Un modèle d'infusion de nutriments chronique chez le rat

Un protocole d'infusions chroniques de glucose et Intralipide chez le rat est décrite. Ce modèle peut être utilisé pour étudier l'impact de l'excès de nutriments sur la fonction des organes et des paramètres physiologiques.

L’objectif global de cette procédure est de cathétériser les veines jugulaires et les artères carotides de rats pour injecter du glucose et des lipides comme modèle d’excès chronique de nutriments. Ceci est accompli par cathétérisme d’abord, la veine jugulaire et l’artère carotide sous anesthésie générale. Après la procédure, le rat est autorisé à récupérer pendant six jours.

Ensuite, les cathéters sont reliés aux pompes à perfusion par une longe et un pivot montés sur le dessus de la cage. Enfin, le rat est infusé avec des solutions de glucose et de lipides. En fin de compte, on peut obtenir des résultats qui montrent les effets de l’excès chronique de nutriments sur l’homéostasie du glucose.

Le principal avantage de cette technique par rapport à d’autres modèles, tels que les modèles génétiques, par exemple, est qu’elle permet d’examiner les changements précoces de la fonction des cellules bêta en réponse à un excès de nutriments. L’autre avantage est que l’on peut moduler spécifiquement les niveaux de glucose et d’intralipides ou de lipides dans la circulation. Maintenant, nous utilisons cette technique pour examiner les changements dans la fonction des cellules bêta, mais bien sûr, elle peut être utilisée pour examiner d’autres paramètres physiologiques tels que la résistance à l’insuline.

Par exemple, Grace Ferguson, technicienne en santé animale dans mon laboratoire, fera la démonstration de la procédure avant de commencer, stérilisez tous les instruments chirurgicaux par autoclave au moins 16 à 24 heures avant l’intervention. Placez la tubulure de canulation dans de l’aldéhyde fessier à 2,6 % pour la stérilisation. À l’aide de quatre rats par perfusion, pesez chaque rat, puis calculez les doses pour l’analgésie et les médicaments anticholinergiques.

Après avoir anesthésié le rat avec deux à 3 % d’iso, de fluor et d’oxygène, vérifiez le niveau de sédation par l’orteil. Pincez et placez le rat sur son ventre. Rasez la zone derrière les oreilles jusqu’à la base des épaules, puis retournez l’animal sur le dos et rasez la région sous le cou jusqu’aux pattes avant.

Ensuite, désinfectez le site chirurgical trois fois avec de l’alcool de chlorhexidine et de l’iode, puis administrez du carprofène et du glycopyrrolate. Transférez le rat dans la zone chirurgicale, puis avec une technique aseptique. À l’aide d’une canule PE 50 attachée à une seringue d’un millilitre remplie de cinq unités de sérum physiologique hépariné, canulez la veine jugulaire droite et l’artère carotide gauche Pour éviter la coagulation pendant la période de récupération, rincez les canules avec 50 unités de sérum physiologique hépariné à l’aide d’une aiguille de calibre 23 émoussée, puis utilisez une autre goupille de calibre 23 pour fermer chaque canule après la chirurgie, Coupez à environ 2,5 millimètres du bas des incisives et placez le rat dans une enveloppe d’infusion pour éviter que les canules ne soient mangées.

Pour aider à évacuer le fluor ISO, administrez de l’oxygène à raison d’un litre par minute. Placez le rat dans une cage chauffée jusqu’à ce qu’il soit complètement réveillé. Les premier et deuxième jours, après l’opération.

Pesez les rats, administrez du glycopyrrolate, par voie sous-cutanée deux fois le premier jour et une fois le deuxième jour, et fournissez des traitements supplémentaires si nécessaire selon le protocole textuel le septième jour après la chirurgie. Après avoir pesé chaque rat pour calculer les débits de perfusion, connectez la canule de la veine jugulaire par une extension de tube à l’intérieur du ressort à l’émerillon bleu. Rincez les canules avec cinq unités de solution saline héparinée et connectez-les à la longe.

Connectez ensuite le rat au système d’infusion à l’aide de la longe et de l’émerillon. Maintenant, rincez à nouveau les canules avec cinq unités de solution saline héparinisée pour éviter la coagulation. Laissez les rats s’acclimater à la longe et pivoter pendant au moins 24 heures avant de commencer la perfusion pour effectuer la perfusion.

