In questo manoscritto, dimostriamo le tecniche sperimentali per incapsulare il citoscheletro F-actina in vescicole lipidiche unilamellari giganti (chiamate anche liposomi) e il metodo per formare uno strato di F-actina che imita la corteccia nel foglietto interno della membrana liposomiale.
Il citoscheletro di actina, il principale macchinario meccanico nella cellula, media numerose attività fisiche cellulari essenziali, tra cui la deformazione, la divisione, la migrazione e l’adesione cellulare. Tuttavia, lo studio della dinamica e della struttura della rete di actina in vivo è complicato dalla regolazione biochimica e genetica all’interno delle cellule vive. Per costruire un modello minimale privo di regolazione biochimica intracellulare, l’actina viene incapsulata all’interno di vescicole unilamellari giganti (GUV, chiamate anche liposomi). I liposomi biomimetici sono di dimensioni cellulari e facilitano una comprensione quantitativa delle proprietà meccaniche e dinamiche della rete del citoscheletro, aprendo una strada praticabile per la biologia sintetica bottom-up. Per generare liposomi per l’incapsulamento, viene utilizzato il metodo dell’emulsione invertita (noto anche come metodo di trasferimento dell’emulsione), che è una delle tecniche di maggior successo per incapsulare soluzioni complesse in liposomi per preparare vari sistemi di imitazione cellulare. Con questo metodo, una miscela di proteine di interesse viene aggiunta al tampone interno, che viene successivamente emulsionato in una soluzione di olio minerale contenente fosfolipidi per formare goccioline lipidiche monostrato. I liposomi desiderati sono generati da goccioline lipidiche monostrato che attraversano un’interfaccia lipide/olio-acqua. Questo metodo consente l’incapsulamento di polimeri di actina concentrati nei liposomi con i componenti lipidici desiderati, aprendo la strada alla ricostituzione in vitro di una rete di citoscheletri biomima.
Il citoscheletro di actina svolge un ruolo fondamentale nella costruzione dell’architettura intracellulare della cellula coordinando la contrattilità a livello molecolare e la generazione di forza 1,2,3. Di conseguenza, media numerose attività cellulari essenziali, tra cui la deformazione cellulare4,5, la divisione6, la migrazione 7,8 e l’adesione9. La ricostituzione in vitro delle reti di actina ha guadagnato enorme attenzione negli ultimi anni 10,11,12,13,14,15,16,17. L’obiettivo della ricostituzione è quello di costruire un modello minimo della cellula privo della complessa regolazione biochimica che esiste all’interno delle cellule vive. Ciò offre un ambiente controllabile per sondare specifiche attività intracellulari e facilita l’identificazione e l’analisi di diversi componenti del citoscheletro di actina18,19. Inoltre, l’incapsulamento di reti di actina in vitro all’interno di vescicole unilamellari giganti fosfolipidi (GUV, liposomi) fornisce uno spazio confinato ma deformabile con un confine semipermeabile. Imita il microambiente fisiologico e meccanico del macchinario dell’actina all’interno della cellula 9,20,21,22.
Tra i vari metodi per preparare i liposomi, il metodo di idratazione del film lipidico (noto anche come metodo del gonfiore) è una delle prime tecniche23. Il film lipidico secco idrata con l’aggiunta di tamponi, formando bolle membranose che alla fine diventano vescicole24. Per produrre vescicole più grandi con una resa più elevata, un metodo migliorato che avanza dal metodo di idratazione del film, noto come metodo di elettroformazione25, applica un campo elettrico CA per promuovere in modo efficiente il processo di idratazione26. I principali limiti di questi metodi basati sull’idratazione per l’incapsulamento di actina sono che ha una bassa efficienza di incapsulamento di proteine altamente concentrate ed è compatibile solo con specifiche composizioni lipidiche24. La tecnica dell’emulsione invertita, in confronto, ha meno limitazioni per i componenti lipidici e le concentrazioni proteiche20,27,28,29. In questo metodo, una miscela di proteine per l’incapsulamento viene aggiunta al tampone acquoso interno, che viene successivamente emulsionato in una soluzione di olio minerale contenente lipidi, formando goccioline monostrato lipidiche. Le goccioline lipidiche monostrato attraversano quindi un’altra interfaccia lipide/olio-acqua attraverso la centrifugazione per formare vescicole lipidiche a doppio strato (liposomi). Questa tecnica ha dimostrato di essere una delle strategie di maggior successo per l’incapsulamento di actina24,30. Separatamente, ci sono alcuni metodi di dispositivi microfluidici, tra cui il getto pulsato 31,32, l’espulsione transitoria della membrana33 e il metodo cDICE34. Le somiglianze tra il metodo dell’emulsione invertita e il metodo microfluidico sono il solvente lipidico (olio) utilizzato e l’introduzione dell’interfaccia lipide/olio-acqua per la formazione del foglietto esterno dei liposomi. Al contrario, la generazione di liposomi con il metodo microfluidico richiede una messa a punto di dispositivi microfluidici ed è accompagnata da olio intrappolato tra i due lembi del doppio strato, che richiede un passaggio supplementare per la rimozione dell’olio35.
