Name: Co-culture microfluidique d’épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-31T13:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Découvrez la co-culture microfluidique d'épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein. Cette méthode permet d'étudier les interactions cellulaires et les changements d'expression génique.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

REMARQUE : Ces protocoles décrivent les étapes complètes de préparation des gels de collagène-agarose 3D, d’injection de cellules, de perfusion des échantillons et de leur extraction pour une analyse plus approfondie. Ajustez les temps et les conditions d’incubation en fonction des exigences expérimentales spécifiques.
1. Préparation de la matrice de gel de collagène et d’agarose
<ol>
	<li>Impression 3D REMARQUE : Pour créer la forme appropriée pour la matrice de gel, nous avons développé une conception de chambre unique qui façonne le gel en une forme organoïde physiologiquement pertinente (voir le fichier supplémentaire 1).<ol>
		<li>Concevoir les chambres à l’aide d’un logiciel de conception assistée par ordinateur. La chambre comprend quatre compartiments parallèles : deux compartiments cellulaires, un compartiment matriciel et un canal de connexion (Figure 1 et Figure 2).</li>
		<li>Construire les chambres par impression 3D ; Une buse chauffante fait fondre un filament de bioplastique et le dépose couche par couche. Pour suivre ce protocole, utilisez du polypropylène (PP), un filament bioplastique non toxique, et une imprimante 3D de type cartésien, nommée d’après le système de coordonnées XYZ.</li>
		<li>Ajoutez une caractéristique de forme de cône inversé aux compartiments cellulaires pour diriger les cellules dans le canal.</li>
		<li>Donnez une forme ronde au compartiment de la matrice, ce qui est crucial pour la formation du gel de collagène.</li>
		<li>Relier les compartiments des cellules et de la matrice à l’aide d’un canal (diamètre 0,04 mm, figure 3B), permettant aux cellules de s’écouler du compartiment cellulaire vers le compartiment de la matrice et de se fixer à la surface du tube.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparation de la matrice de collagène pour la culture des cellules RPTEC-TERT1 REMARQUE : Cette procédure garantit que la matrice de collagène est préparée correctement et chargée dans la chambre, créant ainsi un environnement approprié pour l’injection et la culture ultérieures de cellules RPTEC/TERT1 et la croissance de la structure cellulaire 3D. Assurez-vous que toutes les étapes sont effectuées dans des conditions stériles pour éviter toute contamination.<ol>
		<li>Préparez la solution de réticulation en mélangeant 50 μL de Genipin (30 mM) avec 50 μL de NaOH (1 M) à l’aide d’un vortex pour assurer un mélange complet.</li>
		<li>Ajoutez 1 000 μL de collagène de type I à la solution préparée de Genipin et de NaOH tout en maintenant le mélange sur de la glace pour éviter une gélification prématurée. Mélangez à nouveau la solution à l’aide d’un vortex pour obtenir un mélange homogène. REMARQUE : Gardez la solution mélangée sur de la glace en continu pour éviter une gélification prématurée.</li>
		<li>À l’aide d’une pointe de pipette de 1 000 μL, prélevez la totalité de la solution préparée et ajoutez 150 à 200 μL de la solution dans le compartiment matriciel de la chambre imprimée en 3D.</li>
		<li>Laissez la matrice polymériser en maintenant la chambre dans l’incubateur de CO2 à 37 oC pendant 60 à 90 min. Ajoutez 150 μL de milieu de culture sur le dessus de la matrice et laissez-le reposer toute la nuit dans l’incubateur.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparation de la matrice collagène-agarose et enrobage de cellules Caki-1 REMARQUE : Les cellules RPTEC/TERT1 et Caki-1 ont été cultivées à l’aide du même milieu de culture, composé d’un milieu à haute teneur en glucose DMEM F-12 complété par des STI (10 μg/mL d’insuline, 5,5 μg/mL de transferrine et 5 ng/mL de sélénite de sodium), 10 ng/mL de facteur de croissance épidermique (EGF), 36 ng/mL d’hydrocortisone, 100 U/mL de pénicilline, 100 μg/mL de streptomycine (5 % v/v) et 10 % (v/v) de sérum de veau fœtal (SCF).<ol>
