Name: Un modèle dinfusion de nutriments chronique chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Découvrez un modèle d'infusion chronique de glucose et d'Intralipid chez le rat pour étudier les effets de l'excès de nutriments sur l'homéostasie glucidique et la fonction bêta-cellulaire.

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Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health (R01DK58096 à Vincent Poitout). Vincent Poitout titulaire de la Chaire de recherche du Canada sur le diabète et la fonction des cellules bêta du pancréas. Bader Zarrouki reçu des bourses post-doctorales de Merck et Eli Lilly. Fontés Ghislaine a été soutenu par une bourse post-doctorale de l&#39;Association canadienne du diabète.

Vue d&#39;ensemble: La procédure consiste en la pose de cathéters la veine jugulaire droite et l&#39;artère carotide gauche sous anesthésie générale, qui permet une période de récupération de 7 jours, reliant les cathéters de pompes utilisant un pivot et un système de contrepoids qui permet à l&#39;animal de se déplacer librement dans la cage; et infuser le glucose et / ou de l&#39;Intralipid (une émulsion d&#39;huile de soja qui génère un mélange d&#39;environ 80% unsaturated/20% d&#39;acides gras saturés avec de l&#39;héparine lorsque infusé 9) pendant 72 heures. 1. Canulation de la veine jugulaire droite et l&#39;artère carotide gauche <ol><li> Stériliser les instruments chirurgicaux. tube de canulation doit également être stérilisé à froid en utilisant un agent de stérilisation liquide (2,6% de glutaraldéhyde) avant la procédure. Plonger le tube dans un contenant stérilisé à l&#39;autoclave pour 16-24 heures. Rincez et rincer abondamment avec de l&#39;eau distillée stérile pour éliminer toutes les traces de glutaraldéhyde avant utilisation. </li><li> Peser le rat pour calculerdosages de médicaments: Carprofen 5 mg / kg: dilution 1/10 = poids corporel (g) x 0,001 ml SC (analgésique) Glycopyrrolate 0,01 mg / kg: dilution 1/10 = BW (g) X 0,0012 ml SC (anticholinergique) </li><li> Anesthésier le rat en utilisant l&#39;isoflurane et de l&#39;oxygène. </li><li> Placez le rat sur son estomac. Raser la zone derrière les oreilles à la base des épaulements. Posez le rat sur son dos. Rasez la région sous le cou aux pattes avant. </li><li> Préparation du site chirurgical à la chlorhexidine, de l&#39;alcool, et de l&#39;iode. Administrer des médicaments. </li><li> Transférez le rat dans le domaine chirurgical. </li><li> En utilisant une technique aseptique, canulate la veine jugulaire droite et l&#39;artère carotide gauche avec un PE-50 canule attachée à une seringue de 1 ml remplie avec 5 U de sérum physiologique hépariné. Rincer les canules avec 50 U de sérum physiologique hépariné pour éviter la coagulation au cours de la période de récupération. Utiliser des aiguilles 23G émoussés. Fermez chaque canule avec une épingle 23G. </li><li> Après la chirurgie, couper environ 2,5 mm de laincisives du bas et placez le rat dans une veste de perfusion pour éviter les canules d&#39;être mangé. </li><li> Fournir de l&#39;oxygène (1 L / min pendant 10 minutes) pour aider à évacuer l&#39;isoflurane. </li><li> Placez le rat dans une cage chauffée jusqu&#39;à ce qu&#39;elle soit complètement réveillé. </li><li> Exploiter quatre rats pour utiliser un par état ​​de perfusion (tableau 1). </li></ol> 2. Soins post-opératoire (traitement post-chirurgical et de la connexion des cathéters) <ol><li> Peser les rats le jour 1 et le jour 2 post-chirurgie. </li><li> Administrer glycopyrrolate (BW (g) x 0,00048 ml) SC deux fois le 1er jour post-opératoire et une fois sur 2 jours après l&#39;intervention chirurgicale. </li><li> Traitements de soutien supplémentaires peuvent être administrés si nécessaire: fluides, tapis de chauffage, l&#39;alimentation humide, l&#39;oxygénothérapie, les analgésiques, les anticholinergiques. </li><li> Au jour 7 post-chirurgie, peser les rats pour calculer les débits de perfusion. </li><li> Connectez chaque rat à un système de perfusion à l&#39;aide d&#39;une attache et pivotante montée sur un sommet de la grille de la cage (figure 1).