Summary

Visualizzazione simultanea della dinamica di microtubuli reticolati e singoli in vitro mediante microscopia TIRF

Published: February 18, 2022
doi:

Summary

Qui, viene presentato un test di ricostituzione in vitro basato sulla microscopia TIRF per quantificare e confrontare contemporaneamente la dinamica di due popolazioni di microtubuli. Viene descritto un metodo per visualizzare simultaneamente l’attività collettiva di più proteine associate a microtubuli su fasci di microtubuli reticolati e singoli microtubuli.

Abstract

I microtubuli sono polimeri di eterodimeri αβ-tubulina che si organizzano in strutture distinte nelle cellule. Le architetture e le reti basate su microtubuli spesso contengono sottoinsiemi di array di microtubuli che differiscono nelle loro proprietà dinamiche. Ad esempio, nelle cellule in divisione, fasci stabili di microtubuli reticolati coesistono in prossimità di microtubuli dinamici non reticolati. Gli studi di ricostituzione in vitro basati sulla microscopia TIRF consentono la visualizzazione simultanea della dinamica di questi diversi array di microtubuli. In questo test, una camera di imaging è assemblata con microtubuli immobilizzati in superficie, che sono presenti come singoli filamenti o organizzati in fasci reticolati. L’introduzione di tubulina, nucleotidi e regolatori proteici consente la visualizzazione diretta delle proteine associate e delle proprietà dinamiche di microtubuli singoli e reticolati. Inoltre, i cambiamenti che si verificano quando i singoli microtubuli dinamici si organizzano in fasci possono essere monitorati in tempo reale. Il metodo qui descritto consente una valutazione sistematica dell’attività e della localizzazione delle singole proteine, nonché degli effetti sinergici dei regolatori proteici su due diversi sottoinsiemi di microtubuli in condizioni sperimentali identiche, fornendo così intuizioni meccanicistiche inaccessibili con altri metodi.

Introduction

I microtubuli sono biopolimeri che formano scaffold strutturali essenziali per molteplici processi cellulari, che vanno dal trasporto intracellulare e dal posizionamento degli organelli alla divisione cellulare e all’allungamento. Per eseguire queste diverse funzioni, i singoli microtubuli sono organizzati in array di dimensioni micron, come fusi mitotici, assonemi ciliari, fasci neuronali, array interfase e array corticali vegetali. Un motivo architettonico onnipresente trovato in queste strutture è un fascio di microtubuli reticolati lungo le loro lunghezze1. Una caratteristica intrigante di diverse strutture a base di microtubuli è la coesistenza di microtubuli raggruppati e singoli microtubuli non reticolati in stretta vicinanza spaziale. Queste sottopopolazioni di microtubuli possono mostrare dinamiche di polimerizzazione nettamente diverse l’una dall’altra, come necessario per il loro corretto funzionamento2,3,4,5. Ad esempio, all’interno del fuso mitotico, fasci reticolati stabili e singoli microtubuli dinamici sono presenti all’interno di una regione su scala micron al centro cellulare6. Studiare come vengono specificate le proprietà dinamiche delle popolazioni di microtubuli coesistenti è, quindi, fondamentale per comprendere l’assemblaggio e la funzione delle strutture basate sui microtubuli.

I microtubuli sono polimeri dinamici che si alternano tra le fasi di polimerizzazione e depolimerizzazione, passando da una fase all’altra in eventi noti come catastrofe e salvataggio7. La dinamica dei microtubuli cellulari è regolata da una miriade di Microtubule Associated Proteins (MAP) che modulano i tassi di polimerizzazione e depolimerizzazione dei microtubuli e le frequenze degli eventi catastrofici e di soccorso. È difficile studiare l’attività delle MAP su array spazialmente prossimali nelle cellule, a causa dei limiti della risoluzione spaziale nella microscopia ottica, specialmente nelle regioni ad alta densità di microtubuli. Inoltre, la presenza di più MAP nella stessa regione cellulare ostacola le interpretazioni degli studi biologici cellulari. I saggi di ricostituzione in vitro, eseguiti in combinazione con la microscopia TIRF (Total Internal Reflection Fluorescence), aggirano le sfide dell’esame dei meccanismi con cui specifici sottoinsiemi di MAP regolano la dinamica degli array di microtubuli cellulari prossimali. Qui, la dinamica dei microtubuli assemblati in vitro viene esaminata in presenza di una o più MAP ricombinanti in condizioni controllate8,9,10. Tuttavia, i saggi di ricostituzione convenzionali vengono tipicamente eseguiti su singoli microtubuli o su un tipo di array, precludendo la visualizzazione di popolazioni coesistenti.