		<li>Dissoudre la poudre d’agarose dans de l’eau stérile ou du DPBS pour atteindre une concentration finale de 2 %. Placez la solution d’agarose sur un bloc chauffant réglé à 85 oC pour assurer une dissolution complète. REMARQUE : Manipulez la solution d’agarose avec précaution en raison de sa sensibilité à la température.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Intégration des cellules Caki-1<ol>
		<li>Détachez les cellules Caki-1 de leurs fioles de culture en ajoutant 1x trypsine-EDTA et en les incubant à 37 °C jusqu’à ce qu’elles se détachent. Neutralisez la trypsine 1x en ajoutant un volume égal de milieu de culture.</li>
		<li>Prélever la suspension cellulaire, compter les cellules et centrifuger à 2 500 × g pendant 5 min. Jeter le surnageant et remettre en suspension les pastilles de cellules dans un milieu de culture frais jusqu’à une concentration finale de 1 × 103 cellules/mL (Caki-1). REMARQUE : Assurez-vous que la suspension cellulaire est bien mélangée et exempte d’agglomérations avant de la charger dans la chambre.</li>
		<li>Ajouter 25 μL de suspension cellulaire dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL. REMARQUE : Assurez-vous que la seringue ou la pipette est stérilisée et appropriée pour la manipulation des cellules.</li>
		<li>Ajoutez 75 μL de collagène de type I dans le tube avec la suspension cellulaire et le vortex. REMARQUE : Gardez le mélange sur de la glace en continu pour éviter une gélification prématurée.</li>
		<li>Ajouter 100 μL de gel d’agarose fondu à 2 % et mélanger soigneusement au vortex jusqu’à ce que le gel devienne homogène. REMARQUE : Assurez-vous d’une répartition uniforme des cellules dans le gel. Évitez d’introduire des bulles d’air lors de l’injection, car elles peuvent perturber la distribution des cellules et l’intégrité du gel !</li>
		<li>Après 1 h, ajoutez 150 μL de milieu cellulaire en haut de la matrice et retirez-le de la chambre à l’aide d’une spatule. Placez les matrices 3D avec les cellules dans une plaque de 24 puits avec 1 000 μL de milieu de culture et incubez à 37 °C, 5 % de CO2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig01.jpg"> 
Figure 1 : Conception de la chambre imprimée en 3D pour la reconstruction des tubules rénaux. (A,B) Représentation de la chambre imprimée en 3D conçue pour accueillir une matrice de collagène réticulé afin de reconstruire les tubules rénaux. Chaque chambre se compose de quatre compartiments individuels, qui sont utilisés pour produire une quantité égale de gels. 1-point d’insertion pour le filament, 2-pré-chambres à remplir de gélose uniquement pour éviter les fuites, 3-chambre de collagène, 4-chambre de cellules. (C) Dimensions du gel de collagène réticulé et du tubule rénal intégré. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig02v2.jpg"> 
Figure 2 : Préparation des gels de collagène et d’agar-collagène. (A) Chambre imprimée en 3D avec filaments insérés. (B) La solution de collagène réticulé est distribuée dans les puits de la chambre (C) Une chambre remplie de solution de collagène est placée dans l’incubateur pour faciliter la polymérisation de la matrice (D) Collection de cellules RPTEC-TERT1 avant l’injection dans la matrice de collagène (E) Ajout d’une suspension cellulaire dans le compartiment cellulaire de la chambre (F) Retrait du filament à l’aide d’une pince, permettant aux cellules de peupler la structure tubulaire creuse à l’intérieur de la matrice (G) Suspension de cellules RCC mélangées à du collagène dans un tube de 1,5 ml (H) Ajout d’une solution de gélose à 2 % les cellules pour générer le gel RCC. (I) Les gels sont placés dans l’incubateur pour faciliter la gélification matricielle (J, K, L) Retrait du gel de collagène polymérisé avec les tubules rénaux de la chambre imprimée en 3D à l’aide d’une spatule et leur placement dans une plaque à 24 puits avant un traitement ultérieur (M, N, O) Retrait du gel de collagène-gélose polymérisé avec les cellules du RCC à l’aide d’une spatule, et les placer dans une plaque à 24 puits avant de poursuivre le traitement <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig03.jpg"> 
