Name: Analyses histologiques de lésions hépatiques alcooliques aiguës dans le poisson zébré (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Apprenez les analyses histologiques des lésions hépatiques alcooliques aiguës chez les larves de Danio rerio. Cette méthode permet d'évaluer la stéatose et le gonflement vasculaire pour étudier la pathologie du foie.

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Les auteurs souhaitent remercier le Dr Katy Murray au Zebrafish International Resource Centre; Dr. Stacey Huppert et Kari Huppert au CCHMC, pour leurs conseils utiles sur le protocole; Et le service vétérinaire CCHMC, pour les soins des poissons. Ce travail a été soutenu par la subvention NIH R00AA020514 et une subvention de recherche du Centre for Pediatric Genomics au CCHMC (à CY). Il s&#39;agissait également d&#39;un soutien en partie par la subvention NIH D30103939 (Intégrative Morphology Core) du Centre de recherche sur les maladies digestives à Cincinnati.

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont pas d&#39;intérêts financiers concurrents.

Le protocole actuel décrit une procédure détaillée pour le traitement aigu de l&#39;éthanol dans les larves de poissons zèbres et les analyses histopathologiques suivantes avec la coloration H &amp; E. Le traitement aigu de l&#39;éthanol doit être effectué au plus tôt avant 96 heures après la fertilisation, car c&#39;est le stade auquel le foie du poisson zébré commence à exprimer les enzymes métabolisant l&#39;alcool 13 . 2% d&#39;éthanol est la dose maximale que les larves peuvent tolérer <sup ...

La maladie du foie alcoolique (ALD), causée par la surconsommation d&#39;alcool, est une cause majeure de morbidité et de mortalité liés à l&#39;alcool. Aux États-Unis, près de la moitié des décès liés à une maladie du foie impliquent l&#39;alcool 1 , et ALD est responsable de près de 1 fois sur 3 transplantations de foie 2 . ALD a un large spectre. La statose, qui se caractérise par une accumulation excessive de lipides dans les hépatocytes, se produit au stade précoce de la consommation excessive et est réversible lors de la cessation de la consommation d&#39;alcool. Sous l&#39;influence des facteurs génétiques et environnementaux et de la consommation continue d&#39;alcool, la stéatose hépatique peut progresser vers l&#39;hépatite alcoolique et, éventuellement, la cirrhose 3 . Les études utilisant les modèles ALD de rongeurs ont fourni des informations importantes sur la maladie, mais elles ont des limites (examinées dans la référence 3 ). L&#39;alimentation orale d&#39;un régime alcoolique provoque seulement une stéatose chez les rongeurs 4 , &lt;/ Sup&gt; 5 . Le développement de l&#39;inflammation et de la fibrose nécessite soit une deuxième insulte 6 , 7 soit une infusion intragastrique chronique, qui est envahissante et techniquement difficile 8 , 9 . Le pèlerin zélotechnique développe également une lésion hépatique en réponse au traitement à l&#39;alcool chronique et aigu 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 . En particulier, le poisson zèbre larvaire représente un organisme modèle complémentaire intéressant dans lequel étudier une lésion alcoolique aiguë du foie 10 , 11 , 13 , 15 . Le foie de poisson zèbre est fonctionnel et produit des enzymes clés pour le métabolisme