</li><li> Rincer les canules avec 5 U de sérum physiologique hépariné pour enlever les caillots. Rincer les canules une fois de plus avec 50 U de sérum physiologique hépariné pour empêcher la coagulation. </li><li> Laisser les rats s&#39;acclimater à la longe et pivotent pendant au moins 24 heures avant le début de la perfusion. </li></ol> 3. Infusion <ol><li> Dessiner 0,15 ml de sang de la carotide de chaque glycémie chez le rat et la mesure. Rincer les canules jugulaires. Utilisez 50 U de sérum physiologique hépariné pour empêcher la coagulation dans les deux canules de chaque rat. </li><li> Transférer l&#39;échantillon de sang pour un tube collecteur de 0,5 ml contenant 2% d&#39;EDTA. Centrifuger à 10000 rpm pendant 2 min et congeler le plasma à -20 ° C. </li><li> Remplir deux seringues de 60 ml de chacune des conditions de perfusion répertoriées ci-dessous. Lieu seringue 1 sur la position avant de la pompe et des seringues 2 place sur la position arrière de la pompe. </li><li> Rejoignez chaque paire de solutions avec raccords en Y et les tubes de T22 CO-EX qui a été stérilisé. Placez les seringues sur une Harvard 33Pompe à deux seringues. </li><li> Changez le fond de la cage et enlevez tous les aliments de la grille du haut de la cage. </li><li> Pesez 150 g de norme chow et le placer sur la grille du haut de la cage. </li><li> Branchez les seringues à l&#39;émerillon sur le gril de la cage. Rincer les seringues correctement pour éliminer l&#39;air emprisonné dans les lignes. </li><li> Calculer les débits de perfusion en utilisant le poids du corps qui a été prise avant de connecter le rat dans le système de perfusion. Les taux sont calculés avec un fichier Microsoft Excel qui convertit le débit de perfusion de glucose (GIR) en ml / h. </li><li> Régler la pompe pour administrer des débits de 60 ml seringues selon les réglages du fabricant. Entrez le taux de seringue 1 (seringue avant) et le taux de seringue 2 (arrière seringue). </li><li> Démarrer la pompe. </li></ol> 4. Surveillance <ol><li> Après le démarrage de la pompe, vérifier qu&#39;il n&#39;y a pas de fuite de la rotule ou des canules et que le tube de perfusion n&#39;est pas tordu. Vérifiez également qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles d&#39;airla tubulure. </li><li> Après 3 heures de perfusion, prélever un échantillon de sang pour contrôler la glycémie. Répétez après 6, 24, 48, et 72 heures de perfusion. Par mesure de précaution, la glycémie est également surveillée après 30, 34, 54, et 60 h de la perfusion. La glycémie peut être mesurée à l&#39;aide d&#39;une goutte de sang total à l&#39;aide d&#39;un moniteur de glucose portable. Cela limite la quantité de sang prélevé pendant la perfusion et évite donc modifier sensiblement le volume sanguin et / ou de l&#39;hématocrite. </li><li> Le taux de seringue 1 est modifiée en fonction des valeurs de glycémie à maintenir la glycémie à 220-250 mg / dl. Le taux de seringue 2 ne change pas au cours de la perfusion de 72 heures parce que les acides gras libres sont maintenus à 1 mmol / L. </li><li> conditions liées à la perfusion sont jumelés afin que le volume reçu pour les animaux témoins est équivalent au volume reçu pour les animaux de laboratoire (tableau 1). </li><li> Après 24 heures de perfusion, changer le fond de la cage et peser les aliments restant dans la grille de la cage. Retourner la partie non consommée to la grille de la cage. Répétez après 48 h. </li><li> seringues de recharge jour au besoin au cours de l&#39;heure 72 de la perfusion. </li><li> Au cours de la perfusion, toujours observer le rat pour détecter tout signe d&#39;inflammation ou d&#39;inconfort. Administrer les soins appropriés si nécessaire. </li></ol> 5. Euthanasie post-perfusion <ol><li class="jove_content"> Après 72 heures de perfusion, les rats sont anesthésiés par voie intraveineuse avec 0,5 ml d&#39;un cocktail kétamine / xylazine (182 mg / kg de kétamine et de 11,6 mg / kg de xylazine dilué 1:2 avec du NaCl à 0,9%). </li><li class="jove_content"> Le réflexe toe-pincement est utilisé pour vérifier le niveau de l&#39;anesthésie. Anesthésique est administré supplémentaires au besoin. </li><li class="jove_content"> Lorsque le rat est anesthésié, la cavité abdominale est ouverte avec des ciseaux chirurgicaux. Le rat est saigné par tirage de 10 à 15 ml de sang dans une seringue à partir de l&#39;aorte ou la veine cave. </li></ol>