Figure 3 : Montage du système de culture microfluidique. (A,B) Ouverture des compartiments de culture de la puce Humimic2 à l’aide d’un outil dédié (C) Après avoir retiré le milieu de culture utilisé pour laver la puce, ajoutez 400 μL de milieu de culture frais. (D, E) Après avoir retiré les gels rénal et RCC des plaques respectives à 24 puits, placez chaque gel dans le compartiment de culture d’un circuit de perfusion unique de la puce Humimic à l’aide de spatules pour manipuler les gels. (F,G) Après avoir positionné les gels dans la puce, les chambres de culture sont scellées et la puce est reliée à l’unité de perfusion par trois micro-pompes dans chaque circuit microfluidique, reliées par des tubes spécialisés. (H) Les puces sont placées dans l’incubateur pendant la durée de la période de culture (I) Paramètres de perfusion définis dans l’unité de contrôle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Injection de cellules RPTEC/TERT1
<ol>
	<li>Injection de cellules RPTEC/TERT1<ol>
		<li>Détachez les cellules RPTEC/TERT1 de leurs fioles de culture en ajoutant 1x trypsine-EDTA et en les incubant à 37 °C jusqu’à ce qu’elles se détachent.</li>
		<li>Neutralisez la trypsine 1x en ajoutant un volume égal de milieu de culture avec des suppléments. Recueillir la suspension cellulaire et centrifuger à 2 500 × g pendant 5 min.</li>
		<li>Jeter le surnageant et remettre en suspension les pastilles de cellules dans un milieu de culture frais jusqu’à une concentration finale de 1 × 106 cellules/mL (RPTEC/TERT1). Assurez-vous que la suspension cellulaire est bien mélangée et exempte d’agglomérations avant de la charger dans la chambre.</li>
		<li>Chargez 10 μL de la suspension cellulaire préparée dans une micro-pipette avec une pointe de 10 μL. Assurez-vous que la pipette est stérilisée et adaptée à la manipulation des cellules. Injectez soigneusement la suspension cellulaire dans le collagène solidifié (étape 1.2.4) à travers le compartiment cellulaire à l’intérieur de la chambre.</li>
		<li>Retirez délicatement le filament à l’aide d’une pince, permettant aux cellules de peupler la structure tubulaire creuse à l’intérieur de la matrice REMARQUE : Assurez-vous d’une répartition uniforme des cellules dans le gel. Évitez d’introduire des bulles d’air pendant l’injection, car elles peuvent perturber la distribution cellulaire et l’intégrité du gel.</li>
		<li>Placez les chambres dans un incubateur à 37 °C à 5 % de CO2 . Après 60 min, ajoutez 150 μL de milieu cellulaire sur le dessus de la matrice pour éviter le dessèchement. Incuber pendant 24 h pour permettre aux cellules de s’acclimater et de s’intégrer dans la matrice de gel.</li>
		<li>Le lendemain, retirez la matrice de la chambre à l’aide d’une spatule. Placez les matrices 3D avec les cellules dans une plaque de 24 puits avec 1 000 μL de milieu de culture et incubez à 37 °C avec 5 % de CO2. REMARQUE : Les gels préparés avec le tubule rénal reconstruit et les sphéroïdes RCC intégrés seront ajoutés au système de microfluides pour la co-culture</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Perfusion d’échantillons de cellules 3D
<ol>
	<li>Perfusion cellulaire 3D dans le système de puce multi-organes<ol>
		<li>Connectez la puce avec la cellule 3D au système de perfusion avec tubulure.</li>
		<li>Réglez le système : fréquence : 0,25 Hz, vide : -220 mbar, pression : 800 mbar et connectez la puce 2 au système (Figure 3).</li>
		<li>Cultivez la culture cellulaire dynamique 3D pendant 5 jours dans un incubateur à 37 °C avec 5 % de CO2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 3D échantillons de cellules après le prélèvement de perfusion
<ol>
	<li>Prélèvement et analyse post-perfusion<ol>
		<li>Retirez les gels du système de perfusion et rincez-les avec du PBS.</li>
		<li>Fixez les gels en plaçant les échantillons dans du paraformaldéhyde à 2 % pendant 2 à 3 h à température ambiante. Stocker les échantillons fixés à 4 ºC.</li>
		<li>Teindre les gels avec des colorants (par exemple, Hoechst33342, phalloïdine, ZO1, tubuline).</li>
		<li>Après 5 jours de perfusion à l’aide du système de puce multi-organes, divers tests et méthodes ont été effectués sur les cultures cellulaires 3D et les milieux collectés pour évaluer la viabilité cellulaire, la morphologie, les niveaux d’expression génique et les ajustements fonctionnels. Les cellules RPTEC/TERT1 dans la matrice de gel de collagène et les cellules Caki-1 dans la matrice de collagène-agarose maintiennent une viabilité élevée ; Confirmez cela à l’aide d’essais de viabilité tels que la coloration vivante/morte.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Cancer du rein et co-culture de tissus sains à l’aide de systèmes microphysiologiques