de l&#39;éthanol de 4 joursS post-fertilisation (dpf) 13 , 16 , 17. L&#39; éthanol peut être ajouté directement à l&#39;eau et l&#39;exposition à 2% d&#39;éthanol pendant 24 h est suffisante pour induire la stéatose hépatique et les réponses fibrogéniques dans les larves de poissons zèbres 13 , 15 . Il a été rapporté que le traitement avec 2% d&#39;éthanol pendant 24 h a entraîné une concentration en éthanol tissulaire de 80 mM dans les larves de poissons zèbres 13 . D&#39;autres ont montré que les larves tolèrent cette concentration et que les phénotypes du foie observés chez les animaux traités sont spécifiques à l&#39;exposition à l&#39;éthanol 11 , 13 , 15 , 18 . Cependant, car 80 mM sont presque mortels chez les humains 19 , il est important d&#39;évaluer l&#39;histologie du foie du poisson zèbre traité par l&#39;éthanol et de détecterRmine la pertinence physiologique pour les humains. Le développement externe rapide et la translucide des larves de poissons zèbres permettent de caractériser l&#39;action de l&#39;alcool dans le foie en temps réel et dans des échantillons fixes. La disponibilité de lignes transgéniques fluorescentes spécifiques à un type de cellule et les progrès récents dans la microscopie confocale facilitent l&#39;étude de la façon dont différents types de cellules hépatiques modifient leur morphologie et leur comportement en réponse au traitement aigu de l&#39;éthanol 11 , 15 . Cependant, l&#39;imagerie confocale du poisson zèbre transgénique fluorescent ne peut pas se substituer complètement à la coloration par l&#39;hématoxyline et l&#39;éosine (H &amp; E) lors de l&#39;étude de l&#39;histologie du foie. Le marquage de tous les types de cellules hépatiques en même temps en utilisant du poisson zèbre transgénique nécessite la génération de lignes transgéniques individuelles, chacune étiquetant un type de cellule hépatique avec un fluorophore unique. L&#39;introduction de différents milieux transgéniques dans le même poisson nécessite une élevageG générations multiples, qui prend beaucoup de temps et coûte cher. Une coloration immunofluorescence supplémentaire est nécessaire pour détecter les composants de la matrice extracellulaire. La coloration H &amp; E, d&#39;autre part, étiquette simultanément tous les types de cellules du foie et les composants de la matrice extracellulaire, fournissant ainsi une vue d&#39;ensemble du foie 20 . De plus, il révèle facilement plusieurs caractéristiques histopathologiques des maladies du foie, telles que la mort des hépatocytes, la stéatose et la fibrose. Bien que H &amp; E soit une tache de routine dans l&#39;histologie du foie de mammifère, elle n&#39;est pas couramment utilisée dans la recherche sur le foie du poisson zèbre et le protocole est moins bien établi. Ce travail décrit un protocole pour le traitement aigu de l&#39;éthanol dans les larves de poissons zèbres et pour les analyses histologiques de suivi avec la coloration H &amp; E. Le protocole de coloration H &amp; E peut être utilisé dans toutes les études sur le développement et la fonction du foie. De plus, les sections de paraffine peuvent être utilisées pour l&#39;immunohistochimie, ainsi que pour d&#39;autres structures spécialesIns dans la pathologie du foie, y compris la tache de trichrome, la tache de réticuline, etc.