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</ol>

Vincent Poitout est co-fondateur de et a reçu des contrats de recherche de Bêtagenex Inc., une organisation de recherche sous contrat qui offre le modèle de perfusion présentée dans cet article comme un service commercial.

Bien qu&#39;un certain nombre d&#39;études antérieures ont employé des perfusions de glucose chroniques (par exemple 10-15) ou des lipides (par exemple 16,17) chez les rongeurs, à notre connaissance la perfusion combinée de ces deux carburants n&#39;a été signalée chez les souris 18. Le modèle de perfusion chronique présentée ici offre plusieurs avantages à étudier les effets sur les excès de nutriments sur une variété de fonctions biologiques chez les rats. D&#39;abord...

Niveaux chroniquement élevés de glucose et de lipides dans la circulation ont été proposées pour contribuer à la pathogenèse du diabète de type 2 en modifiant la fonction de plusieurs organes impliqués dans le maintien de l&#39;homéostasie du glucose, y compris, mais sans s&#39;y limiter, le pancréas des cellules bêta (revue en 1). Les dépôts d&#39;hypothèse de glucotoxicité que l&#39;hyperglycémie chronique aggrave le défaut des cellules bêta qui a donné lieu à une hyperglycémie, en premier lieu, créant ainsi un cercle vicieux et de contribuer à la détérioration du contrôle de la glycémie chez 2 patients diabétiques de type. De même, l&#39;hypothèse de glucolipotoxicité propose que des élévations concomitantes de la glycémie et des lipides, comme souvent observées dans le diabète de type 2, sont préjudiciables à la cellule beta. Décrypter les mécanismes cellulaires et moléculaires des effets délétères de nutriments chroniquement élevés sur la fonction des cellules bêta du pancréas est la clé de la understanding de la pathogénie du diabète de type 2 1. À cette fin, un grand nombre d&#39;études ont examiné les mécanismes d&#39;excès de nutriments ex vivo chronique dans les îlots de Langerhans isolés ou in vitro dans des lignées de cellules sécrétrices d&#39;insuline clonales. Cependant, la traduction des résultats obtenus dans ces systèmes modèles pour l&#39;ensemble de l&#39;organisme est complexe, notamment parce que les concentrations d&#39;acides gras utilisés dans des cellules en culture ou îlots correspondent rarement les taux circulants dans le voisinage des cellules bêta in vivo 2. D&#39;autre part, les mécanismes de défaillance des cellules bêta en réponse à un excès de nutriments ont été examinés dans des modèles rongeurs de diabète, comme en témoigne le rat Zucker Diabetic Fatty 3,4, la gerbille Psammomys obesus 5 et le régime riche en gras- Fed souris 6. Ces modèles, cependant, sont caractérisées par des anomalies métaboliques intrinsèques et ne sont pas facilement prêter à des manipulations de glucose dans le sanget / ou les niveaux de lipides dans un cadre plus contrôlée et moins chronique. Pour être en mesure de modifier les taux circulants de nutriments dans un délai de jours chez les animaux normaux par ailleurs, nous avons développé un modèle de perfusion chronique chez les rats normaux qui nous permet d&#39;examiner les effets des lipides et du glucose, seul ou en combinaison, sur les paramètres et les fonctions physiologiques 7,8.

