Name: Double imageur photoacoustique à balayage Raster pour visualisation vasculaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 14 s
Description: Découvrez l'imagerie photoacoustique à balayage raster pour visualiser les tissus vasculaires in vivo chez les petits animaux. Cette méthode offre une imagerie en temps réel pour la recherche biomédicale.

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Les auteurs aimeraient souligner le soutien financier de la National Natural Science Foundation of China (61822505; 11774101; 61627827; 81630046), The Science and Technology Planning Project of Guangdong Province, Chine (2015B020233016), et The Science and Technology Program of Guangzhou (no 2019020001).

Toutes les expériences sur les animaux ont été réalisées conformément aux lignes directrices fournies par le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université normale de Chine méridionale, Guangzhou, Chine.
1. Configuration du système
<ol><li>Chemin optique (Figure 1)<ol>
<li>Utilisez un laser à impulsions de 532 nm comme source laser système. Réglez le taux de répétition du laser à 10 kHz, l’énergie de sortie à 100% et le réglage de la gâchette à la gâchette externe à l’aide d’un programme défini par l’utilisateur.</li>
		<li>Couplez le faisceau laser à la fibre mono-mode (SMF) via un coupler de fibre optique (FC1). Collimate le faisceau laser à l’aide d’un collimateur en fibre optique (FC2) sur une scène motorisée bidimensionnelle (Moteur, vitesse maximale: 20 mm/s).</li>
		<li>Dévier le faisceau laser à l’aide d’un scanner galvanomètre à deux axes (Galva). Utilisez un miroir moveable (M1) pour refléter le faisceau. Concentrez le faisceau à travers une lentille × 4°C (OL, Ouverture numérique: 0,1).</li>
		<li>Utilisez une monture de traducteur XY (TM) pour fixer le transducteur ultrasonique creux self-made (UT, fréquence centrale : 25 MHz ; Bande passante : plus de 90 %; Trou central: 3 mm) sur le fond de l’OL12. Passez le faisceau focalisé à travers le trou central du transducteur ultrasonique.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Chemin de numérisation<ol>
<li>Verrouillez le Galva à l’aide d’un tableau de portes programmable sur le terrain (FPGA 2) pendant wim. Définissez la plage de numérisation et la vitesse de numérisation appropriées par un programme défini par l’utilisateur.</li>
		<li>Verrouillez le moteur à l’aide d’un tableau de porte programmable sur le terrain (FPGA 1) pendant RIM. Définissez la fréquence de numérisation et le nombre de points de numérisation à l’aide de FPGA 2. Utilisez un programme défini par l’utilisateur pour contrôler le démarrage et arrêter la numérisation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Acquisition de données<ol>
<li>Utilisez un amplificateur de 50 dB (AMP) pour amplifier le signal pa. Numériser le signal par la carte d’acquisition de données (DAQ). Obtenez le signal de déclenchement par FPGA 1 ou FPGA 2.</li>
		<li>Utilisez une unité de traitement graphique (GPU) pour traiter les données et afficher des images en parallèle13.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Système d’imagerie CCD<ol>
<li>Utilisez une LED blanche en forme d’anneau (Température de couleur : 6500 K; Illuminance: 40000 lux; Diamètre : 7,5 cm) comme source d’éclairage. Retirez M1, utilisez un miroir fixe (M2) pour refléter la lumière.</li>
		<li>Enregistrez les images à l’aide d’une caméra CCD (6,3 millions de pixels) sur le système d’imagerie PA. Affichez les images avec un logiciel d’affichage.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Alignement du système
<ol><li>Sélectionnez un réservoir d’eau (10 cm × 10 cm × 4,4 cm; fenêtre inférieure : 3 cm × 3 cm). Couvrir l’ensemble du réservoir d’eau à l’aide d’une membrane en polyéthylène (membrane épaisse : 10 μm). Ajouter suffisamment d’eau ultrapure.</li>
	<li>Placez le réservoir d’eau sur la scène de travail.</li>
	<li>Allumez l’interrupteur laser. Sélectionnez le programme de contrôle laser. Préchauffer pendant 5 min. Appuyez sur le bouton « ON » sur l’interrupteur de pompage. Définissez les paramètres laser selon l’étape 1.1.1. Ouvrez la déroute du laser.</li>
	<li>Sélectionnez le programme de collecte de la ligne A. Appuyez sur le bouton « Démarrer » pour capturer le signal à un point et afficher l’amplitude et le spectre du signal actuel de la ligne A.</li>
	<li>Placez une lame au fond du réservoir d’eau. Immerger la partie inférieure de l’UT dans le réservoir d’eau pour un couplage acoustique. Évitez les bulles dans la partie inférieure de l’UT.</li>
	<li>Ajustez la position de Galva, ajustez le traducteur XY entre UT et OL pour éviter le signal d’oscillation, et assurez-vous que c’est confocal.</li>
	<li>Ajustez la hauteur de l’étape de travail pour maximiser l’amplitude du signal et déterminer la position de mise au point.</li>
</ol>3. Expérience animale
<ol><li>Utilisez une souris BALB/c vieille de 5\u20126 semaines avec un poids corporel de 20\u201230 g.</li>
	<li>Anesthésier l’animal à l’aide d’uréthane (1 g/kg) injecté intraperitoneally avant l’expérience.</li>
	<li>Effectuer la transition entre WIM et RIM.<ol>