<table><tbody><tr><td>Tubes à centrifuger de 1,5 mL</td><td>E & K Scientific</td><td>280150</td><td></td></tr><tr><td>Tubes coniques de 15 mL</td><td>VWR International</td><td>89039-664</td><td></td></tr><tr><td>Tubes coniques de 50 mL</td><td>VWR International</td><td>89039-658</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol à 95 % (EtOH)</td><td>Decon Labs, Inc.</td><td>2801</td> Acide acétique <td>inflammable</td></tr><tr><td></td><td>Newcomer Supply</td><td>10010A</td><td>Agarose irritante</td></tr><tr><td></td><td>Research Products International</td><td>9012-36-6</td><td></td></tr><tr><td>Support de support de bocal en aluminium</td><td>Newcomer Supply</td><td>5300JRK</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri bactériologiques avec couvercle Coussinets</td> de biopsie <td>Corning</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>Simport</td><td></td><td>M476.1</td><td></td></tr><tr><td>Lames chargées</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-16</td><td></td></tr><tr><td>Support de montage transparent</td><td>Fisher Scientific</td><td>8310-16</td><td>Peut être remplacé par d’autres supports de montage transparents</td></tr><tr><td>Sels de mer commerciaux</td><td>Instant Ocean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microtome jetables</td><td>Fisher Scientific</td><td>4280L</td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Leica Biosystems</td><td>Leica Mz 95</td><td></td></tr><tr><td>Processeur de tissus fermé</td><td>Leica Biosystems</td><td>ASP300 S</td><td></td></tr><tr><td>Kit de coloration à l’éosine-phloxine</td><td>Newcomer Supply</td><td>1082A</td><td></td></tr><tr><td>Alcool éthylique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023</td><td>Solution inflammable</td></tr><tr><td>de formaldéhyde, réactif ACS, 37 % en poids dans H20, contient 10 à 15 % de méthanol comme stabilisant (pour empêcher la polymérisation)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252549</td><td>Substance cancérogène suspectée ; irritante</td></tr><tr><td>Formolo, tamponné, 10 %</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Substance cancérogène suspectée ; irritante</td></tr><tr><td>Flacon de milieu gradué</td><td>VWR International</td><td>16159-520</td><td></td></tr><tr><td>Harris hematoxylin</td><td>Poly Scientific R& D Corp.</td><td>s212</td><td></td></tr><tr><td>Irritant Histologie Moisissures</td><td>Sakura Finetek USA Inc</td><td>4557</td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante/Agitateur</td><td>VWR International</td><td>47751-148</td><td></td></tr><tr><td>Acide chlorhydrique (HCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A144</td><td>Irritant</td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>VWR International</td><td>97058-220</td><td></td></tr><tr><td>Seringues à insuline</td><td>BD Medical</td><td>BD-309301</td><td></td></tr><tr><td>Microscope composé inversé</td><td>Microscopie Carl Zeiss</td><td>491912-9850-000</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Newcomer Supply</td><td>12094E</td><td>Bleu</td></tr><tr><td>de méthylène</td> inflammable <td>Sigma-Aldrich</td><td>M9140</td><td>Microtome irritant</td></tr><tr><td></td><td>Leica Biosystems</td><td>Leica Jung BioCut 2035&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur à nutation</td><td>VWR International</td><td>82007-202</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde (PFA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148-1KG</td><td>Une suspicion de cancérigène ; irritant</td></tr><tr><td>Pipette Pasteur</td><td>VWR International</td><td>53283-916</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à pipette (10 mL)</td><td>VWR International</td><td>53502-233</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9541</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de potassium monobasique (KH2PO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Lames de rasoir</td><td>Grainger</td><td>4A807</td><td></td></tr><tr><td>Kit de coloration de lame</td><td>Newcomer Supply</td><td>5300KIT</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium (NaCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3014</td><td></td></tr><tr><td>Hydroxyde de sodium (NaOH)</td><td>Fisher BioReagents</td><td>S318-500</td><td>Très dangereux</td></tr><tr><td>Phosphate de sodium, dibasique (Na2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3264</td><td></td></tr><tr><td>Passoire en acier inoxydable (5 pouces de diamètre)</td><td>Adaptive Science Tools</td><td>L0906045in</td><td></td></tr><tr><td>Cassettes de tissus</td><td>Simport</td><td>M505.12</td><td></td></tr><tr><td>Centre d’enrobage de tissus</td><td>Sakura Finetek USA Inc</td><td>#5100</td><td></td></tr><tr><td>Essuie-tissus, 1 pli</td><td>Fisher Scientific</td><td>06666A</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes de transfert</td><td>Fisher Scientific</td><td>137117M</td><td></td></tr><tr><td>Poudre de tricaïne/Ethyl 3-aminobenzoate de méthanesulfonate</td><td>sel Sigma-Aldrich</td><td>A5040</td><td>Base Tris irritante</td></tr><tr><td>, étalon primaire et tampon</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1503</td><td></td></tr><tr><td>Flacon de lavage, basse densité polyéthylène, bouche large</td><td>Nalge Nunc International</td><td>2402-0750</td><td></td></tr><tr><td>Xylenes</td><td>Fisher Scientific</td><td>X3S-4</td><td>Irritant</td></tr></tbody></table>