<table><tbody><tr><td>Solution saline 0,9 %</td> <td>BD</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose 70 %</td> <td>McKesson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intralipid 20 %</td> <td>Fresenius Kabi</td><td>JB6023</td><td></td></tr><tr><td>Metricide (glutaraldéhyde 2,6 %)</td><td>Metrex</td><td>11-1401</td><td></td></tr><tr><td>Héparine sodique 10 000 USP u/ml</td><td>PPC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Metacam</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glycopyrrolate</td><td>Sandoz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlohexidine 2 %</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcool 70 %</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iode</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>CO-EX T22</td><td>Instech Solomon</td><td>BCOEX-T22</td><td></td></tr><tr><td>Connecteur 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>SC22/15</td><td></td></tr><tr><td>Swivel 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>Y-Connector 22G</td><td>Instech Solomon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Contrepoids et bras</td><td>Instech Solomon</td><td>CM375BP</td><td></td></tr><tr><td>23 G Aiguilles émoussées</td><td>Instech Solomon</td><td>LS23</td><td></td></tr><tr><td>23 G Goupilles de canulation</td><td>Instech Solomon</td><td>SP23/12</td><td></td></tr><tr><td>Longes (12 pouces)</td><td>Lomir</td><td>RT12D</td><td></td></tr><tr><td>Vestes de perfusion </td><td>Lomir</td><td>RJ01, RJ02, RJ03, RJ04</td><td></td></tr><tr><td>(SM-XL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Attache de sangle</td><td>Lomir</td><td>RS T1</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 60 ml</td><td>BD</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>seringue 1 ml</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle d&#39;infusion de nutriments chronique chez le rat

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

L&#39;exposition chronique à des niveaux excessifs de nutriments est postulé pour affecter le fonctionnement de plusieurs organes et de tissus et de contribuer au développement des nombreuses complications liées à l&#39;obésité et le syndrome métabolique, y compris le diabète de type 2. Pour étudier les mécanismes par lesquels des niveaux excessifs de glucose et d&#39;acides gras affectent le pancréas des cellules bêta et la sécrétion d&#39;insuline, nous avons établi un modèle de perfusion nutritive chronique chez le rat. La procédure consiste en la pose de cathéters la veine jugulaire droite et l&#39;artère carotide gauche sous anesthésie générale, qui permet une période de récupération de 7 jours, reliant les cathéters de pompes utilisant un pivot et un système de contrepoids qui permet à l&#39;animal de se déplacer librement dans la cage, et infusant glucose et / ou de l&#39;Intralipid (une émulsion d&#39;huile de soja qui génère un mélange d&#39;environ 80% unsaturated/20% d&#39;acides gras saturés quand infusé avec de l&#39;héparine) pendant 72 heures. Ce modèle offre plusieurs avanges, y compris la possibilité de moduler finement les niveaux cibles de glucose et d&#39;acides gras circulants, l&#39;option de co-insuffler composés pharmacologiques, et le laps de temps relativement court, par opposition aux modèles alimentaires. Il peut être utilisé pour examiner les mécanismes du dysfonctionnement des nutriments induite par une variété d&#39;organes et de tester l&#39;efficacité des médicaments dans ce contexte.

Sur une série de 42 rats qui ont subi une chirurgie, 5 rats ont été perdus au cours de la période post-opératoire et 1 rat ont été perdues pendant la perfusion, soit un taux de réussite global de 86%. Le poids corporel moyen des 37 rats qui ont finalement été infusés était de 608 ± 5 g avant la chirurgie et 588 ± 6 g au début de la perfusion (moyenne ± SE, n = 37, p &lt;0,0001 par test t apparié). Les résultats représentatifs suivants ont été obtenus en 2 groupes de perfusion:. Saline (SAL) et de glucose + Intralipide (...

Un protocole d&#39;infusions chroniques de glucose et Intralipide chez le rat est décrite. Ce modèle peut être utilisé pour étudier l&#39;impact de l&#39;excès de nutriments sur la fonction des organes et des paramètres physiologiques.