<li>Utilisez un transducteur ultrasonique planaire. Raser la fourrure sur le dos de la souris à l’aide d’une tondeuse et d’une crème depilatory. Placer la souris sur le support (8 cm × 2,8 cm × 2 cm) en position couchée.</li>
		<li>Permettre à la région d’imagerie d’être en contact avec la membrane de polyéthylène à l’aide d’un gel à ultrasons. Évitez les bulles dans la partie de contact.</li>
		<li>Placez le support sur la scène de travail pour le couplage acoustique. Suivez les étapes 2.3\u20122.4 pour démarrer le laser et collecter le signal de la ligne A. Suivez les étapes 2.6\u20122.7 pour aligner. Appuyez sur « Stop » pour terminer la collecte après alignement.</li>
		<li>Sélectionnez le programme WIM. Nommez le dossier nouvellement créé. Réglez le paramètre de balayage à 20 mm/s dans l’onglet « Vitesse de balayage », « 20 mm*20 mm » dans l’onglet « Zone de balayage » et « 20 » dans l’onglet « Étape ». Cliquez sur le bouton Collect pour commencer à numériser.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Stop pour terminer la numérisation après l’acquisition. Cliquez sur Retour à zéro pour ramener le moteur à zéro. Fermez le déflecteur laser. Réglez le paramètre de déclenchement sur la gâchette interne. Appuyez sur le bouton OFF pour le commutateur de pompage.</li>
		<li>Remplacez la gâchette WIM comme déclencheur RIM et connectez-la à la gâchette laser externe. Appuyez sur le bouton ON pour le commutateur de pompage. Réglez le réglage de la gâchette sur la gâchette externe. Cliquez sur le bouton Exit pour quitter le programme WIM.</li>
		<li>Utilisez l’étape 2.4 pour recueillir le signal de la ligne A. Ouvrez la déroute laser. Suivez les étapes 2.6\u20122.7 pour aligner. Appuyez sur Arrêt pour terminer la collecte après alignement.</li>
		<li>Sélectionnez le programme RIM. Nommez le dossier nouvellement créé. Cliquez sur le bouton Collect pour commencer à numériser.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Stop pour terminer la numérisation après l’acquisition. Cliquez sur le bouton Exit pour quitter le programme RIM.</li>
		<li>Euthanasier l’animal à l’aide d’une dislocation cervicale à la fin de l’imagerie.</li>
	</ol></li>
	<li>Effectuer WIM de visualisation vasculaire.<ol>
<li>Utilisez un transducteur ultrasonique focalisé (fréquence centrale : 25 MHz; Bande passante : plus de 90 %; Longueur focale: 8 mm). Enlever les cheveux des souris oreille ou le cuir chevelu.<ol>
<li>Utilisez un scalpel pour faire une petite incision sur le côté latéral du dessus temporel crânien de la souris (profondeur du crâne). Utilisez des ciseaux ophtalmiques pour commencer à partir de cette incision. Couper le cuir chevelu autour du côté extérieur du crâne. Compresser le point de saignement pour arrêter le saignement. Lavez la plaie avec de la solution saline normale. Placez la souris sur le support.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Permettre à la région d’imagerie d’être en contact avec la membrane de polyéthylène à l’aide d’un gel à ultrasons. Évitez les bulles dans la région de contact( Figure supplémentaire 1).</li>
		<li>Placez le support sur la scène de travail pour le couplage acoustique. Utilisez les étapes 2.3\u20122.4 pour ouvrir le laser et recueillir le signal de la ligne A. Utilisez l’étape 2.6\u20122.7 pour aligner. Appuyez sur Arrêt pour terminer la collecte après alignement.</li>
		<li>Sélectionnez le programme WIM. Nommez le dossier nouvellement créé. Réglez le paramètre de balayage à « 10 mm/s » dans l’onglet « Vitesse de balayage », « 10 mm*10 mm » sous l’onglet « Zone de balayage » et « 10 » dans l’onglet « Étape ». Cliquez sur le bouton Collect pour commencer à numériser.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Stop pour terminer la numérisation après l’acquisition. Cliquez sur le retour à zéro pour faire revenir le moteur à zéro. Cliquez sur le bouton Exit pour quitter le programme WIM.</li>
		<li>Euthanasier l’animal à la fin de l’intervention pendant que l’animal est encore sous anesthésie.</li>
	</ol></li>
	<li>Conduct RIM pour la surveillance dynamique des petits animaux.<ol>
<li>Raser les cheveux de l’abdomen de la souris. Placez la souris sur le support en position supine.</li>
		<li>Permettre à la région d’imagerie d’être en contact avec la membrane de polyéthylène à l’aide d’un gel à ultrasons. Évitez les bulles dans la région de contact.</li>
		<li>Placez le support sur la scène de travail pour le couplage acoustique. Effectuez les étapes 2.3\u20122.4 pour démarrer le laser et recueillir le signal de la ligne A. Effectuez l’étape 2.6\u20122.7 pour aligner. Appuyez sur Arrêt pour terminer la collecte après alignement.</li>
		<li>Sélectionnez le programme RIM. Nommez le dossier nouvellement créé. Cliquez sur le bouton Collect pour commencer à numériser.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Stop pour terminer la numérisation après l’acquisition. Cliquez sur le bouton Exit pour quitter le programme RIM.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilisez les données rim pour la reconstruction de la projection maximale d’amplitude (MAP) le long de la direction de profondeur par programme défini par l’utilisateur. Observez les changements dynamiques chez l’animal.</li>
</ol>