analyses histologiques de lésions hépatiques alcooliques aiguës dans le poisson zébré

Histological Analyses of Acute Alcoholic Liver Injury in Zebrafish

La maladie du foie alcoolique (ALD) désigne des lésions hépatiques causées par l&#39;abus d&#39;alcool aigu ou chronique. Il est parmi les principales causes de la morbidité et de la mortalité liés à l&#39;alcool et touche plus de 2 millions de personnes aux États-Unis. Une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent les lésions hépatiques induites par l&#39;alcool est cruciale pour développer un traitement efficace pour l&#39;ALD. Les larves de zébrés présentent une stéatose hépatique et une fibrogénèse après seulement 24 heures d&#39;exposition à 2% d&#39;éthanol, ce qui les rend utiles pour l&#39;étude d&#39;une lésion hépatique alcoolique aiguë. Ce travail décrit la procédure pour le traitement aigu de l&#39;éthanol dans les larves de poissons zèbres et montre qu&#39;il provoque une stéatose et un gonflement des vaisseaux sanguins hépatiques. Un protocole détaillé pour la coloration par hématoxyline et éosine (H &amp; E) optimisé pour l&#39;analyse histologique du foie larvaire du poisson zèbre est également décrit. La coloration H &amp; E présente plusieurs avantages uniques par rapport à l&#39;immunofluorescence, car elle marque tous les vivantsDes cellules er et des composants extracellulaires simultanément et peuvent facilement détecter une lésion hépatique, comme la stéatose et la fibrose. Compte tenu de l&#39;utilisation croissante du poisson zèbre dans la modélisation de la toxine et des lésions hépatiques induites par un virus, ainsi que des maladies hépatiques héréditaires, ce protocole sert de référence aux analyses histologiques effectuées dans toutes ces études.

10% de formol tamponné et 4% de paraformaldéhyde (PFA) sont deux des fixateurs les plus courants utilisés pour les pratiques histologiques. Cependant, ils ne donnent pas des résultats de fixation optimale pour le tissu hépatique du poisson zèbre ( figure 1 et tableau 1 ). La fixation avec 10% de formol ou 4% de PFA entraîne souvent des rétrécissements, créant de grandes lacunes entre le foie et les tissus environnants ( ...

Ce protocole décrit des analyses histologiques des foies provenant de larves de poissons zèbres qui ont été traitées avec 2% d&#39;éthanol pendant 24 h. Un tel traitement aigu de l&#39;éthanol entraîne une stéatose hépatique et un gonflement du système vasculaire hépatique.

Analyses histologiques de lésions hépatiques alcooliques aiguës dans le poisson zébré

Alcoholic Liver Disease (ALD) refers to damage to the liver due to acute or chronic alcohol abuse. It is among the leading causes of alcohol-related ...