In questo manoscritto, abbiamo usato la tecnica dell’emulsione invertita per preparare liposomi che incapsulano una rete polimerizzata F-actina come usato in precedenza22. La miscela proteica per l’incapsulamento è stata prima posta in un tampone con condizioni non polimerizzanti per mantenere l’actina nella sua forma globulare (G). L’intero processo è stato eseguito a 4 °C per prevenire la polimerizzazione precoce dell’actina, che è stata successivamente innescata consentendo al campione di riscaldarsi a temperatura ambiente. Una volta a temperatura ambiente, l’actina polimerizza nella sua forma filamentosa (F). Una varietà di proteine leganti l’actina può essere aggiunta alla soluzione tampone acquosa interna per studiare le funzionalità e le proprietà delle proteine, fornendo così ulteriori informazioni sulla sua interazione con la rete di actina e la superficie della membrana. Questo metodo può essere applicato anche all’incapsulamento di varie proteine di interesse36 e oggetti di grandi dimensioni (microparticelle, micronuotatori semoventi, ecc.) vicini alla dimensione dei liposomi finali 28,37.
Diversi passaggi chiave determinano il successo di un’alta resa di liposomi durante il processo di preparazione. Per sciogliere completamente il film lipidico nell’olio, il campione deve essere sonicato fino a quando il film lipidico sul fondo della fiala di vetro scompare completamente. Dopo la sonicazione, la miscela di olio lipidico deve essere conservata durante la notte a temperatura ambiente in condizioni di oscurità affinché le molecole lipidiche si disperdano ulteriormente29. La miscela …
The authors have nothing to disclose.
Riconosciamo il finanziamento di ARO MURI W911NF-14-1-0403 a M.P.M., il National Institutes of Health (NIH) R01 1R01GM126256 a M.P.M., il National Institutes of Health (NIH) U54 CA209992, NIH RO1 GM126256, NIH U54 CA209992, University of Michigan / Genentech, SUBK00016255 e Human Frontiers Science Program (HFSP) numero di sovvenzione RGY0073/2018 a M.P.M. Qualsiasi opinione, risultato, conclusione o raccomandazione espressa in questo materiale è quella degli autori e non riflette necessariamente le opinioni di ARO, NIH o HFSP. S.C. riconosce le fruttuose discussioni con V. Yadav, C. Muresan e S. Amiri.
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1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane | Sigma | D27802-25G | DABCO |
Actin protein (>99% pure): rabbit skeletal muscle | Cytoskeleton, Inc | AKL99-D | non-fluorescent G-actin |
Actin protein (rhodamine): rabbit skeletal muscle | Cytoskeleton, Inc | AR05 | fluorescently labeled actin |
Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate | Sigma | A2383-10G | ATP |
Alexa Fluor 647 dye | ThermoFisher | fluorescent dye | |
Andor iQ3 | Andor Technologies | control and acquisition software for confocal microscope | |
Arp2/3 Protein Complex: Porcine Brain | Cytoskeleton, Inc | RP01P-A | Arp 2/3 |
Calcium chloride dihydrate | Sigma | 10035048 | CaCl2 |
Chamlide Chambers (4-well for 12 mm round coverslip) | Quorum Technologies | incubation chamber | |
Cofilin protein: human recombinant | Cytoskeleton, Inc | CF01-C | cofilin |
Confocal Microscope (63× oil-immersion objective) | Andor Technologies | LEICA DMi8 | |
D-(+)-GLUCOSE BIOXTRA | Sigma | G7528 | glucose |
Dithiothreitol | DOT Scientific | DSD11000-10 | DTT |
Gelsolin Protein: Homo Sapiens Recombinant | Cytoskeleton, Inc | HPG6 | gelsolin |
Hamilton 1750 Gastight Syringe, 500 µL, cemented needle, 22 G, 2" conical tip | Cole-Parmer | UX-07940-53 | glass syringe |
HEPES | AmericanBio | 7365-45-9 | |
ImageJ/Fiji | https://imagej.net/tutorials/ | ||
L-alpha-Phosphatidylcholine | Avanti Polar Lipids Inc. | 97281442 | EPC |
Magnesium chloride | Sigma | 7786303 | MgCl2 |
Mineral oil, BioReagent, for molecular biology, light oil | Sigma | 8042475 | mineral oil |
N-WASP fragment WWA (aa400–501, VCA-His) | VCA-His is purified using lab protocol. The protocol can be provided upon reasonable requests | ||
Oregon Green 488 1,2-Dihexadecanoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamine (Oregon Green 488 DHPE) | Thermo Fisher | O12650 | DHPE |
Potassium chloride | Sigma | 7447407 | KCl |
Sucrose | Sigma | 57-50-1 | sucrose |
β-Casein from bovine milk | Sigma | C6905-250MG |