Qui presentiamo saggi di ricostituzione in vitro che consentono la visualizzazione simultanea di due popolazioni di microtubuli nelle stesse condizioni di soluzione11. Descriviamo un metodo per visualizzare simultaneamente l’attività collettiva di più MAP su singoli microtubuli e su fasci di microtubuli reticolati dalla proteina PRC1 associata al fuso mitotico. La proteina PRC1 si lega preferenzialmente alla sovrapposizione tra microtubuli antiparalleli, reticolandoli9. In breve, questo protocollo consiste nelle seguenti fasi: (i) preparazione di soluzioni stock e reagenti, (ii) pulizia e trattamento superficiale dei coverslip utilizzati per creare la camera di imaging per esperimenti di microscopia, (iii) preparazione di “semi” di microtubuli stabili da cui viene avviata la polimerizzazione durante l’esperimento, (iv) specifica delle impostazioni del microscopio TIRF per visualizzare la dinamica dei microtubuli, (v) immobilizzazione dei semi di microtubuli e generazione di fasci di microtubuli reticolati nella camera di imaging e (vi) visualizzazione della dinamica dei microtubuli nella camera di imaging attraverso la microscopia TIRF, previa aggiunta di tubulina solubile, MAP e nucleotidi. Questi saggi consentono la valutazione qualitativa e l’esame quantitativo della localizzazione MAP e del loro effetto sulla dinamica di due popolazioni di microtubuli. Inoltre, facilitano la valutazione degli effetti sinergici di più MAP su queste popolazioni di microtubuli, in una vasta gamma di condizioni sperimentali.

Protocol

1. Preparare i reagenti Preparare tamponi e reagenti come indicato nelle Tabelle 1 e Tabella 2. Durante l’esperimento, mantenere tutte le soluzioni sul ghiaccio, se non diversamente specificato. Soluzione Componenti Durata di archiviazione consigliata <…

Representative Results

L’esperimento sopra descritto è stato eseguito utilizzando microtubuli biotinilati marcati con fluoroforo da 647 nm, microtubuli non biotinilati marcati con fluoroforo da 560 nm e mix di tubulina solubile marcata con fluoroforo da 560 nm. I microtubuli sono stati reticolati dalla proteina reticolante PRC1 (marcata GFP). Dopo aver generato fasci immobilizzati in superficie e singoli microtubuli (fase 5.11), la camera di imaging è stata montata su un obiettivo di olio TIRF 100X 1,49 NA e visualizzata nei canali di fluore…

Discussion

L’esperimento qui descritto espande significativamente la portata e la complessità dei saggi convenzionali di ricostituzione dei microtubuli, che vengono tradizionalmente eseguiti su singoli microtubuli o su un tipo di array. L’attuale test fornisce un metodo per quantificare e confrontare simultaneamente l’attività map regolatoria su due popolazioni, vale a dire singoli microtubuli e fasci reticolati. Inoltre, questo test consente l’esame di due tipi di fasci: quelli che sono preformati da semi stabili prima dell’iniz…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione del NIH (n. 1DP2GM126894-01) e da fondi del Pew Charitable Trusts e della Smith Family Foundation a R.S. Gli autori ringraziano il Dr. Shuo Jiang per il suo contributo allo sviluppo e all’ottimizzazione dei protocolli.