L'objectif général de cette expérience est d'évaluer la patho-histologie du foie de larve de poisson-zèbre provoquée par des agressions aiguës à l'éthanol. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des maladies alcooliques du foie, telles que les caractéristiques histologiques des lésions hépatiques aiguës induites par l'alcool, et dans quelle mesure les réponses du foie de poisson-zèbre aux lésions alcooliques aiguës ressemblent à celles observées chez l'humain. Le principal avantage de cette technique est que notre traitement à l'éthanol induit des réponses plus marquées que d'autres méthodes publiées.De plus, notre protocole d'histologie améliore l'intégrité tissulaire sur les sections. Commencez par sélectionner jusqu'à 40 larves âgées de 96 heures post-fécondation présentant des vessies natatoires gonflées à l'aide d'une pipette Pasteur. Répartissez-les uniformément dans deux nouvelles boîtes de Pétri.Éliminer autant que possible l'eau résiduelle des œufs, puis ajouter de l'eau d'œufs contenant 2 % d'éthanol dans un plat, à une densité d'une larve par millilitre. Ajouter la même quantité d'eau d'œufs sans éthanol dans l'autre plat afin de servir de témoin. Conserver les larves témoins et celles traitées à l'éthanol dans la salle d'élevage des poissons pendant 24 heures.Une fois la période de 24 heures écoulée, recueillir les larves dans un tube de centrifugation de 1,5 millilitre contenant au maximum 20 larves par tube. Sous hotte chimique, éliminer autant que possible le liquide des larves, puis ajouter au moins un millilitre de fixateur de Dietrich. Laisser fixer les poissons sur un agitateur rotatif à température ambiante pendant au moins 24 heures.Disposez les cassettes à tissus et deux tampons de biopsie bleus par cassette. Placez un tampon de biopsie au fond de chaque cassette. Identifiez clairement chaque cassette au crayon en indiquant l'échantillon.En travaillant sous la hotte, retirez le fixateur des tubes et lavez les larves trois fois pendant cinq minutes chacune avec un millilitre de PBS. Placez les tubes sur un agitateur rotatif à température ambiante pendant le lavage. Pendant les lavages, chauffez à l'aide d'un micro-ondes de l'agarose à 3 % dans l'eau afin de faire fondre le solide.Chauffer par intervalles de 30 secondes et surveiller attentivement afin de minimiser l'ébullition. Une fois dissous, placer l'agarose liquide sur un agitateur chauffant réglé à 90 degrés Celsius avec agitation douce. À l'aide d'une pipette de transfert, transférer jusqu'à huit larves dans un moule plastique d'histologie et éliminer autant que possible le PBS.À l’aide d’une pipette de transfert dont la pointe a été coupée, remplir complètement le moule avec de l’agarose à 3 %, puis utiliser une seringue à insuline pour regrouper les larves au centre du moule et les pousser vers le fond. Pour les coupes sagittales, disposer les larves en ligne avec la tête orientée vers le haut du moule. Afin de garantir une orientation uniforme des foies, tourner les larves de sorte que le côté gauche du corps soit orienté vers le bas et bien à plat contre le fond du moule.Après avoir laissé la gélose se solidifier pendant quatre à cinq minutes, retirez le bloc de gélose du moule et utilisez une lame de rasoir pour découper la gélose autour des larves. Placez le bloc debout, puis divisez-le en deux dans l'épaisseur afin que le bloc final ait une épaisseur d'environ deux à trois millimètres. Transférez le petit bloc de gélose dans la cassette à tissus préparée et placez le deuxième tampon de biopsie par-dessus le bloc.Fermer la cassette, puis placer la cassette entièrement assemblée dans un récipient hermétique contenant de l’éthanol 70 % fraîchement préparé dans de l’eau doublement distillée. Après l’incorporation du tissu dans la paraffine, utiliser un microtome pour retirer l’excès de paraffine recouvrant le tissu en réalisant des coupes de cinq micromètres à la fois, jusqu’à ce que le tissu apparaisse à la surface du bloc de paraffine, puis arrêter et jeter toutes les sections coupées. Faire tremper les blocs face contre bas dans du PBS, puis les placer à quatre degrés Celsius toute la nuit.Le lendemain, retirez un bloc à la fois du PBS et découpez des sections de cinq micromètres à l’aide d’un microtome. Séparez la bande de sections de la lame en tirant délicatement la dernière section loin de la lame à l’aide de pinces ou d’un pinceau. Utilisez les pinces pour saisir la bande par la dernière section et transférez-la dans un bain d’eau à 42 degrés Celsius.Laisser les rubans flotter à la surface de l'eau pendant au moins cinq minutes. Utiliser la pince pour séparer les sections en groupes plus petits afin de les adapter sur les lames. Placer une lame chargée dans l'eau selon un angle de 45 degrés, puis la positionner soigneusement sous le groupe de sections à récupérer.Soulevez délicatement la lame de l'eau et laissez les sections adhérer à la lame. Épongez