Un modèle d&#39;infusion de nutriments chronique chez le rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

L'objectif général de cette procédure est de canuler les veines jugulaires et les artères carotides de rats afin d'infuser du glucose et des lipides, servant ainsi de modèle pour un excès chronique de nutriments. Cette opération consiste d'abord à canuler la veine jugulaire et l'artère carotide sous anesthésie générale. Après la procédure, le rat est laissé en convalescence pendant six jours.Ensuite, les cathéters sont reliés à des pompes d'infusion au moyen d'un câble et d'un rotule fixés sur le dessus de la cage. Enfin, le rat reçoit une perfusion de solutions de glucose et de lipides. En définitive, on peut obtenir des résultats montrant les effets d'un excès chronique de nutriments sur l'homéostasie du glucose.Le principal avantage de cette technique par rapport à d'autres modèles, comme les modèles génétiques par exemple, est qu'elle permet d'examiner les premiers changements de la fonction des cellules bêta en réponse à un excès de nutriments. Un autre avantage est qu'il est possible de moduler spécifiquement les concentrations de glucose et d'intralipide ou de lipides dans la circulation. Nous utilisons actuellement cette technique pour étudier les modifications de la fonction des cellules bêta, mais bien entendu, elle peut également servir à analyser d'autres paramètres physiologiques tels que la résistance à l'insuline.Par exemple, la procédure sera démontrée par Grace Ferguson, technicienne en santé animale dans mon laboratoire. Avant de commencer, stériliser tous les instruments chirurgicaux par autoclavage au moins 16 à 24 heures avant l'intervention. Placer les tubes de canulation dans du glutaraldéhyde à 2,6 % pour stérilisation. En utilisant quatre rats par condition d'infusion, peser chaque rat, puis calculer les doses des médicaments analgésiques et anticholinergiques.Après avoir anesthésié le rat avec 2 à 3 % d'iso, fluorure et oxygène, vérifiez le niveau de sédation par une pincée des orteils. Placez le rat sur le ventre. Rasez la zone située de derrière les oreilles jusqu'à la base des épaules, puis retournez l'animal sur le dos et rasez la région sous le cou jusqu'aux pattes avant.Ensuite, désinfectez le site chirurgical trois fois avec de l'alcool de chlorhexidine et de l'iode, puis administrez du carprofène et de la glycopyrrolate. Transférez le rat dans la zone chirurgicale, puis procédez avec une technique aseptique. À l’aide d’une canule PE 50 fixée à une seringue d’un millilitre remplie de cinq unités de solution saline héparinée, canulez la veine jugulaire droite et l’artère carotide gauche. Pour éviter la formation de caillots pendant la période de récupération, rincez les canules avec 50 unités de solution saline héparinée à l’aide d’une aiguille 23G émoussée, puis utilisez une autre broche 23G pour fermer chaque canule après la chirurgie, taillez environ 2,5 millimètres à la base des incisives, et placez le rat dans une veste d’infusion afin d’empêcher qu’il ne mâche les canules.Pour aider à éliminer le fluorure d'isoflurane, administrer de l'oxygène à un litre par minute. Placer le rat dans une cage chauffée jusqu'à ce qu'il soit complètement réveillé. Les jours un et deux suivant l'intervention chirurgicale.Peser les rats, administrer du glycopyrrolate par voie sous-cutanée deux fois le premier jour et une fois le deuxième jour, et dispenser des traitements supplémentaires si nécessaire conformément au protocole décrit dans le texte le septième jour après la chirurgie. Après avoir pesé chaque rat afin de calculer les débits de perfusion, relier la canule de la veine jugulaire à l’aide d’une extension tubulaire située à l’intérieur du ressort au rotule bleu. Rincer les canules avec cinq unités de sérum physiologique hépariné et les raccorder au harnais.Ensuite, connectez le rat au système d'infusion à l'aide du câble flexible et du rotule. Rincez à nouveau les canules avec cinq unités de sérum salin hépariné pour prévenir la formation de caillots. Laissez les rats s'habituer au câble flexible et au rotule pendant au moins 24 heures avant de commencer l'infusion afin de réaliser correctement l'infusion.Commencez par prélever 0,15 millilitre