<ol><li>Ainslie, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+lung+models+to+evaluate+the+safety+of+new+pharmaceutical+modalities%3A+A+biopharmaceutical+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microphysiological lung models to evaluate the safety of new pharmaceutical modalities: A biopharmaceutical perspective.</a> Lab Chip. 19 (19), 3152-3161 (2019).</li>
<li>Van Ness, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+systems+to+assess+nonclinical+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Microphysiological systems to assess nonclinical toxicity.</a> Curr Protoc Toxicol. 73, 14.18.1-14.18.28 (2017).</li>
<li>Majo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+extracellular+matrix+components+to+renal+cell+carcinoma+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Oncol%22%5BJournal%5D)">Impact of extracellular matrix components to renal cell carcinoma behavior.</a> Front Oncol. 10, 625(2020).</li>
<li>Caetano-Pinto, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+growth+factor+receptor+mediates+the+basolateral+uptake+of+phosphorothioate-modified+antisense+oligonucleotides+in+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Organs-on-a-Chip%22%5BJournal%5D)">Epidermal growth factor receptor mediates the basolateral uptake of phosphorothioate-modified antisense oligonucleotides in the kidney.</a> Organs-on-a-Chip. 4, 100022(2022).</li>
<li>Manduca, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+cancer+models%3A+One+step+closer+to+in+vitro+human+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">3D cancer models: One step closer to in vitro human studies.</a> Front Immunol. 14, 1175503(2023).</li>
<li>Simon, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RPTEC%2FTERT1+cell+line+models+key+renal+cell+responses+to+the+environmental+toxicants%2C+benzo%5Ba%5Dpyrene+and+cadmium%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Rep%22%5BJournal%5D)">The RPTEC/TERT1 cell line models key renal cell responses to the environmental toxicants, benzo[a]pyrene and cadmium.</a> Toxicol Rep. 1, 231-242 (2014).</li>
<li>Ogura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+high+integrity+RNA+extraction+from+cell%2Fagarose+construct%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Res+Notes%22%5BJournal%5D)">Methods of high integrity RNA extraction from cell/agarose construct.</a> BMC Res Notes. 8, 644(2015).</li>
<li>Glube, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caki-1+cells+represent+an+in+vitro+model+system+for+studying+the+human+proximal+tubule+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Nephron+Exp+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Caki-1 cells represent an in vitro model system for studying the human proximal tubule epithelium.</a> Nephron Exp Nephrol. 107 (2), e47-e56 (2007).</li>
<li>Kühnl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+application+scenario-dependent+pharmacokinetics+and+pharmacodynamic+properties+of+permethrin+and+hyperforin+in+a+dynamic+skin+and+liver+multi-organ-chip+model%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology%22%5BJournal%5D)">Characterization of application scenario-dependent pharmacokinetics and pharmacodynamic properties of permethrin and hyperforin in a dynamic skin and liver multi-organ-chip model.</a> Toxicology. 448, 152637(2021).</li>
<li>Padmyastuti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-based+prostate+cancer+model+for+investigating+the+secretion+of+prostate-specific+antigen+and+microRNAs+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-based prostate cancer model for investigating the secretion of prostate-specific antigen and microRNAs in vitro.</a> Sci Rep. 13 (1), 11623(2023).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-on-a-Chip%3A+Models+for+studying+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Cancer-on-a-Chip: Models for studying metastasis.</a> Cancers (Basel). 14 (3), 648(2022).</li>
<li>Sobczuk, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+the+right+animal+model+for+renal+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Oncol%22%5BJournal%5D)">Choosing the right animal model for renal cancer research.</a> Transl Oncol. 13 (3), 100745(2020).</li>
<li>Ewart, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+assessment+and+economic+analysis+of+a+human+Liver-Chip+for+predictive+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22Commun+Med%22%5BJournal%5D)">Performance assessment and economic analysis of a human Liver-Chip for predictive toxicology.</a> Commun Med. 2 (1), 154(2022).</li>
<li>Caetano-Pinto, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+cancer+and+chronic+kidney+disease%3A+Too+close+for+comfort%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedicines%22%5BJournal%5D)">Kidney cancer and chronic kidney disease: Too close for comfort.</a> Biomedicines. 9 (12), 1761(2021).</li>
<li>Del Piccolo, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor-on-chip+modeling+of+organ-specific+cancer+and+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Tumor-on-chip modeling of organ-specific cancer and metastasis.</a> Adv Drug Deliv Rev. 175, 113798(2021).</li>
<li>Soo, J. Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+predictive+in+vitro+models+of+drug-induced+nephrotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Advances in predictive in vitro models of drug-induced nephrotoxicity.</a> Nat Rev Nephrol. 14 (6), 378-393 (2018).</li>
<li>Chapron, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+vascularized%2C+dual-channel+microphysiological+system+facilitates+modeling+of+proximal+tubular+solute+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Pharmacol+Transl+Sci%22%5BJournal%5D)">An improved vascularized, dual-channel microphysiological system facilitates modeling of proximal tubular solute secretion.</a> ACS Pharmacol Transl Sci. 3 (3), 496-508 (2020).</li>
</ol>