<ol><li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-impulse+panoramic+photoacoustic+computed+tomography+of+small-animal+whole-body+dynamics+at+high+spatiotemporal+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Single-impulse panoramic photoacoustic computed tomography of small-animal whole-body dynamics at high spatiotemporal resolution.</a> Nature Biomedical Engineering. 1 (5), 0071(2017).</li>
<li>Jeon, S., Kim, J., Lee, D., Baik, J. W., Kim, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+on+practical+photoacoustic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Photoacoustics%22%5BJournal%5D)">Review on practical photoacoustic microscopy.</a> Photoacoustics. 15, 100141(2019).</li>
<li>Baik, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Super+wide-field+photoacoustic+microscopy+of+animal+and+humans+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Medical+Imaging%22%5BJournal%5D)">Super wide-field photoacoustic microscopy of animal and humans in vivo.</a> IEEE Transactions on Medical Imaging. 39 (4), 975-984 (2019).</li>
<li>Omar, M., Aguirre, J., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optoacoustic+mesoscopy+for+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Optoacoustic mesoscopy for biomedicine.</a> Nature Biomedical Engineering. 3 (5), 354-370 (2019).</li>
<li>Lin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-breath-hold+photoacoustic+computed+tomography+of+the+breast%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Single-breath-hold photoacoustic computed tomography of the breast.</a> Nature Communications. 9 (1), 2352(2018).</li>
<li>Yang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wide-field+monitoring+and+real-time+local+recoding+microvascular+networks+on+small+animals+with+a+dual-raster-scanned+photoacoustic+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Wide-field monitoring and real-time local recoding microvascular networks on small animals with a dual-raster-scanned photoacoustic microscope.</a> Journal of Biophotonics. 13 (6), 202000022(2020).</li>
<li>Sun, J., Zhou, Q., Yang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+photoacoustic+imaging+guided+sclerotherapy+for+vascular+malformations%3A+a+feasibility+study%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Label-free photoacoustic imaging guided sclerotherapy for vascular malformations: a feasibility study.</a> Optics Express. 26 (4), 4967-4978 (2018).</li>
<li>Xu, D., Yang, S., Wang, Y., Gu, Y., Xing, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+and+high-resolving+photoacoustic+dermoscopy+of+human+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Noninvasive and high-resolving photoacoustic dermoscopy of human skin.</a> Biomedical Optics Express. 7 (6), 2095-2102 (2016).</li>
<li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniaturized+photoacoustic+probe+for+in+vivo+imaging+of+subcutaneous+microvessels+within+human+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Quantitative+Imaging+in+Medicine+and+Surgery%22%5BJournal%5D)">Miniaturized photoacoustic probe for in vivo imaging of subcutaneous microvessels within human skin.</a> Quantitative Imaging in Medicine and Surgery. 9 (5), 807-814 (2019).</li>
<li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultracompact+high-resolution+photoacoustic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Ultracompact high-resolution photoacoustic microscopy.</a> Optics Letters. 43 (7), 1615-1618 (2018).</li>
<li>Lan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+widefield+photoacoustic+microscopy+of+small-animal+hemodynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">High-speed widefield photoacoustic microscopy of small-animal hemodynamics.</a> Biomedical Optics Express. 9, 4689-4700 (2018).</li>
<li>Ma, H., Yang, S., Cheng, Z., Xing, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+confocal+dermoscope+with+a+waterless+coupling+and+impedance+matching+opto-sono+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic confocal dermoscope with a waterless coupling and impedance matching opto-sono probe.</a> Optics Letters. 42 (12), 2342-2345 (2017).</li>
<li>Kang, H., Lee, S. W., Lee, E. S., Kim, S. H., Lee, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+GPU-accelerated+processing+and+volumetric+display+for+wide-field+laser-scanning+optical-resolution+photoacoustic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Real-time GPU-accelerated processing and volumetric display for wide-field laser-scanning optical-resolution photoacoustic microscopy.</a> Biomedical Optics Express. 6 (12), 4650-4660 (2015).</li>
</ol>