de sang à partir de la carotide de chaque rat et mesurez la glycémie. Rincez les canules jugulaires et utilisez 50 unités de solution saline héparinée pour éviter la formation de caillots dans les deux canules. Transférez l'échantillon sanguin dans un tube de collecte de 0,5 millilitre contenant du EDTA à 2 %, puis centrifugez à 10 000 RBM pendant deux minutes et congélez le plasma à moins 20 degrés Celsius.Remplissez deux seringues de 60 millilitres pour chacune des conditions d'infusion énumérées ici. Utilisez des raccords en Y et des tubulures coex T 22 stérilisées pour relier chaque paire de solutions. Ensuite, placez les seringues sur une pompe à seringue Harbor 33, en positionnant la seringue numéro un à l'avant de la pompe et la seringue numéro deux à l'arrière.Ensuite, changez la litière de la cage et retirez toute la nourriture du grillage supérieur de la cage avant de la remplacer par 150 grammes de nourriture standard. Puis, reliez les seringues au rotule fixé sur le grillage de la cage et purgez correctement les seringues. Pour éliminer l'air piégé dans les tubulures, utilisez le poids corporel déterminé le plus récemment ; calculez les débits d'infusion à l'aide d'un fichier Excel qui convertit le taux d'infusion de glucose, ou GIR, en millilitres par heure, selon les concentrations de glucose prédéfinies que vous souhaitez maintenir tout au long de l'expérience.Configurer la pompe pour administrer les débits de 60 syringes conformément aux réglages du fabricant, puis saisir le débit pour la seringue n°1 et la seringue n°2. Ensuite, démarrer la pompe. Après le démarrage de la pompe, vérifier qu’il n’y a pas de fuite au niveau du raccord tournant ou des canules, et que le tube d’infusion n’est pas tordu.Vérifiez également qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le tube. Après trois heures d’infusion, prélève un petit échantillon de sang et utilise un glucomètre portable pour mesurer la glycémie. De petits volumes permettront d’éviter de modifier le volume sanguin ou l’hématocrite.Prélève des échantillons de sang supplémentaires en suivant ce calendrier. En fonction des valeurs de glycémie mesurées, ajuste le débit de la seringue n°1 afin de maintenir la glycémie entre 220 et 250 milligrammes par décilitre. Le débit de la seringue n°2 reste constant pour maintenir les acides gras libres à un millimole par litre.Après 24 heures d'infusion, changer le fond de la cage et peser la nourriture restante dans la grille de la cage. Remettre la portion UNE dans la cage, sur la grille, et recharger les seringues selon les besoins au cours des 72 heures. Observer le rat pour détecter tout signe d'inflammation ou de malaise et prodiguer les soins appropriés selon les besoins.À la fin de l'infusion, les rats peuvent être soumis à des études de clamp hyperglycémique ou euglycémique hyperinsulinémique, puis sacrifiés ou euthanasiés afin de prélever le pancréas pour l'histologie ou l'isolement d'îlots. Cette figure montre les taux sanguins de glucose et d'acides gras pendant la période d'infusion de 72 heures. Comme indiqué ici par conception, les taux de glucose sont maintenus autour de 220 à 250 milligrammes par décilitre tout au long de l'infusion.Les rongeurs ont une forte capacité à compenser l'infusion de glucose en augmentant la sécrétion d'insuline endogène. Par conséquent, le débit d'infusion de glucose (GIR) doit être augmenté au cours de l'infusion afin de maintenir les taux de glucose sanguin à un état quasi stationnaire. Néanmoins, les taux de glucose sanguin ont tendance à diminuer vers la fin de l'infusion.En outre, d'après les mesures de poids de la nourriture, comme les animaux recevant du glucose et de l'Intralipid absorbent des nutriments caloriques, ils réduisent spontanément leur prise alimentaire. Contrairement aux rats contrôles perfusés avec une solution saline, une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 30 à 40 minutes par rat si elle est effectuée correctement. Ainsi, après cette procédure, nous réalisons généralement des clamps hyperglycémiques ou des clamps hyperinsulinémiques euglycémiques afin de mesurer respectivement la sécrétion d'insuline et la sensibilité à l'insuline.

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