Le protocole décrit dans cette étude représente le développement d’un modèle complexe de cancer du rein, tirant parti de l’intégration de deux types de cellules distinctes - les cellules épithéliales tubulaires rénales proximales (RPTEC/TERT1) et les cellules de carcinome à cellules rénales (Caki-1) - au sein de matrices spécifiques de collagène et de gel de collagène-agarose dans un système microfluidique. La préparation des gels de collagène est essentielle au succès de ce modèle. La concentration précise de collagène ...

<table><tbody><tr><td>1,5 à 2,0 mL&nbsp ; tubes&nbsp ;</td><td>Eppendorf</td><td>003012/10237-20205</td><td></td></tr><tr><td>Plaques 24 puits&nbsp ;</td>Imprimante 3D <td>Sarstedt</td><td>83.3922.500</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td>Prusa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarose&nbsp ;</td><td>Carl Roth</td><td>3810.3</td><td></td></tr><tr><td>AutoDesk Tinker Logiciel</td><td></td><td></td> de <td>CAO Logiciel de conception assistée par ordinateur</td></tr><tr><td>Caki-1 cellules&nbsp ;</td><td>ATCC</td><td>HTB-46</td><td></td></tr> Activité de la <tr><td>caspase</td><td>Promega</td><td>G8090</td><td>Essai de caspase 3/7</td></tr><tr><td>Viabilité cellulaire</td><td>Promega</td><td>G7570</td><td>Titre cellulaire Essai de Glo</td></tr><tr><td>Collagène de type I &ndash ; queue de rat, 3,0 mg/mL</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/12F Moyen&nbsp ;</td><td>PAN Biotech</td><td>PO4-41650</td><td></td></tr><tr><td>Solution DPBS&nbsp ;</td><td>PAN Biotech</td><td>P04-53500</td><td></td></tr><tr><td>Facteur de croissance épidermique</td><td>Merck&nbsp ;</td><td>E4127</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal</td><td>PAN Biotech</td><td>P30-3033</td><td></td></tr><tr><td>Génipine (30 mM)&nbsp ;</td><td>Merck&nbsp ;</td><td>G4796</td><td></td></tr><tr><td>Copeaux HUMIMIC 2&nbsp ;</td><td>TissUtilise</td><td></td><td>puces multi-organes</td></tr><tr><td>Unité de contrôle HUMIMIC&nbsp ;</td><td>TissUnité</td><td></td><td>de contrôle à puce multi-organes&nbsp ;</td></tr><tr><td>L’hydrocortisone&nbsp ;</td><td>Merck&nbsp ;</td><td>H6909</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur (37 &deg ; C, 5 % CO2)&nbsp ;</td><td></td> Insuline,Sélénite <td></td><td></td></tr><tr><td>de sodium,Transferrine (IST)</td><td>Merck&nbsp ;</td><td>I1884</td><td></td></tr><tr><td>LDH release</td><td>Spatule en métal Promega</td><td>J2380</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td>nd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH (1 M)&nbsp ;</td><td>Carl Roth</td><td>P031.2</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri</td><td>Sarstedt</td><td>82.1135.500</td><td></td></tr><tr><td>Filament de polypropylène (PP)&nbsp ;</td><td>Verbatin</td><td>55952</td><td></td></tr><tr><td>Kit d’extraction facile à ARN</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Cellules RPTEC/TETT.</td><td>ATCC</td><td>CRL - 4031</td><td></td></tr><tr><td>TNF-alfa ELISA</td><td>R& D Systems</td><td>DY210-05</td><td></td></tr><tr><td>Triiodothyronine (T3 )</td><td>Merck&nbsp ;</td><td></td><td></td>709611</tr><tr><td>Trypsine-EDTA</td><td>PAN Biotech</td><td>P10-021100</td><td></td></tr></tbody></table>