Toutes les expériences sur les animaux ont été réalisées conformément aux lignes directrices et règlements approuvés par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux. Les auteurs n’ont aucun intérêt financier pertinent dans le manuscrit et aucun autre conflit d’intérêts potentiel à divulguer.

Ici nous avons présenté un double imageur photoacoustic photoacoustic de raster-balayage de petit animal pour la visualisation vasculaire non invasive qui a été conçue et développée pour capturer la structure de la vascularisation et le changement dynamique connexe du sang. L’avantage du DRS-PAI est qu’il intègre le WIM et le RIM dans un seul système, ce qui facilite l’étude de la structure dynamique vasculaire et vasculaire du réseau des petits animaux. Le système peut fournir une visualisation vasculaire à champ large ...

Dans le domaine biomédical de base, les petits animaux peuvent simuler la fonction physiologique humaine. Par conséquent, l’imagerie des petits animaux joue un rôle important en guidant la recherche sur les maladies humaines homologues et en cherchant un traitementefficace 1. L’imagerie photoacoustique (IPA) est une technique d’imagerie non invasive combinant les avantages de l’imagerie optique et de l’imagerie parultrasons 2. La microscopie photoacoustique (PAM) est une méthode d’imagerie précieuse pour la recherche fondamentale sur les petits animaux3. PAM peut facilement obtenir des images à haute résolution, à pénétration profonde, à haute spécificité et à contraste élevé basées sur l’excitation optique et la détection parultrasons 4.
Un laser pulsé avec une longueur d’onde spécifique est absorbé par les chromophores endogènes des tissus. Par la suite, la température du tissu augmente, ce qui entraîne la production d’ondes ultrasoniques induites par photo. Les ondes ultrasoniques peuvent être détectées par un transducteur ultrasonique. Après l’acquisition du signal et la reconstruction de l’image, la distribution spatiale de l’absorbeur peut êtreobtenue 5. D’une part, la visualisation du réseau vasculaire à organe entier nécessite un large champ de vision. Le processus de balayage à champ large prend généralement beaucoup de temps pour assurer la haute résolution6,7,8. D’autre part, l’observation des activités hémodynamiques des petits animaux nécessite une imagerie rapide en temps réel. L’imagerie en temps réel est bénéfique pour étudier les signes vitaux des petits animaux entemps réel 9,10,11. Le champ de vision de l’imagerie en temps réel est généralement suffisamment petit pour assurer un taux de mise à jour élevé. Ainsi, il existe souvent un compromis entre la réalisation d’un large champ de vision et l’imagerie en temps réel. Auparavant, deux systèmes différents étaient utilisés séparément pour l’imagerie à champ large ou l’imagerie en temps réel.
Ces travaux font état d’un double imageur photoacoustique à balayage raster (DRS-PAI), qui a intégré l’imagerie à large champ basée sur une étape de traduction motorisée bidimensionnelle et une imagerie en temps réel basée sur un scanner galvanomètre à deux axes. Le mode d’imagerie à champ large (WIM) est effectué pour montrer la morphologie vasculaire. Pour le mode d’imagerie en temps réel (RIM), il existe actuellement deux fonctions. Tout d’abord, RIM peut fournir des images en temps réel B-scan. En mesurant le déplacement de la vascularisation le long de la direction de la profondeur, les caractéristiques de la respiration ou du pouls peuvent être révélées. Deuxièmement, la JANTE peut mesurer quantitativement la zone spécifique de l’image WIM. En fournissant des images comparables des régions wim locales, les détails du changement local peuvent être révélés avec précision. Le système conçoit une transition flexible entre l’imagerie à large champ de la visualisation vasculaire et l’imagerie en temps réel de la dynamique locale. Le système est souhaitable dans la recherche biomédicale fondamentale où il y a un besoin d’imagerie des petits animaux.

