour une carte myo viable est montrée.

Notez qu’en raison de la forme conique du ventricule gauche près de l’apex, l’épimyocardie dans la zone externe rose et bleue indiquée par l’astérisque apparaît comme une zone unie et ne doit pas être prise en compte pour la mesure planimétrique. Plus important encore, par rapport aux animaux qui ont subi un infarctus du myocarde, les animaux opérés par placebo qui ont subi toutes les interventions chirurgicales, à l’exception de l’ischémie et de la reperfusion, ont montré une faible expression de l’ARN des cytokines. Par exemple, comme le montre cette barre, les animaux qui ont subi 30 minutes d’ischémie et 120 minutes de reperfusion expriment des niveaux significatifs d’IL un bêta.

Mais les animaux sous contrôle et les groupes d’animaux fictifs ne l’ont pas fait. De même, les animaux qui ont subi une reperfusion ischémique ont également exprimé des niveaux significatifs d’IL six par rapport aux animaux des groupes témoins et des groupes opérés fictivement. Enfin, aucune production significative d’expression myocardique de l’ARNm TNF Alpha n’a été notée chez les animaux contrôlés opérés ou reperfusés par ischémie après son développement.

Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l’immunologie cardiovasculaire pour explorer la réponse immunitaire innée dans les maladies cardiovasculaires chez la souris.