Commencez par prélever 0,15 millilitre de sang dans la carotide de chaque rat et mesurez la glycémie. Rincez les canules jugulaires et utilisez 50 unités de solution saline héparinisée pour empêcher la coagulation des deux canules. Transférez l’échantillon de sang dans un tube de prélèvement de 0,5 millilitre contenant 2 % d’EDTA, puis centrifugez-le à 10 000 RBM pendant deux minutes et congelez le plasma à moins 20 degrés Celsius.

Remplissez deux seringues de 60 millilitres pour chacune des conditions de perfusion énumérées ici. Utilisez des connecteurs en Y et des tubes coex T 22 stérilisés pour assembler chaque paire de solutions. Placez ensuite les seringues sur un Harbor 33 pour pousser la seringue en plaçant la seringue une sur la position avant de la pompe et la seringue deux sur la position arrière.

Ensuite, changez le fond de la cage et retirez tous les aliments du dessus de la grille de la cage avant de la remplacer par 150 grammes de nourriture standard. Connectez ensuite les seringues à l’émerillon sur la grille de la cage et rincez correctement les seringues. Pour éliminer l’air emprisonné des conduites à l’aide du poids corporel le plus récemment déterminé, calculez les débits de perfusion à l’aide d’un fichier Excel qui convertit le débit de perfusion de glucose ou GIR en millilitres par heure en fonction des niveaux de glucose prédéterminés que l’on souhaite maintenir tout au long de l’expérience.

Réglez la pompe pour administrer les débits de 60 seringues selon les paramètres du fabricant, et entrez le débit de la seringue une et de la seringue deux. Démarrez ensuite la pompe. Après avoir démarré la pompe, vérifiez qu’il n’y a pas de fuite de l’émerillon ou des canules et que la tubulure de perfusion n’est pas tordue.

Vérifiez également qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le tube. Après trois heures de perfusion, prélevez un petit échantillon de sang et utilisez un glucomètre portable pour mesurer le dessin de la glycémie. De petits volumes empêcheront l’altération du volume sanguin et/ou de l’hématocrite.

Prélever des échantillons de sang supplémentaires à l’aide de ce calendrier. En fonction des valeurs glycémiques mesurées, modifiez le taux de la première seringue pour maintenir la glycémie à 220 à 250 milligrammes par décilitre. Le taux de la deuxième seringue reste constant pour maintenir les acides gras libres à un milli mole par litre.

Après 24 heures d’infusion, changez le fond de la cage et pesez les aliments restants dans la grille de la cage. Remettez la portion UNE dans la cage, grillez et remplissez les seringues au besoin tout au long des 72 heures. Observez le rat pour tout signe d’inflammation ou d’inconfort et administrez les soins appropriés au besoin.

À la fin de la perfusion, les rats peuvent être soumis à des études d’hyperglycémie ou d’hyperinsulinémie uglycémique, puis euthanasiés ou euthanasiés pour prélever le pancréas à des fins d’histologie ou d’isolement des œillets. Cette figure montre les taux de sang, de glucose et d’acides gras pendant la période de perfusion de 72 heures. Comme le montre ici la conception, les niveaux de glucose sont maintenus autour de 220 à 250 milligrammes par décilitre tout au long de la perfusion.

Les rongeurs ont une forte capacité à compenser la perfusion de glucose en augmentant la sécrétion endogène d’insuline. Par conséquent, le GIR doit être augmenté au cours de la perfusion pour que la glycémie soit maintenue à un état d’équilibre relatif. Néanmoins, la glycémie a tendance à diminuer vers la fin de la perfusion.

De plus, sur la base des mesures de poids de la nourriture, puisque les animaux infusés de glucose et d’intralipides reçoivent des nutriments caloriques, ils diminuent spontanément leur apport alimentaire. Contrairement aux rats témoins infusés de sérum physiologique une fois maîtrisés, cette technique peut être réalisée en 30 à 40 minutes par rat si elle est bien faite. Ainsi, à la suite de cette procédure, nous effectuons généralement des clamps hyper-anémiques hyperglycémiques ou hyper-anémiques glycémiques pour mesurer respectivement la sécrétion d’insuline ou la sensibilité à l’insuline.