<table><tbody><tr><td>Numériseur polyvalent 12 bits</td><td>Spectrum</td><td>M3i.3221</td><td>Carte d’acquisition de données</td></tr> Programme <tr><td>collecté A-line</td><td>National Instrument</td><td>LabVIEW</td><td>Programme défini par l’utilisateur</td></tr><tr><td>Amplificateur</td><td>Baie RF</td><td>LNA-650</td><td>Amplificateur</td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Veet</td><td>33-II</td><td>Coupleur Fiberport</td></tr><tr><td>Animal</td><td>Thorlab</td><td>PAF-X-7-A</td><td>Coupleur de fibre</td></tr><tr><td>Champ Programmable Gate Array</td><td>Altera</td><td>Cyclone IV</td><td>Contrôle de la gâchette</td></tr><tr><td>Mise au point fixe Ensembles de collomation</td><td>Thorlabs</td><td>F240FC-532</td><td>Collimateur de fibre</td></tr><tr><td>Transducteur à ultrasons Foused</td> Unité de traitement graphique <td>fabriquée</td><td></td><td></td>par ses soins Unité</tr> de <tr><td>traitement graphique</td><td>NVIDIA</td><td>GeForce GTX 1060</td><td>Support</td></tr> <tr><td></td><td>de données de traitementFixation animale auto-fabriquée</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Programme de contrôle laser</td><td>National Instrument</td><td>LabVIEW</td><td>Programme défini par l’utilisateur</td></tr><tr><td>Souris</td><td>Guangdong Laboratoire médical Centre animalier</td><td>BALB/c</td><td>Modèle animal</td></tr><tr><td>Caméra microscope</td><td>Mshot</td><td>MS60</td><td>Caméra CCD</td></tr><tr><td>Objectif Microscope</td><td>Daheng Optics</td><td>GCO-2111</td><td>Objectif</td></tr><tr><td>Miroir</td><td>Daheng Optics</td><td>GCC-1011</td><td>Miroir mobile/fixe</td></tr><tr><td>Aimant mobile Détecteur capacitif Galvanomètre Scanner</td><td>Century Sunny</td><td>S8107</td><td>Scanner en temps réel</td></tr><tr><td>Système d’analyse d’image Mshot</td><td></td><td></td><td>Logiciel d’affichage</td></tr><tr><td>Normal Saline</td><td>CR DOUBLE-CRANE</td><td></td> H34023609 <td>Saline Normale</td></tr><tr><td>Ciseaux ophtalmiques</td><td>SUJIE</td><td></td><td>Scalp Enlever</td></tr><tr><td>Transducteur à ultrasons planaire</td><td>Pellicule plastique faite</td><td></td><td></td>maison</tr><tr><td></td><td>HJSJLSL</td><td></td> Logiciel de contrôle de <td>programme de membrane en polyéthylène</td></tr><tr><td></td><td>National Instrument</td><td></td><td>LabVIEW Programme défini par l’utilisateur</td></tr><tr><td>Laser Q-swithched pulsé</td><td>Exportation laser</td><td>DTL-314QT</td><td>532-nm Laser</td></tr> Programme <tr><td>d’imagerie en temps réel</td><td>National Instrument</td><td>LabVIEW</td><td>Programme défini par l’utilisateur</td></tr><tr><td>LED blanche en forme d’anneau</td><td>Rasoir</td><td></td><td></td>fait maison</tr><tr><td></td><td>Codos</td><td>CP-9200</td><td>Rasoir pour animaux</td></tr><tr><td>Fibres monomodes</td><td>Nufern</td><td>460-HP</td> Lame chirurgicale à <td>fibre monomode</td></tr><tr><td></td><td>SUJIE</td><td>11</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel chirurgical</td><td>SUJIE</td><td>7</td><td>Scalpel</td></tr><tr><td>Etape de traduction</td><td>Jiancheng Optics</td><td>LS2-25T</td><td>Etape de balayage à champ large</td></tr><tr><td>Transducteur à ultrasons</td><td>Auto-fabriqué</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel à ultrasons</td><td>GUANGGONG PAI</td><td>ZC4252418</td><td>Couplage acoustique</td></tr><tr><td>Uréthane</td><td>Tokyo Industrie chimique</td><td>C0028</td><td>Animal Anesthésié</td></tr><tr><td>Réservoir d’eau</td><td>Fait</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>maisonProgramme d’imagerie à grand champ</td><td>National Instrument</td><td>LabVIEW</td><td>Programme défini par l’utilisateur</td></tr><tr><td>Monture XY Translator Fait</td><td></td><td></td><td></td> maison</tr></tbody></table>