l'excès d'eau sur les sections à l'aide d'un tissu sans peluches. Placez la lame dans un support ou une boîte à lames.Continuer à sectionner le bloc jusqu'à ce que le tissu souhaité soit collecté. Une fois terminé, faire cuire les lames dans un incubateur ou un four à 55 degrés Celsius pendant trois à 16 heures afin de faire fondre le paraffine. Après le temps imparti, vérifier que la paraffine a bien fondu, puis laisser refroidir les lames avant la coloration.Déparaffinez les lames en les immergeant deux fois dans du xylène à 100 % pendant 15 minutes à chaque fois, puis réhydratez les lames à l’aide d’un gradient d’éthanol. Pour chaque solution, plongez-les huit à dix fois pendant deux secondes par plongeon jusqu’à ce que le liquide s’écoule proprement des lames. Placez les lames dans de l’hématoxyline de Harris filtrée à 100 % pendant quatre minutes.Après quatre minutes, les transférer rapidement vers le récipient contenant de l'eau désionisée. Faire couler de l'eau désionisée dans le coin arrière du récipient, le plus éloigné des sections. Vider régulièrement le récipient jusqu'à ce que l'eau ne soit plus violette.Vérifiez rapidement l'intensité de l'hématoxyline au microscope stéréoscopique à l'aide de lampes à col de cygne. Remettez les lames dans l'hématoxyline à 100 % pendant une minute si une coloration supplémentaire est nécessaire. Une fois la coloration à l'hématoxyline souhaitée obtenue, plongez les lames deux fois dans de l'acide chlorhydrique à 0,05 %, puis transférez-les immédiatement dans le récipient contenant de l'eau déionisée propre.Videz le récipient et remplissez-le à nouveau avec de l'eau deux fois. Transférez les lames dans deux récipients contenant de l'éthanol à 95 % pendant 30 secondes chacun. Placez les lames dans la solution d'éosine Y-phloxine B pendant deux minutes.Après deux minutes, transférez les lames dans le récipient précédent contenant de l’éthanol à 95 %, puis vérifiez l’intensité de la coloration au microscope stéréoscopique. Si la coloration n’est pas suffisante, replongez-les dans la solution d’éosine pendant 30 secondes. Répétez l’opération si nécessaire.Lorsque la coloration d'intensité souhaitée est obtenue, transférez les lames dans de l'isopropanol à 100 % pendant 15 secondes. Remplacez par de l'isopropanol à 100 % frais et replacez les lames dans l'isopropanol pendant encore 15 secondes. Répétez ce processus pour un total de six rinçages à l'isopropanol.Après avoir immergé dans du xylène à 100 % pendant trois minutes, retirez une lame. Ajoutez un milieu de montage suffisant pour recouvrir les sections, puis plongez la lame dans du xylène à 100 %. Appliquez un couvre-objet sur la lame et absorbez l'excès de milieu de montage avec un essuie-tout jusqu'à ce qu'une fine ligne seulement soit visible, puis immergez un mouchoir dans le xylène et essuyez l'arrière de la lame pour éliminer tout milieu ayant coulé.Placer la lame à plat sur une surface solide mais mobile, comme un morceau de carton, et laisser le xylène s'évaporer dans la hotte pendant 10 minutes. Laisser les lames à température ambiante toute la nuit pour permettre au milieu de montage de durcir avant l'acquisition d'images. Ce foie de larve de poisson zèbre à 120 heures post-fécondation a été immergé dans le fixateur de Dietrich à température ambiante pendant 24 heures.Le fixateur de Dietrich assure une fixation optimale de ce tissu. Avec une fixation au formol à 10 %, les hépatocytes perdent souvent leur cytoplasme. Le tissu n'est pas correctement coloré à l'éosine et apparaît en violet. Après fixation avec du PFA à 4 %, des espaces sont visibles entre les hépatocytes. Le PFA à 4 % provoque un retrait du tissu hépatique, ce qui donne l'illusion d'un large espace entre le foie et les tissus environnants. La ligne pointillée indique la limite des tissus environnants.Cette image à plus forte puissance montre une coloration H&E du foie chez une larve témoin non traitée de type sauvage, incluse dans une étude sur le traitement à l'éthanol. Là encore, cet animal a été fixé avec le fixateur de Dietrich 120 heures après la fécondation. Cette image illustre l'effet du traitement par 2 % d'éthanol entre 96 et 120 heures après la fécondation sur le foie.Ce traitement aigu à l'éthanol provoque une stéatose hépatique et un gonflement des vaisseaux sanguins. Les flèches indiquent les hépatocytes présentant un dépôt excessif de gouttelettes rondes, et les astérisques marquent les vaisseaux sanguins hépatiques gonflés. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'effectuer le traitement à l'éthanol dans un laboratoire pour poissons disposant d'un cycle clair-obscur.Pour l'hématoxyline-éosine, utilisez le fixateur de Dietrich pour une préservation optimale des tissus. N'oubliez pas également de vérifier fréquemment l'intensité de la coloration afin d'éviter une surcoloration ou une sous-coloration.

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