co-culture microfluidique d’épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein

Microfluidic Co-culture of Renal Healthy and Tumor Epithelium to Model Kidney Cancer Progression

Le système HUMIMIC fournit un environnement dynamique qui permet un apport continu en nutriments et en oxygène tout en éliminant les déchets métaboliques, maintenant ainsi la viabilité et la fonction cellulaires sur de longues périodes. Ces systèmes sont particulièrement utiles pour créer des modèles complexes d’organes sur puce qui reproduisent le microenvironnement de tissus spécifiques. Il est spécialement conçu pour les applications d’organes sur puce et permet le contrôle précis de l’écoulement des fluides et des co...

Co-culture microfluidique d’épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein

Microphysiological systems (MPS) have enabled the introduction of more complex and relevant physiological elements into in vitro models, recreating ...

microfluidic-co-culture-renal-healthy-tumor-epithelium-to-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Cancer Research

Recherche sur le cancer

Ce protocole décrit la décellularisation des reins de rat Sprague Dawley par perfusion antérograde de détergents à travers le système vasculaire, produisant des matrices extracellulaires rénales acellulaires qui servent de modèles pour le repeuplement avec des cellules épithéliales rénales humaines. La recellularisation et l’utilisation du test de perfusion de résazurine pour surveiller la croissance sont effectuées dans des bioréacteurs de perfusion spécialement conçus.

Épithéliale repeuplement cellulaire et préparation des rongeurs matrice extracellulaire échafaudages pour le développement de tissu rénal

Mise en oeuvre d'un modèle orthotopique de carcinome rénal chez les souris immunocompétentes donne le chercheur un système cliniquement pertinente définie par la présence d'une tumeur rénale et des métastases pulmonaires primaires dans le même animal. Ce système peut être utilisé pour tester précliniquement une variété de traitements in vivo.