double imageur photoacoustique à balayage raster pour visualisation vasculaire

Dual Raster-Scanning Photoacoustic Small-Animal Imager for Vascular Visualization

L’imagerie des réseaux vasculaires sur les petits animaux a joué un rôle important dans la recherche biomédicale fondamentale. La technologie d’imagerie photoacoustique a un grand potentiel d’application dans l’imageologie des petits animaux. L’imagerie photoacoustique à large champ des petits animaux peut fournir des images avec une résolution spatiotemporale élevée, une pénétration profonde et de multiples contrastes. En outre, le système d’imagerie photoacoustique en temps réel est souhaitable pour observer les activités hémodynamiques de la vascularisation des petits animaux, qui peuvent être utilisées pour rechercher la surveillance dynamique des caractéristiques physiologiques des petits animaux. Ici, un imageur photoacoustique à double balayage est présenté, doté d’une fonction d’imagerie commutable en double mode. L’imagerie à champ large est pilotée par une étape de traduction motorisée bidimensionnelle, tandis que l’imagerie en temps réel est réalisée avec des galvanomètres. En définissant différents paramètres et modes d’imagerie, la visualisation in vivo du réseau vasculaire des petits animaux peut être effectuée. L’imagerie en temps réel peut être utilisée pour observer le changement d’impulsion et le changement de flux sanguin induit par la drogue, etc. L’imagerie à champ large peut être utilisée pour suivre le changement de croissance de la vascularisation tumorale. Ceux-ci sont faciles à adopter dans divers domaines de la recherche fondamentale en biomédecine.

Le schéma du DRS-PAI est indiqué dans la figure 1. Le système permet une commutation flexible et reproductible entre WIM et RIM. Le signal PA acquis est traité rapidement pour générer des images PA B-Scan et MAP. La caméra CCD peut fournir des photographies d’échantillons.
Tous les composants du DRS-PAI sont intégrés et assemblés dans une configuration d’imageur (Figure 2), ce qui facilite l’assemblage et le fonctionnement. Dans le WI...