Materials

(±)-6-Hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid (Trolox) Sigma Aldrich 238813
1,4-piperazinediethanesulfonic acid (PIPES) Sigma Aldrich P6757
18×18 mm #1.5 coverslips  Electron Microscopy Sciences 63787
2-Mercaptoethanol (BME) Sigma Aldrich M-6250
24×60 mm #1.5 coverslips Electron Microscopy Sciences 63793
405/488/560/647 nm Laser Quad Band  Chroma TRF89901-NK
Acetone Sigma Aldrich 320110
Adenosine 5'-triphosphate disodium salt hydrate (ATP) Sigma Aldrich A7699-5G
Avidin, NeutrAvidin® Biotin-binding Protein (Molecular Probes®) Thermo Fischer Scientific A2666
Bath sonicator: Branson 2800 Cleaner Branson CPX2800H
Beckman Coulter Polycarbonate Thickwall Tubes, 11 x 34 mm Beckman-Coulter  343778
Beckman Coulter Polycarbonate Thickwall Tubes, 8 x 34 mm Beckman-Coulter  343776
Biotin-PEG-SVA, MW 5,000 Laysan Bio #Biotin-PEG-SVA-5000
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma Aldrich 2905
Catalase Sigma Aldrich C40
Corning LSE Mini Microcentrifuge, AC100-240V Corning 6670
Delicate Task Wipes Kimtech 34120
Dithiothreitol (DTT) GoldBio DTT10
Emission filter Chroma ET610/75m
Ethanol (200-proof) Decon Labs 2705
Ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 3777
Glucose Oxidase Sigma Aldrich G2133
GMPCPP Jena Bioscience  NU-405
Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate (GTP) Sigma Aldrich G8877
Hellmanex III detergent  Sigma Aldrich Z805939
Immersion oil, Type A Fisher Scientific 77010
Kappa-casein Sigma Aldrich C0406
Lanolin Fisher Scientific S25376
Lens Cleaning Tissue ThorLabs MC-5
Magnesium Chloride (MgCl2) Sigma Aldrich M9272
Methylcellulose Sigma Aldrich M0512
Microfuge 16 Benchtop Centrifuge Beckman-Coulter  A46474
Microscope Slides, Diamond White Glass, 25 x 75mm, 90° Ground Edges, WHITE Frosted Globe Scientific 1380-50W
mPEG-Succinimidyl Valerate, MW 5,000  Laysan Bio #NH2-PEG-VA-5K
Optima™ Max-XP Tabletop Ultracentrifuge Beckman-Coulter  393315
Paraffin Fisher Scientific P31-500
PELCO Reverse (self-closing), Fine Tweezers Ted Pella 5377-NM
Petrolatum, White Fisher Scientific 18-605-050
Plasma Cleaner, 115V Harrick Plasma PDC-001
Potassium Hydroxide (KOH) Sigma Aldrich 221473
Sodium bicarbonate Sigma Aldrich S6014
Sucrose Sigma Aldrich S7903
Thermal-Lok 1-Position Dry Heat Bath USA Scientific 2510-1101
Thermal-Lok Block for 1.5 and 2.0 mL Tubes USA Scientific 2520-0000
Thermo Scientific™ Pierce™ Bond-Breaker™ TCEP Solution, Neutral pH; 500mM Thermo Fischer Scientific PI-77720
TIRF 100X NA 1.49 Oil Objective Nikon CFI Apochromat TIRF 100XC Oil
TIRF microscope Nikon Eclipse Ti
TLA 120.1 rotor Beckman-Coulter  362224
TLA 120.2 rotor Beckman-Coulter  357656
Tubulin protein (>99% pure): porcine brain Cytoskeleton T240
Tubulin Protein (Biotin): Porcine Brain Cytoskeleton T333P
Tubulin protein (fluorescent HiLyte 647): porcine brain Cytoskeleton TL670M
Tubulin protein (X-rhodamine): bovine brain Cytoskeleton TL620M
VECTABOND® Reagent, Tissue Section Adhesion Vector Biolabs SP-1800-7
VWR® Personal-Sized Incubator, 120V, 50/60Hz, 0.6A VWR 97025-630