Un modèle de souris syngénique rénal métastatique Carcinome cellulaire pour l&#39;évaluation des thérapies quantitatives et longitudinales précliniques

Tissulaire rénales constructions offrent une solution pour la pénurie d’organes et les effets délétères de la dialyse. Nous décrivons ici un protocole se rapportant au micro disséquer les reins murins pour l’isolement des segments cortico-médullaire. Ces segments sont implantés dans des constructions cellulaires exempte d’échafaudage, formant organoïdes rénale.

Microdissection de tissu rénal primaire Segments et intégration avec la technologie de nouvelle construction exempte d’échafaudage

Ce protocole prévoit une approche rentable pour isoler et caractériser les souris primaire les cellules tubulaires rénales qui peuvent ensuite être Sub cultivées afin d’évaluer les fonctions biologiques rénales ex vivo, y compris bioénergétique mitochondriale.

Analyse de Flux extracellulaire isolement, caractérisation et un débit élevé de souris primaire tubulaire les cellules épithéliales rénales

Ce travail décrit deux méthodes pour étudier le développement d’organes, une configuration améliorée de xénotransplantation sur la membrane chorioallantoïque (CAM) des embryons aviaires qui permet la vascularisation des organes embryonnaires et des organoïdes cultivés et une nouvelle z-direction fixe méthode de culture d’organe avec des conditions expérimentales modifiées qui permet l’imagerie confocale de time-lapse à haute résolution.

Optimisation de la culture rénale organoïde et organotypique pour la vascularisation, le développement prolongé et l’imagerie améliorée de microscopie

À l’ère de l’immunothérapie et du profilage génomique unicellulaire, la biologie du cancer nécessite de nouveaux outils in vitro et informatiques pour étudier l’interface tumorale-immunitaire dans un contexte spatio-temporel approprié. Nous décrivons des protocoles pour exploiter les co-cultures microfluidiques immunitaires contre les tumeurs dans des contextes 2D et 3D, compatibles avec la surveillance dynamique et multiparamétrique des fonctions cellulaires.

Modèles de co-culture microfluidique pour disséquer la réponse immunitaire dans des microenvironnements tumoraux in vitro

Les cultures de tubuloïdes rénaux humains représentent un modèle in vitro précieux pour étudier la physiologie et la maladie rénales. Les tubuloïdes peuvent être établis à partir de tissus rénaux (sains et malades) ainsi que d’urine, cette dernière représentant une source de matériel de recherche facilement accessible et moins invasive.

Génération de tubuloïdes rénaux humains à partir de tissus et d’urine

Un protocole visant à concevoir un système personnalisé d’organe sur puce qui récapitule la structure et la fonction de la barrière de filtration glomérulaire rénal en intégrant des cellules endothéliales épithéliales et vasculaires génétiquement appariées différenciées des cellules souches pluripotentes induites par l’homme. Ce système de bio-ingénierie peut faire progresser la médecine de précision rénale et les applications connexes.

Puce de glomérule rénal isogénique conçue à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Ici, nous décrivons les protocoles permettant d’obtenir des cultures primaires de cellules épithéliales tubulaires rénales humaines (HRTEC) à partir du cortex rénal pour développer des monocouches et des cultures tridimensionnelles sur une matrice extracellulaire (3D-HRTEC).

Développement de cultures primaires de cellules épithéliales tubulaires rénales humaines dans des monocouches et des conditions tridimensionnelles

Nous présentons un protocole optimisé pour le traitement de reins humains entiers afin d’isoler et de cultiver des cellules épithéliales primaires du tubule proximal rénal et l’application de ces cellules dans une plateforme microfluidique microphysiologique tridimensionnelle pour récapituler le tubule proximal rénal.

Isolement de cellules épithéliales primaires du tubule proximal humain et leur utilisation dans la création d’un modèle microphysiologique du tubule proximal rénal

Découvrez la co-culture microfluidique d'épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein. Cette méthode permet d'étudier les interactions cellulaires et les changements d'expression génique.

Co-culture microfluidique d’épithélium rénal sain et tumoral pour modéliser la progression du cancer du rein

Explorer plus de vidéos