Un double imageur photoacoustique à balayage raster a été conçu, qui a intégré l’imagerie à champ large et l’imagerie en temps réel.

Double imageur photoacoustique à balayage Raster pour visualisation vasculaire

Imaging of vascular networks on small animals has played an important role in basic biomedical research. Photoacoustic imaging technology has great ...

L’imageur photoacoustique de petits animaux à double balayage raster peut être utilisé pour visualiser divers tissus in vivo et s’adapte facilement à de nombreuses études de recherche biomédicale nécessitant l’imagerie de petits animaux. Pour aligner le système, couvrez un réservoir d’eau entier de 10 x 10 x 4,4 centimètres avec une membrane en polyéthylène de 10 microns d’épaisseur et remplissez le réservoir d’eau ultra pure. Placez le réservoir sur la platine de travail et allumez l’interrupteur laser.Sélectionnez le programme de contrôle laser et réchauffez le laser pendant cinq minutes. Appuyez sur le bouton marche de l’interrupteur de pompage et réglez les paramètres laser. Ouvrez le biseau laser et sélectionnez le programme collecté A-line.Appuyez sur Start pour capturer un signal ponctuel unique et pour afficher l’amplitude et le spectre du signal actuel de la ligne A. Placez une lame au fond du réservoir d’eau et plongez la partie inférieure du transducteur à ultrasons dans le réservoir d’eau pour le couplage acoustique. Ajustez la position du Galva et du traducteur X Y entre le transducteur à ultrasons et la lentille de l’objectif confocal pour éviter un signal d’oscillati

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Parenchymateuse, vasculaire et métabolique haute fréquence non-invasive par ultrasons et Photoacoustique Rat imagerie cérébrale profonde

Ici, on démontre un système de résolution acoustique (AR) et un système de microscopie photoacoustique à résolution optique (OR) (AR-OR-PAM) capable à la fois d'imagerie haute résolution à faible profondeur et d'imagerie tissulaire profonde à faible résolution sur le même échantillon in vivo .

Microscopie photoacoustique à résolution acoustique et optique à commutation commutable pour<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie vasculaire de sang de petit animal

Un système compacte de tomographie photo-acoustique à base de diode à laser pulsé (PLD-PAT) pour l'imagerie cérébrale à grande vitesse in vivo chez les petits animaux est démontré.

Un système de tomographie photoacoustique compacte haute performance pour<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie du cerveau à petits animaux

Une clinique photoacoustique poche système d’imagerie se traduira pour l’imagerie animale petit non invasif en temps réel.

À main photoacoustique clinique, système d’imagerie pour l’imagerie animale petit Non invasif en temps réel

Un système de tomodensitométrie photoacoustique (PLD-PAT) de bureau à diode laser pulsée compacte est démontré pour l’imagerie dynamique in vivo à grande vitesse de la vascularisation corticale des petits animaux.

Tomographie photoacoustique de bureau à diode laser pulsée pour la surveillance du lavage et du lavage de colorant dans la vascularisation corticale de rat

Le présent protocole décrit l’acquisition d’images optoacoustiques multispectrales du système vasculaire cutané humain in vivo . Il s’agit notamment de la quantification de l’hémoglobine et de la mélanine, considérées comme des chromophores d’intérêt pour l’analyse fonctionnelle.

Tomographie optoacoustique multispectrale pour l’imagerie fonctionnelle en recherche vasculaire

Ce protocole introduit une méthode rapide pour l’imagerie vasculaire tridimensionnelle quantitative à montage entier à l’aide de la microscopie à fluorescence à feuillet de lumière. L’efficacité de la méthode est démontrée à l’aide du système d’artère de l’arc pharyngé du modèle d’embryon de poulet, avec des forces hémodynamiques quantifiées par la dynamique des fluides numérique.

Imagerie rapide à haute résolution de l’ensemble du système vasculaire de petits animaux pour des études quantitatives

Découvrez l'imagerie photoacoustique à balayage raster pour visualiser les tissus vasculaires in vivo chez les petits animaux. Cette méthode offre une imagerie en temps réel pour la recherche biomédicale.

Double imageur photoacoustique à balayage Raster pour visualisation vasculaire

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