Riferimenti

  1. Subramanian, R., Kapoor, T. M. Building complexity: insights into self-organized assembly of microtubule-based architectures. Developmental Cell. 23 (5), 874-885 (2012).
  2. Baas, P. W., Rao, A. N., Matamoros, A. J., Leo, L. Stability properties of neuronal microtubules. Cytoskeleton (Hoboken). 73 (9), 442-460 (2016).
  3. Bitan, A., Rosenbaum, I., Abdu, U. Stable and dynamic microtubules coordinately determine and maintain Drosophila bristle shape. Development. 139 (11), 1987-1996 (2012).
  4. Foe, V. E., von Dassow, G. Stable and dynamic microtubules coordinately shape the myosin activation zone during cytokinetic furrow formation. The Journal of Cell Biology. 183 (3), 457-470 (2008).
  5. Pous, C., et al. Functional specialization of stable and dynamic microtubules in protein traffic in WIF-B cells. The Journal of Cell Biology. 142 (1), 153-165 (1998).
  6. Uehara, R., Goshima, G. Functional central spindle assembly requires de novo microtubule generation in the interchromosomal region during anaphase. The Journal of Cell Biology. 191 (2), 259-267 (2010).
  7. Mitchison, T., Kirschner, M. Dynamic instability of microtubule growth. Nature. 312 (5991), 237-242 (1984).
  8. Bieling, P., et al. Reconstitution of a microtubule plus-end tracking system in vitro. Nature. 450 (7172), 1100-1105 (2007).
  9. Bieling, P., Telley, I. A., Surrey, T. A minimal midzone protein module controls formation and length of antiparallel microtubule overlaps. Cell. 142 (3), 420-432 (2010).
  10. Shimamoto, Y., Forth, S., Kapoor, T. M. Measuring pushing and braking forces generated by ensembles of Kinesin-5 crosslinking two microtubules. Developmental Cell. 34 (6), 669-681 (2015).
  11. Mani, N., Jiang, S., Neary, A. E., Wijeratne, S. S., Subramanian, R. Differential regulation of single microtubules and bundles by a three-protein module. Nature Chemical Biology. 17 (9), 964-974 (2021).
  12. Hyman, A. A., Salser, S., Drechsel, D., Unwin, N., Mitchison, T. J. Role of GTP hydrolysis in microtubule dynamics: information from a slowly hydrolyzable analogue, GMPCPP. Molecular Biology of the Cell. 3 (10), 1155-1167 (1992).
  13. Subramanian, R., et al. Insights into antiparallel microtubule crosslinking by PRC1, a conserved nonmotor microtubule binding protein. Cell. 142 (3), 433-443 (2010).
  14. Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging. Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).
  15. Wijeratne, S., Subramanian, R. Geometry of antiparallel microtubule bundles regulates relative sliding and stalling by PRC1 and Kif4A. eLife. 7, 32595 (2018).
  16. Mani, N., Wijeratne, S. S., Subramanian, R. Micron-scale geometrical features of microtubules as regulators of microtubule organization. eLife. 10, 63880 (2021).
  17. Freal, A., et al. Feedback-driven assembly of the axon initial segment. Neuron. 104 (2), 305-321 (2019).
  18. Ledbetter, M., Porter, K. A "microtubule" in plant cell fine structure. The Journal of Cell Biology. 19 (1), 239-250 (1963).
  19. Wijeratne, S. S., Marchan, M. F., Tresback, J. S., Subramanian, R. Atomic force microscopy reveals distinct protofilament-scale structural dynamics in depolymerizing microtubule arrays. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , 119 (2022).

Play Video

Citazione di questo articolo
Mani, N., Marchan, M. F., Subramanian, R. Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy. J. Vis. Exp. (180), e63377, doi:10.3791/63377 (2022).

View Video